Methoden Epithelial Transportprotein Funktion und Expression in Mutterdarm und Caco-2-Zellen gezüchtet in 3D zu studieren

Zusammenfassung

Wir beschreiben einfache Methoden der Regulierung der intestinalen Serotonintransporter zu studieren (SERT) Funktion und Expression einer in vitro Zellkulturmodell von Caco-2 - Zellen gezüchtet in 3D und eine ex - vivo - Modell der Maus - Darm verwendet wird . Diese Verfahren sind anwendbar auf die Untersuchung von anderen epithelialen Transportern.

Zusammenfassung

Das Darmepithel hat wichtige Transport- und Barrierefunktionen, die Schlüsselrollen in normalen physiologischen Funktionen des Körpers spielen, während eine Barriere gegen Fremdpartikeln. Impaired epithelialen Transport (ion, Nährstoff oder Arzneimittel) wurden mit vielen Krankheiten verbunden und können Folgen haben, die über die normalen physiologischen Funktionen der Transportunternehmen, wie beispielsweise durch Beeinflussung epithelialen Integrität und den Darm microbiome verlängern. die Funktion und die Regulierung der Transportproteine ​​zu verstehen, ist für die Entwicklung von verbesserten therapeutischen Interventionen kritisch. Die größte Herausforderung bei der Untersuchung von epithelialen Transport entwickelt ein geeignetes Modellsystem, das wichtige Funktionen der nativen intestinalen Epithelzellen rekapituliert. Mehrere in vitro - Zellkulturmodellen, wie Caco-2, T-84 und HT-29-Zellen werden typischerweise Cl.19A in epithelialen Transport Forschung eingesetzt. Diese Zelllinien stellen einen reduktionistischen Ansatz zur Modellierung der epithelium und wurden in vielen mechanistische Studien verwendet worden, einschließlich der Prüfung der epithelial-mikrobiellen Wechselwirkungen. Allerdings Zellmonolayern genau nicht Zell-Zell - Interaktionen reflektieren und die in - vivo - Mikroumgebung. Die Zellen in 3D gewachsen sind, werden vielversprechende Modelle für Studien Arzneimittelpermeabilität gezeigt. Wir zeigen, dass Caco-2-Zellen in 3D verwendet werden können epithelialen Transporter zu studieren. Es ist auch wichtig, dass Studien in Caco-2-Zellen mit anderen Modellen ergänzt werden zellspezifische Effekte auszuschließen und die Komplexität des nativen Darm zu berücksichtigen. Mehrere Verfahren zuvor verwendet wurden, um die Funktionalität von Transportern, wie umgestülpte Sack und die Aufnahme in isolierten Epithelzellen oder in isolierten Plasmamembranvesikel zu beurteilen. Unter Berücksichtigung der Herausforderungen auf dem Gebiet in Bezug auf Modelle und die Messung der Transportfunktion, zeigen wir hier ein Protokoll Caco-2-Zellen in 3D zu wachsen und die Verwendung eines Ussingkammer als beschreibenwirksamer Ansatz Serotonin-Transport, wie in intakten polarisierten Darmepithelien zu messen.

Einleitung

Das Darmepithel ist mit verschiedenen Transportproteine ​​(Kanäle, ATPasen, Co-Transporter und Austauscher) ausgestattet, die aus der Absorption von Nährstoffen reichen, Elektrolyten und Medikamente zur Sekretion von Flüssigkeit und Ionen in dem Lumen zahlreiche Funktionen ausführen. Transportproteine ​​erzeugen elektrochemischen Gradienten, der die Bewegung von Ionen oder Molekülen in vektorieller Weise ermöglichen. Dies wird durch die asymmetrische Verteilung der Verkehrssysteme in den apikalen und basolateralen Membranen polarisierter Epithelzellen erreicht. Zusätzlich tight junctions, die benachbarten Epithelzellen anbinden, eine wichtige Rolle in diesem Prozess spielen, indem sie als Barriere gegen die Diffusion von Komponenten intramembranären zwischen den apikalen und basolateralen Membrandomänen dienen. Geeignete Modellsysteme , die diese charakteristischen Eigenschaften des nativen Darms (dh Polarität, Differenzierung und tight junction Integrität) nachahmt sind entscheidend für die Untersuchung der functionalität von epithelialen Transportsysteme.

