Methodenartikel

Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

DOI:

10.3791/55936

⸱

1. Januar 2018

 ,  ,  , 
1The Institutes of Brain Science, the State Key Laboratory of Medical Neurobiology, the Collaborative Innovation Center for Brain Science, Fudan University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll beschreibt die Stabilisierung der Sauerstoffgehalt in einem kleinen Volumen der recycelten Puffer und methodischen Aspekten der Aufnahme aktivitätsabhängige synaptische Plastizität in getauchten akute hippocampal Scheiben.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obwohl Experimente an Hirnschnitten seit 1951 im Einsatz gewesen, noch Probleme, die die Wahrscheinlichkeit, dass eine stabile und erfolgreiche Analyse der synaptischen Übertragung Modulation bei potenziellen oder intrazellulären Feldaufnahmen zu reduzieren. Dieses Manuskript beschreibt methodische Aspekte, die bei der Verbesserung der experimenteller Bedingungen für die Aufrechterhaltung der akuten Hirnschnitten und zum Aufzeichnen von Feld exzitatorischen postsynaptischen Potenziale in einer handelsüblichen untertauchen Kammer hilfreich sein könnten mit einem Abfluss-Carbogenation. Die Abfluss-Carbogenation hilft, um den Sauerstoffgehalt in Experimenten zu stabilisieren, die verlassen sich auf das recycling von einem kleinen Puffer Reservoir zur Verbesserung der Wirtschaftlichkeit der Droge Experimente. Darüber hinaus präsentiert das Manuskript repräsentative Experimente, die die Auswirkungen von verschiedenen Carbogenation-Modi und Stimulation Paradigmen auf die aktivitätsabhängige synaptische Plastizität der synaptischen Übertragung untersuchen.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1951 wurden die ersten gemeldeten akuten Gehirn Slice Experimente durchgeführt1. 1971, nach erfolgreichen in-vitro- Aufnahmen von Piriform Rinde2,3 und die Entdeckung, dass hippocampale Neuronen quer entlang der Septotemporal Achse des Hippocampus4, eines miteinander der in-vitro- Ersteinspielungen von hippocampal neuronalen Aktivität erreicht5war. Die Ähnlichkeit der neurophysiologischen oder Neurostructural Parameter der Neuronen in Vivo und in Vitro Bedingungen sind noch Gegenstand der Debatte6, aber im Jahr 1975, Schwartzkroin7 darauf hingewiesen, dass die basale Eigenschaften der Neuronen werden in Vitro beibehalten und die Hochfrequenz-Stimulation (z.B. Tetanization) der Afferenzen in der hippocampal Bildung induziert eine lang anhaltende Erleichterung der synaptischen Potentiale8. Elektrophysiologische Aufzeichnung von neuronaler Aktivität in Vitro stark erweitert die Studie der zellulären Mechanismen aktivitätsabhängige synaptische Plastizität9,10, 1973 von Bliss entdeckt worden war Et al. 11 in in Vivo Experimente mit Kaninchen.