In Bezug auf die Modelle, sind die typischen Zelllinien, die derzeit in Darmepithel-Verkehrsforschung Caco-2, ein Modell der ausdifferenzierten, saugfähig Dünndarm-Epithelzellen; und T84 - Zellen oder HT-29 Subklone, Modelle der Krypta abgeleiteten großen intestinalen Epithelzellen ^1. Herkömmlicherweise werden diese Zelllinien als Monoschichten in Kunststoffoberflächen oder in beschichteten Transwell-Einsätzen gewachsen. Trans-Well - Zellkultur - Einsätze zu einem gewissen Grad ähneln der in - vivo - Umgebung von polarisierten Zellen ermöglicht basolaterally zu ernähren. Jedoch ist eine Einschränkung in herkömmlichen 2D-Kultursysteme, dass die Zellen gezwungen werden, einen künstlichen, flachen und steifen Oberfläche anzupassen. Somit wird die physiologische Komplexität der nativen Epithelien nicht genau in einem 2D-System reflektiert wird. Diese Begrenzung wurde durch Methoden überwinden Zellen in 3D in einem bestimmten Mikroumgebung, wie gallertartig Protein Mixtur zu wachsene, eine Vielzahl von extrazellulären Matrixkomponenten , die ^{2, 3.} Dennoch können die in vitro - Kulturen nicht die Komplexität des Darmepithels simulieren, die multiple Zelltypen und regionsspezifischen Architektur im Darm hat. So erfordern die Studien unter Verwendung von Zellkulturmodellen weitere Validierung im nativen Darm. Unter Verwendung der in vitro Zellkultur - 3D und Maus Darmschleimhaut, beschreiben wir hier einfache Methoden der Regulierung der Darmserotonintransporter zu studieren (SLC6A4, SERT).

Der SERT transporter regelt die extrazelluläre Verfügbarkeit eines wichtiges Hormon und Neurotransmitter 5-Hydroxytryptamin (5-HT), indem sie durch einen Na ⁺ / Cl rasch transportieren ^- -abhängigen Prozesses. SERT ist ein bekanntes Ziel von Antidepressiva und als ein neues therapeutisches Ziel von GI Störungen wie Durchfall und Darmentzündung kürzlich entstanden.Methods 5-HT-Aufnahme in intestinalen Epithelzellen zu untersuchen, die zuvor beschrieben wurden. Beispielsweise auf Kunststoffträger oder permeablen Einsätzen Caco-2 - Zellen wurden bei ⁴ Fluoxetin empfindlichen ³ H-5-HT - Aufnahme zeigen sowohl apikalen und basolateralen Domänen gewachsen gezeigt. Die Messung der SERT - Funktion in isolierten Pinsel-Vesikeln (gereinigten BBMVs) aus menschlichen Organspender Dünndarm hergestellt wurde auch von uns ⁵ beschrieben worden ist . ³ H-5-HT - Aufnahme in den menschlichen BBVMs wurde gezeigt , Fluoxetin empfindlich und Na ⁺ / Cl sein ^- -abhängigen, und es zeigte Sättigungskinetik mit einem K _m von 300 nM ^{5. 6} Unter Verwendung ähnlicher Verfahren, auch wir vorher SERT Funktion als ³ H-5-HT - Aufnahme in Maus - Darm-gereinigten BBMVs gemessen. Jedoch erfordert die Herstellung von reinen Plasmamembran-Vesikel, eine große Menge von Gewebe-Schleimhaut. Andere Verfahren, wie die radiogphische Visualisierung von ³ H-5-HT - Aufnahme - Sites, haben auch zuvor bei Meerschweinchen und Ratten - Dünndarm ⁷ gezeigt.

Der Ussing-Kammer bietet eine physiologische System den Transport von Ionen, Nährstoffe und Medikamente in verschiedenen epithelialen Geweben zu messen. Der Hauptvorteil der Ussing-Kammer-Technik ist, dass es die genaue Messung der elektrischen und Transportparameter an intaktem, polarisierter Darmepithel ermöglicht. Ferner kann der Einfluss des intrinsischen neuromuskulären Systems, seromuskuläre Abisolieren von Darmschleimhaut zu minimieren ⁸ die Regulierung der Transporteure in dem Epithel zu untersuchen , durchgeführt werden.

Wir zeigen, dass Caco-2 in 3D gezüchteten Zellen auf gallertartig Protein ein hohles Lumen deutliche apikale und basolaterale Marker exprimieren, bilden. Diese Zellen zeigen eine höhere Expression von SERT als 2D Caco-2-Zellen. Methoden 3D-Zellen zu wachsen und zu perform Immunfärbung oder RNA und Protein-Extraktion beschrieben. Darüber hinaus beschreiben wir Verfahren SERT Funktion und Regulation von TGF-β1, ein pleiotrope Cytokine, in Dünndarmschleimhaut unter Verwendung einer Ussing-Kammer-Technik zu studieren.

Protokoll

1. Untersuchung der intestinalen Transporters in einer 3D-Kultursystem von Caco-2: Wachsende 3D Caco-2-Zellkultur auf einem Gelatinous Proteinmischung

1. Auftau-Wachstumsfaktor gelatinösen Proteingemisch für 8 h auf Eis reduziert (oder O / N) bei 4 ° C. Nach dem Auftauen machen 1 ml oder 500 & mgr; l-Aliquots für die Anwendung oder bei -20 ° C für die spätere Verwendung.
2. Am Tag der Kultur, vorzukühlen Die Kulturplatten (für RNA und Proteinextraktion) oder gekammert Folien (Immunfärbung) auf Eis. In 30 ul gallertartig Proteinmischung in jede Vertiefung einer acht gut chambered-Objektträger aus Glas (oder 120 & mgr; l pro Vertiefung einer 6-Well-Platte) und gleichmäßig verteilt. Achten Sie darauf, keine Luftblasen während des Prozesses zu erzeugen.
3. Platzieren Sie die Folien / Platten in einem Zellkulturbrutschrank bei 37 ° C für 15 - 30 min und erlauben die gelatinöse Proteinmischung zu verfestigen.
4. Während die gelatinöse Proteingemisch Verfestigen trypsinize eine konfluente Kolben von Caco-2-Zellen.
5. Zählen Sie die Anzahlvon Zellen und für 5 min bei 500 xg sie in einer Tischzentrifuge drehen. Resuspendieren des Zellpellets in 3D Caco-2 Medium nach Bedarf.
6. Samen der Glaskammer gleitet bei 4.000 Zellen pro Vertiefung (für Teller, 20.000 pro Vertiefung). Lassen Sie die Zellen bei 37 ° C in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator wachsen. Ändern Medium alle 3 - 4 D.

2. Immunfluoreszenzanfärbung für Epithelial Transporters in 3D Caco-2-Zellen: Tag 1

1. Anzusaugen, das Medium und fixieren die Zellen mit 400 ul 2% Paraformaldehyd (PFA) (in PBS mit pH auf 8,5 mit NaOH eingestellt) für 30 min bei RT.
   HINWEIS: PFA-Lösung sollte nicht für mehr als 1 Woche bei 4 ° C, und frisch zubereitete Lösung verwendet werden, können gespeichert werden. ACHTUNG: PFA ist hochgiftig und ein potenzielles Karzinogen. Fassen Sie sie mit Vorsicht in einer chemischen Haube und mit persönlicher Schutzausrüstung.
2. Spülen Sie die Vertiefungen zweimal mit 1x PBS und speichern Sie die Folien bei 4 ° C in PBS (400 & mgr; l /Gut). Einmal festgelegt wurden, bei 4 ° C bis zu einer Woche.
3. Wärmen Sie die Kammer gleitet auf RT (dies wird die gallertartig Proteinmischung Bett verhärten und machen es zu aspirieren während der Waschschritte leicht).
4. Permeabilisierung der Zellen mit 0,5% Triton in PBS für nicht länger als 15 min.
5. Bereiten PBS-Glycin - Puffer (130 mM NaCl, 7 mM Na ₂ HPO _4, 3,5 mM NaH ₂ PO ₄ und 100 mM Glycin). Spülen 3x mit 1x PBS-Glycin für 10 min jeweils bei RT.
6. Bereiten Immunofluoreszenz Puffer (IF): 130 mM NaCl, 7 mM Na ₂ HPO _4, 3,5 mM NaH ₂ PO _4, 100 mM Glycin, 7,7 mM NaN _3, 0,1% BSA, 0,2% TritonX-100 und 0,05% Tween-20 .
7. Waschen 3x in IF für jeweils 10 min bei RT puffern. Block in 5% normalem Ziegenserum (NGS) in IF-Puffer. Inkubieren mit dem primären Antikörper verdünnt in IF + 1% Ziegenserum, 200 & mgr; l / Vertiefung, für 1 bis 2 h bei RT. Waschen Sie mit IF-Puffer 3x je 10 min.
8. Inkubieren mit sekundärem AntiKörper (1: 200), verdünnt in IF + 1% NGS, 200 & mgr; l / Vertiefung, 1 h bei RT.
9. Waschen Sie mit IF-Puffer dreimal für jeweils 10 min. Halten Sie die Folien in der Dunkelheit von diesem Schritt an. Heben die Kunststoffkammern von den Glasobjektträger durch die Kammer Schieber in einer schwarzen Halterung platziert und ein weißes Hebers durch den Halter bis zu ihrer Kante in Kontakt mit dem Rand der Mulden gleiten. Ziehen Sie die Kammern nach oben (der Halter und Heber sollte mit den Kulturträger kommen).
10. Montieren Sie mit langsamen anti-fade Medium und lassen Sie es 10 Minuten lang bei RT trocknen.
11. Sobald vollständig getrocknet, versiegeln Sie die Dias mit Nagellack und Bild sie mit der konfokalen Mikroskopie. Speichern der Objektträger bei 4 ° C für zwei Wochen oder bei -20 ° C für mehrere Monate.