Die Untersuchung von neuronaler Aktivität oder Signalwege in Gehirnscheiben und besonders in akuten hippocampal Scheiben, ist jetzt ein Standardwerkzeug. Jedoch schon überraschend, in-vitro- Experimente standardisiert werden, wie durch die mehrere Ansätze, die für die Erstellung und Pflege von akuten hippocampal Scheiben bestehen. Reid Et al. (1988) 12 überprüft die methodischen Herausforderungen für die Aufrechterhaltung der akuten Hirnschnitten in verschiedene Arten von Slice-Kammern und die Entscheidungen des Badens Medium, pH-Wert, Temperatur und Sauerstoff. Diese Parameter sind immer noch schwer zu kontrollieren in der Aufnahme Kammer durch die maßgefertigte Elemente der in-vitro- Slice-Aufnahme-Setups. Publikationen finden Sie, dass einige methodischen Herausforderungen und das überwinden helfen, neue Arten von Überflutung Slice Kammern, z. B. eine interstitielle 3D Microperfusion System13, eine Kammer mit verstärkten Laminar-Flow und Sauerstoff beschreiben könnte liefern Sie14, ein System mit computergesteuerten Temperatur Kontrolle15und ein Mehrkammer-Aufnahme System16. Da diese Kammern nicht leicht zu bauen sind, verlassen sich die meisten Wissenschaftler auf handelsüblichen Slice Kammern. Diese Räume können auf einem Mikroskopsystem, so dass die Kombination der Elektrophysiologie und Fluoreszenz-imaging-17,18,19montiert werden. Da diese Kammern die Gehirnscheiben in künstlichen Liquor cerebrospinalis (ACFS) unter Wasser halten, muss eine hohe Durchflussrate der Pufferlösung beibehalten werden, erhöht die Kosten der Droge-Anwendung. Zu diesem Zweck haben wir ein Recyclingsystem Perfusion mit Abfluss-Carbogenation integriert, die genügend Stabilität für die Langzeitaufzeichnung von Feld-Potenziale in einer Überflutung Slice Kammer mit einem relativ kleinen ACFS Volume bereitstellt. Darüber hinaus zusammengefasst wir wie die Verwendung von diesem experimentellen Carbogenation/Perfusion System das Ergebnis der Tätigkeit-abhängige synaptische Plastizität10 auswirkt und wie Hemmung der eukaryotischen Dehnung Faktor-2 Kinase (eEF2K) moduliert synaptische Getriebe20.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Tiere wurden im Einklang mit den etablierten Standards der Pflege der Tiere und Verfahren des Institute of Brain Science und State Key Labor der medizinischen Neurobiologie der Fudan University, Shanghai, China aufrechterhalten.

1. Vorbereitung der Lösung

Hinweis: Siehe Tabelle der Materialien.

  1. Bereiten Sie den slicing Puffer (modifizierte Gey-Lösung): 92 mM NaCl, KCl, 1,25 mM NaH2PO4, 30 mM Nahco33, 2, 5 mM 25 mM Glukose, 20 mM HEPES, 3 mM Na+-Pyruvat, 10 mM MgSO4und 0,5 mM CaCl2.
  2. Stellen Sie den pH-Wert auf 7,6 mit 1 M NaOH ohne Carbogenation.
  3. Speichern des Puffers bei 4 ° C.
    Hinweis: Die Titration klärt die trübe Flüssigkeit. Die Osmolalität ist 305-310 mOsm. Die Carbogen21 enthält 5 % Kohlendioxid und 95 % Sauerstoff.
  4. Vorbereiten der ACFS durch Verdünnung eine 10-fach-Stammlösung der ACFS, die keine Bikarbonat und Glucose, enthält geben eine endgültige Zusammensetzung des: 124 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 2,5 mM CaCl2, 2 mM MgCl2und 1,25 mM KH2PO4.
  5. Fügen Sie Bikarbonat und Glukose um 10 mM Glukose und 26 mM Nahco33erreichen.
  6. Carbogenate der ACFS durch eine perforierte Silikonschlauch mit einem blockierten Ende sofort nach dem Hinzufügen der Nahco3-3.
  7. Messen Sie den pH-Wert während der Carbogenating (pH 7,3-7,4).
    Hinweis: Die Pufferkapazität kann leicht durch die Veränderung der Menge an Nahco33angepasst werden. Da die daraus resultierenden pH-Wert temperaturabhängig ist, ist es notwendig, den daraus resultierenden pH-Wert während der Carbogenating bei der Arbeitstemperatur (z. B. 30 ° C) zu überprüfen.

2. Vorbereitung des akuten Hippocampal Scheiben

Hinweis: Siehe Tabelle der Materialien.