3. RNA und Protein Extraktion aus 3D-Caco-2-Zellen

1. Behandeln die kultivierten Zellen auf gelatinösen Proteinmischung für 12 bis 14 d mit einem Testmittel, wie TGF- β1 (10 ng / ml, 1 h).
2. Nach der Behandlung, waschen Sie die Zellen mit 1x PBS. Halten Sie die Zellen auf Eis für 30 min die gelatinöse Proteingemisch zu verflüssigen.
3. Waschen der Vertiefungen mit PBS gekühlt und die Zellen in einzelnen Zentrifugenröhrchen sammeln. Sammle die Zellen unter Verwendung von Niedergeschwindigkeits-Zentrifugation bei 500 xg und 4 ° C für 10 min. Extrahieren Sie die RNA unter Verwendung von Standardverfahren und verwenden Echtzeit-RT-PCR.
4. Für die Proteinextraktion, lysieren die Zellen 1x Zelllysepuffer mit 1x Protease-Inhibitor-Cocktail ergänzt werden. Zell-Lyse-Puffer zu dem Pellet, lysieren die Zellen durch Beschallung und entfernen die Zelltrümmer durch Zentrifugation bei 7.500 xg und 4 ° C für 10 min nach der Zugabe.

4. Messung der 5-HT-Uptake in Maus-Ileum Verwendung einer Ussingkammer: Intestinale Vorbereitung und seromuskuläre Stripping

1. Nach Euthanasie, sezieren die Mäuse und entfernen Sie den Dünndarm (nach dem Magen und vor dem Blinddarm). Teilen Sie den Dünndarm in drei Teile. Entsorgen Sie das mittlere Drittel, verwenden Sie den proximalen Drittelals Jejunum und das distale Drittel Ileum verwenden. Vermeiden Sie den Darm von seiner mesenteric Befestigung ziehen Beschädigung des Epithels zu verhindern. Halten Sie den Gewebeschnitt kalt indem sie sie mit eiskaltem Krebs-Ringer-Bicarbonat (KBR) Puffer abdeckt.
2. Öffnen Sie den Darm in Längsrichtung mit einer Schere. Inkubieren frisch ausgeschnittenen Darmabschnitte in eiskaltem, Begasung KBR 1 uM Indometacin für 10 Minuten, bevor die seromuskuläre Strippen enthält.
3. Pin der Darmabschnitt (~ 1 cm in der Länge) Schleimhautseite nach unten auf eine Platte, enthaltend 7% Agarose oder gehärtetes Silikonelastomer (0,5 cm dick).
4. Isolieren Sie die seromuskuläre Schichten unter einer Dissektion Stereomikroskop mit Bodenbeleuchtung. Schneiden Sie die seromuskuläre Schicht eine Feder Skalpellklinge verwendet wird. Verwenden feinen Pinzette die Kante der Schicht entlang der Längsachse des Darmes zu erhalten.
   HINWEIS: Während der Stripping-Verfahren, die Bodenbeleuchtung des Stereomikroskops hilft Bereiche mit Peyer-Plaques zu identifizieren und zu vermeidenes.
5. Nach dem Abschluss der seromuskuläre Strippen, montieren Sie die Schleimhaut sorgfältig auf die Stifte einer Ussing Halbkammer. Während des gesamten Prozesses, achten Sie auf gestrippt Schleimhautgewebe durch die Kanten zu halten es nicht reißt.