  1. Legen Sie ein Slice-Holding-Netz in eine Inkubation Kammer für akute Gehirnscheiben, füllen Sie die Kammer mit ACFS und Carbogenate (4-6 L/h) für mindestens 30 min22 bei 28-30 ° C.
  2. Cool die chirurgischen Instrumente bis auf 2 bis 4 ° C.
  3. Ort ein Becherglas gefüllt mit kalt- und Carbogenated schneiden Puffer (2 bis 4 ° C), in ein Eis-Wasser-Gemisch, in der Nähe der Vibratome beibehalten.
  4. Ratten oder Mäusen zu betäuben, bis die Hornhaut Reflexe (30-50 s) verschwinden mit Isofluran indem man 500 µL einer 2 L-Glas-Glas oder 12,5 µL in einem 50 mL-Tube.
  5. Isolieren des Gehirns mit einer Methode beschrieben und dargestellt im Detail in den Publikationen der Mathis Et al. (2011) 23 und Yuanxiang Et al. (2014) 24.
  6. Cool das Gehirn 2-4 ° c in einem eiskalten slicing Puffer (für mindestens 2 min) vor das Kleinhirn sezieren und Trennung der Hemisphären.
  7. Verwenden Sie eine kalte chirurgischen Klinge, um ein Stück des dorsalen Cortex in einem Winkel von 70 ° entlang der dorsalen Kante jeder Hemisphäre25 quer Scheiben von den ventralen und den mittleren Teil des Hippocampus, zu untersuchen, wie in Abbildung 1C und E.
  8. Übertragen Sie mit einem kalten dental Zement Spachtel eine Halbkugel auf ein Stück Filterpapier kurz trocknen die erstellte Fläche (ca. 1-2 s).
  9. Montieren Sie die beiden Hemisphären mit frisch geschnittenen Oberflächen auf der eiskalten slicing-Plattform mit schnell wirkenden Klebstoff Leim; haben Sie die kaudalen Ende der Hemisphären Fläche die Rasierklinge (Abbildung 1D).
  10. Die Slice-Plattform in die Kühlkammer ein Vibratome und füllen Sie die Kammer mit dem slicing Puffer (2 bis 4 ° C). Carbogenate mit einem perforierten Silikonschlauch.
  11. 350 µm-Scheiben mit angemessenen Vibratome Einstellungen (z. B. Klinge Vorwärtsgeschwindigkeit: 1,2 mm/s, Klinge Amplitude: 1 mm).
  12. Isolieren die hippocampale Bildung aus dem Subiculum und dem entorhinalen Cortex mit zwei Injektion Kanülen (> 28 G) als Schere.
  13. Entfernen Sie die Luftblasen aus dem Slice-Holding-Netz der zuvor vorbereiteten Inkubation Kammer mit einer Pasteurpipette.
  14. Übertragen Sie die Scheiben, die gewisse Transparenz an das Stratum Pyramidale von der Schneid-Plattform auf dem Netz der Inkubation Kammer haben. Vermeiden Sie Falten, stretching, Überschneidungen und schweben durch Absaugen ACFS und die Scheibe in einem großen Mund Pasteurpipette.
    Hinweis: Die ganze Prozedur (Schritt 2.5-2.14) kann 5-10 Minuten dauern; Daher ist es wichtig, die Temperatur der Pufferlösung im Laufe der Zeit weiterhin bei 4 ° c zu überprüfen
  15. Inkubieren Sie die Scheiben bei 30 ° C für mindestens 1,5-2 h in der Inkubation Kammer und bieten Sie Carbogen bei 4-6 L/h.
    Hinweis: Stellen Sie die Durchflussmenge des Carbogen zirkulieren den Puffer in den Inkubator, sondern verhindern, dass die Scheiben schweben.

(3) Änderungen der Carbogenation für das ACFS Recycling von kleinen Stauseen

  1. Fügen Sie einen 3-Wege-Rohr-Anschluss bis zum Ausfluss des recycling-Systems (Abbildung 2B).
  2. Anschließen Sie den mittleren Arm des 3-Wege-Rohr-Verbinder mit einem Carbogen Zuleitung und regulieren Sie die Durchflussmenge mit einem Luftstrom Meter (ca. 3-4 L/h, Abbildung 2D und Abbildung 4C).
  3. Fügen Sie einen zweiten Rohr 3-Wege-Connector auf den Zufluss des recycling-Systems. Schließen Sie den mittleren Arm an das Rohr mit Blick auf die Inline-Heizung, am Oberarm zu einem dünnen Silikonschlauch (10 cm Länge) und der Unterarm mit dem Zustrom Schlauch aus dem Reservoir (Tiefpass-Filter; Abbildung 4 ( C).
  4. Legen Sie den Schlauch Squeezer auf einen dünnen Silikonschlauch (OD: 2 mm) an einer Position entlang dem Rohr wo das Pulsieren der ACFS in der Slice-Kammer, erzeugt durch die peristaltischen Pumpe befindet sich an seinem Minimum.
    Hinweis: Die Abfluss-Carbogenation (Abfluss-Carb.) Änderung verringert die Empfindlichkeit der Carbogenation Ebene, um die Lautstärke des ACFS Reservoirs, die Recyclingquote, ACFS und relative Rohr positioniert in kleinen ACFS Stauseen (< 50 mL; ( Abbildung 3). Bezüglich der Tiefpass-Filter reduziert eine bestimmte Menge an Luft in der dünnen Silikonschlauch das Pulsieren der ACFS Strömung; Daher sollte der Schlauch meist mit Luft befüllt werden.

4.Aufnahme synaptische Antworten in einer Überflutung Slice Kammer

Hinweis: Siehe Tabelle der Materialien.

  1. Vorwärmen der ACFS Lösung in einem Wasserbad auf ca. 28-30 ° C (Dies verhindert Blasenbildung in der Aufnahme-Kammer).
  2. Starten Sie das recycling-System (4-5 mL/min) und aktivieren Sie die Inline-Heizung um das System für mindestens 1 h equilibrate.
  3. Weichen Sie ein kleines Stück Linsenreinigung Papier und eine Nylon-Netzgewebe für ein paar Minuten (Abbildung 4) auf eine u-förmige Platindraht in der Überflutung Slice Kammer fixiert.
  4. Entfernen Sie den u-förmigen Platindraht.
  5. Schalten Sie das recycling und legen Sie eine Scheibe auf der Linse Reinigungspapier.
  6. Sofort das Slice-Holding-Netz auf das Slice, schalten Sie die Pumpe, und lassen Sie die Scheibe für 30 min equilibrate ohne Eintauchen das Ziel in der ACFS.
  7. ACFS Borosilikat-Mikropipette (d. h. die Aufnahme-Elektrode) einfüllen (Tipp Widerstand: 1-2 MΩ, 1/3 mit ACFS gefüllt) und in die Pipette Halterung zu montieren.
  8. Die Isolierung des Metall Stimulationselektrode überprüfen, indem es in Nahco33 Lösung (> 40 mM). Verbinden Sie die Elektrode am Minuspol Ein Gleichspannungserzeuger (1-2 V, Pluspol: Silber oder Platin Draht), und beobachten Sie die Blasenbildung an der Spitze unter dem Mikroskop Dissektion (> 60 X Vergrößerung).
  9. Setzen die getesteten Epoxy-isolierte Wolfram Stimulationselektrode in den Manipulator-Halter und die Referenz Drähten in der Slice-Kammer.
  10. Fügen Sie eine zweite Referenzelektrode in die Kammer und schließen Sie es an die Referenz-Buchse des Headstage der Aufnahme-Elektrode (Abb. 4A).
  11. Klicken Sie in der Verstärker-Steuerungssoftware auf das Feld "Null Klammer-Modus" und fahren Sie durch Doppelklicken auf das Feld "Output gain Liste". Wählen Sie einen Gewinn von "100", doppelklicken Sie auf das "high-Pass Filter Listenfeld (Bessel)," wählen Sie "0,1 Hz", und doppelklicken Sie auf das "low Pass Filter Listenfeld (AC)" wählen Sie "3 kHz."
  12. Klicken Sie in der Recording-Software, die auf "Acquire | Protokoll zu öffnen." Wählen Sie eine Protokoll, die Einstellungen für episodische Stimulationen erlaubt hat und die Digitalisierung der verstärkten Potentiale bei 10-20 kHz für 50-100 ms und löst automatisch eine Reiz-Isolator 10 ms nach dem Start eine episodische Aufnahme.
  13. Legen Sie die Stimulation und Aufnahme Elektroden in Linie und Parallel zur Stratum Pyramidale, zum Beispiel (Abbildung 4B und Abbildung 5).
  14. Klicken Sie auf "erwerben | Bearbeiten Sie Protokoll"und wählen Sie die Registerkarte"Trigger"(im Popup-Fenster). Klicken Sie auf den "Trigger-Quelle" Feld und wählen Sie "Leertaste" als Triggerquelle. Klicken Sie auf die Schaltfläche "OK". Klicken Sie auf "Record", um die Übernahme starten und beachten das Popup-Fenster mit einem Trigger-Taste.
  15. Klicken Sie in der Impuls-Isolator-Software auf das Feld "Voltage Control" und geben Sie "0". Klicken Sie auf den Button "Download". Klicken Sie im Fenster "recording-Software" und drücken Sie die Leertaste. Wiederholen Sie diesen Zyklus durch sequentiell Eingabe von Werten von 1 bis 8, z. B. bei 1 mV Schritten im Feld "Voltage Control".
  16. Korrelieren Sie die Stärke der Stimulation mit fEPSP-Hang-Werte und bestimmen Sie die Stimulation Kraft benötigt, um 40 % fEPSP-Steigung maximal. Klicken Sie auf "Voltage Control Box" und geben Sie den ermittelten Wert. Klicken Sie auf den Button "Download".
    Hinweis: Ein Reiz-Isolator wird verwendet, um kurze Spannung oder Stromimpulse auf Gehirngewebe anwenden. Die biphasische Impulse haben 100 µs pro Phase.
  17. Klicken Sie in der Aufzeichnungssoftware die Stopp-Taste und dann Menü "Acquire". Klicken Sie auf "Bearbeiten-Protokoll" und wählen Sie die Registerkarte "Trigger" im Popup-Fenster. Klicken Sie auf den Trigger Quellensammlung und wählen Sie "interner Timer" als Triggerquelle. Klicken Sie auf die Schaltfläche "OK". Klicken Sie auf der Record-Taste, die die automatische Aufzeichnung von Feld Potenziale beginnt alle 30 s, zum Beispiel. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Stopp" nach 30-60 min.
  18. Klicken Sie im Menü "Acquire", klicken Sie auf "Open Protocol", wählen Sie das gewünschte Induktion Protokoll der synaptischen Plastizität, und klicken Sie auf "OK". Klicken Sie auf "Record", um automatisch die hochfrequente Stimulation und Aufzeichnung zu aktivieren. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Stopp".
    Hinweis: Bei Studien in Bezug auf synaptische Plastizität, wenden Sie eines der standard Induktion Paradigmen für Langzeitpotenzierung oder Langzeitdepression nach längerer Grundlinie Aufnahme. Repräsentative Beispiele für die resultierende Modulation des synaptischen Getriebes sind in Abbildung 7 und Abbildung 8dargestellt.
  19. In der Aufzeichnungssoftware, klicken Sie auf "Acquire | Öffnen Sie Protokoll"und wählen Sie das gleiche Protokoll wie in Schritt 4.12. Klicken Sie auf "OK" und klicken Sie dann auf "Record." Laufen Sie automatisch potenzielle Feldaufnahmen für 2-4 h, zum Beispiel. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Stopp", um die Aufzeichnung zu beenden.
  20. Im Falle von pharmazeutischen Studien gelten die Verbindung direkt zu der ACFS Reservoir ist ständige Verbindung Verwaltung gewünscht (Abbildung 6).