5. Equilibrierung und Gewebebehandlung

1. Bereiten Kreb-Lösung: 115 mM NaCl, 25 mM NaHCO _3, 2,4 mM K ₂ HPO _4, 1,2 mM CaCl _2, 1,2 mM MgCl ₂ und 0,4 mM KH ₂ PO ₄ bei pH 7,4, begast mit 95% O _2/5% CO ₂ bei 37 ° C. Zugabe von 10 mM Glucose, um die Serosa Bad als Energiesubstrat und 10 mM Mannit in die Schleimhaut Bad zu dienen der osmotische Gleichgewicht zu halten.
   HINWEIS: Kreb-Lösung mit L-Ascorbinsäure (100 & mgr; M) und Pargylin (100 uM, Monoaminoxidase-Hemmer) ergänzt wird intrazellulär 5-HT-Abbau zu verhindern.
2. Setzen Sie den Schieber in die Kammer sowohl die apikal (Luminal) si aussetzende und der basolateralen (Serosa) Seite des Gewebes zu Kreb-Lösung.
3. Nach einer Äquilibrierungsperiode von 10 min, 30 min auf der apikalen Seite für J _ms (Schleimhaut-to-Serosa Fluss) die Ileum - Gewebe mit Fluoxetin (10 uM) vorzubehandeln.
4. Behandlung des Gewebes mit TGF-β1 (10 ng / ml) für 1 h auf basolateralen Seite und dann inkubiert mit ³ [H] -5-HT (20 nM) für 30 min auf der apikalen Seite.

6. Quantifizierung der Mucosal zu serösen Flux (J _ms) und ³ [H] -5-HT Akkumulation im Gewebe

1. Sammeln 0,75 ml Aliquots aus dem serösen Reservoir (insgesamt 5 ml) , um die Radioaktivität in einem Flüssigszintillationszähler zu messen und Schleimhaut-to-Serosa (J _ms) Flussraten zu berechnen; Fluoxetin empfindlichen Fluss stellt ³ [H] -5-HT - Aufnahme-SERT vermittelt.
2. Um zu vermeiden, hydrostatische Druckdifferenzen über die Schleimhaut während einer Fluss Zeit nehmen Proben aus der Serosaseite und relegen Sie sie mit identischen Volumina Bad-Medium.
   HINWEIS: Die Flussberechnung korrigiert um die Verdünnung des Endes Probe (4,25 ml / 5 ml = 0,85).
3. Für die Quantifizierung von ³ [H] -5-HT im Gewebe angesammelt hat , absitzen die Schleimhaut vom Schieber, waschen Sie es einmal mit eiskaltem KRB - Puffer, und legen Sie sie in Kulturröhrchen Glas.
4. Inkubiere die Schleimhaut in 0,5 ml 10% KOH über Nacht bei 37 ° C. Messen der Radioaktivität in 150 & mgr; l-Aliquots der Lysate (in dreifacher Ausführung) mit einem Flüssigkeits-Szintillationszähler verwendet wird.
5. Aliquots (3 bis 5 & mgr; l) der Lysate Proteinkonzentration unter Verwendung des Bradford-Methode zu messen.
   HINWEIS: 10 ml Inkubationsmedium radioaktiven serotonin enthält, als Standard verwendet wird. 5-HT erhalten in das Gewebe wird als pmol / mg Protein / min ausgedrückt.