5. Reinigung der Einrichtung und Hinweise

Hinweis: Siehe unten für allgemeine Tipps.

  1. Reinigen Sie das System wöchentlich durch das recycling von 10 % H2O2 für nicht mehr als 20 min, gefolgt vom Waschen mit entionisiertem H2O.
    Hinweis: Ethanol ist nicht für die Reinigung empfohlen. Es empfiehlt sich ebenfalls nicht die Referenz Drähten und Ziel in H2O2einzutauchen.
  2. Niedergeschlagene Salz auf der Oberfläche der Objektivlinse oder Kammer Umgebung mit 0,1 N HCl und dann Wasser zu entfernen.
  3. Waschen Sie Carbogen Bubbler in destilliertem Wasser oder 0,1 N HCl.
  4. Tauchen die Scheibe Inkubation Kammer 10 % H2O2 für 5 min einmal in der Woche und dann gründlich ausspülen der Inkubation Kammer mit entionisiertem H2O.
  5. Spülen Sie bei Metall Stimulation Elektroden die anregende Elektrodenspitze mit entionisiertem Wasser nach jedem Experiment und wischen Sie die anregende Elektrodenspitze mit einem Wattebausch, getränkt mit Ethanol, verbleibende Gewebe zu entfernen.
  6. Reduzieren Sie den Widerstand der kommerziellen Metall Stimulation Elektroden durch die Isolierung an der Spitze durch eine sorgfältige streichen mit Schleifpapier entfernen.
  7. Reduzieren Sie den Verlust von Carbogen aus der ACFS und recycling durch die Rohre durch den Austausch der Silikon-Schläuche mit Polytetrafluorethylen Röhren.
  8. Halten Sie die silberne Drähte der Aufnahme Elektrode und Bezugselektrode in Bleichmittel für mehrere Tage auf der Drahtoberfläche AgCl bilden.