Ergebnisse

Immunfärbung in 3D Caco-2 Zysten ist in Abbildung 1 dargestellt. Ein repräsentatives Bild eines XY-Ebene zeigt gut abgegrenzte Lumen in der 3D - Zyste gefärbt mit Phalloidin Aktin ist in 1A dargestellt. Die Seite, die dem Lumen zugewandt bezeichnet die apikalen Seite. Epithelialen Zellen in einer 3D Umgebung Ergebnis in einem robusten epithelialen Phänotyp. Verschiedene Caco-2 Zysten am Tag 12, wenn Aktin und SERT waren co-gefärbt, sind in 1B

Diskussion

Ausdifferenzierten Monolayern Caco-2 - Zell haben ausgiebig Darm Transport zu studieren ^{10, 11, 12, 13, 14, 15} als polarisierte epitheliale Monolayern verwendet worden. Um jedoch die physiologischen Organisation der intestinalen Epithelzellen zu imitieren, hat es ein beträchtliches Interesse an der Entwicklung eines Caco-2-K...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
10x PBS	ATCC	ATCC® HTB&schüchtern; 37&Handel;	Zellen
10x PBS	Carl Zeiss		Mikroskop für konfokale Bildgebung
3[H]-5-HT	LabtekII	152453	Kultivierung von Zellen für die Mikroskopie
5-HT	Gibco	70013-032	Kein Gefahrstoff
95% O2- 5% CO2 Zylinder	KPL	71-00-27	Kein Gefahrstoff
Agar (für Agarplatten)	Fischer	BP151-100	Akute Toxizität,
Ora-Agar (für Elektrode)	Sigma	G7126-1KG	Kein Gefahrstoff
Alexa Fluor Phalloidin	Sigma	C3867-1VL	Kein gefährlicher Stoff
Rinderserumalbumin (BSA)	Sigma	P6148-500G	Gesundheitsschädlich bei Verschlucken oder Einatmen
CaCl2	LifeTechnologies	A12380	Kein gefährlicher Stoff
Caco-2-Zellen	Sigma	A8806-5G	Kein gefährlicher Stoff
Zelllysepuffer	Fischer	BP337-100	Kein gefährlicher Stoff Gefahrstoff
Chabered Objektträger	Sigma	S5886-1KG	Kein gefährlicher Stoff
Kollagen Typ-1 Lösung	Sigma	S8045-500G
Elektroden	Sigma	S-0876
EMEM	Gibco by Life Technologies	25200-056
Fötales Rinderserum (FBS)	Corning	356234	Verwendung als extrazelluläre Matrix
Fluoxetin	Qiagen	74104
Gentamicin	ATCC	30-2003	Zellkulturmedien
Glycin	Cell Signaling, Danvers, MA
Hepes	Roche	11836145001
Indomethacin	Gibco von Life Technologies	15070-063
K2HPO4	Gibco von Life Technologies	15710-064
KOH	Gibco von Life Technologies	15630-080
L-Ascorbinsäure	Gibco by Life Technologies	10082147
Flüssigszintillationszähler	Gibco by Life Technologies	70013--032
LSM710 Meta	Physiologic Instruments, San Diego, Kalifornien;	EM-CSYS-8
Mannitol	Physiologische Instrumente, San Diego, Kalifornien;	P2304
Matrigel	Physiologische Instrumente, San Diego, Kalifornien;	VCC MC8
MgCl2	Physiologische Instrumente, San Diego, CA	DM MC6
Mehrkanal-Spannungs-/Stromzange	für physiologische Instrumente, San Diego, Kalifornien;	P2300
NaCl	Physiologische Instrumente, San Diego, Kalifornien;	P2023-100
NaCl	Fisher Scientific, Hampton, NH	BP1423
NaHCO3	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	S5886
Normales Ziegenserum (NGS, 10%)	Fisher Scientific, Hampton, NH	S233
Paraformaldehyd (PFA)	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	P288
Pen-Strp	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	C3881
Reagenz für Proteinassays	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	10420
Proteinase-Inhibitor-Cocktail	MEDOX, Chicago, IL	Typ G-12300
RNA easy Mini-Bausatz	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	M4125
Einkanal-Elektrodeneingangsmodul	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	A92902
Schieber für Snapwell-Kammern	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	H9523
Natriumphosphat (Na2HPO4)	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	F132
Natriumhydroxid (NaOH)	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	T7039
TGF-β 1	Perkin-Elmer, Waltham, MA	NFT1167250UC
Triton X-100	Packard Instruments, Downers Grove, IL	B1600
Trypsin EDTA	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	221473
Tween-20	Bio Rad Laboratories, Hercules, CA	5000006
Ussing Chamber (nur Kammer)	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	I7378
Ussing Chamber Systems	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	A1296