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Ergebnisse

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Im Abschnitt Protokoll beschrieben wir die Vorbereitung der akuten hippocampal Scheiben aus dem ventralen und mittleren Teil der hippocampalen Bildung (Abbildung 1) von männlichen C57BL/6 Mäusen und männliche Wistar-Ratten (5-8 Wochen). Die Position der Hemisphären auf der Aufschnittmaschine-Plattform hilft um sie stabil zu halten und beseitigt die Notwendigkeit der Stabilisierung mit Agar oder Agarose. Die Perfusion System selbst basiert auf einer peristalti...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obwohl Schnittstelle Slice Kammern robuster synaptische Antworten25,26,27,28aufweisen, bieten untertauchen Kammern zusätzlichen Komfort für die Patch-Clamp-Aufnahme und Fluoreszenz Imaging. So haben wir beschrieben, verschiedene Aspekte der möglichen Feldaufnahmen in akuten hippocampal Scheiben mit einer kommerziellen untertauchen Slice-Kammer, die leicht auf die Darstellung der Fluoreszenz Son...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren erklären, dass die Forschung in der Abwesenheit von kommerziellen oder finanziellen Beziehungen geführt wurde, die als ein potenzieller Interessenkonflikt ausgelegt werden könnte.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W.W durchgeführt, analysiert, und die Experimente entworfen und schrieb das Manuskript. D.X. und C.P Abbildung Vorbereitung unterstützt und die Experimente durchgeführt. Diese Arbeit wurde unterstützt von NSFC (31320103906) und 111-Projekt (B16013), T.B.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Reagenzien erforderlich
NaClSinopharm chemisches Reagenz, China10019318
KClSinopharm chemisches Reagenz, China10016318
KH2PO4Sinopharm chemisches Reagenz, China10017618
MgCl2 · 6H2OSinopharm Chemisches Reagenz, China10012818
CaCl2Sinopharm Chemisches Reagenz, China10005861
NaHCO3Sinopharm Chemisches Reagenz, China10018960
GlucoseSinopharm Chemisches Reagenz, China10010518
NaH2 PO4Sinopharm Chemisches Reagenz, China20040718
HEPESSigmaH3375
NatriumpyruvatSigmaA4043
MgSO4Sinopharm Chemisches Reagenz, China20025118
NaOHSinopharm Chemisches Reagenz, China10019718
Werkzeuge und Materialien zum Sezieren
EnthaupterHarvard apparatus55-0012für Rattenenthauptung
VerbandschereSCHREIBER12-4227für Mäuse-Enthauptung
DoppelschneidklingeFlying Eagle, China74-C
IRIS SchereRWD, ChinaS12003-09
Bone RongeursRWD, ChinaS22002-14
LöffelHammacher HSN 152-13
ZahnzementspachtelHammacher HSN 016-15
Dental-DoppelendbaggerBlacksmith Surgical, USABS-415-017
Vibrierendes MikrotomLeica, DeutschlandVT1200S
chirurgische Klinge RWD, ChinaS31023-02
chirurgischer HalterRWD, ChinaS32007-14
Elektrophysiologie Geräte und Materialien
Vertikaler PipettenabzieherNarishige, JapanPC-10
SchwingungsisolationstischMeirits, JapanADZ-A0806
Unterwasser-Aufzeichnung KammerWarner InstrumentsRC-26GLP
4-Achsen-MikromanipulatorSutter, USAMP-285, MP-225
PlatindrahtWorld Precision InstrumentsPTP406
VerstärkerMolekulare Geräte, USAMulticlamp 700B
DatenerfassungssystemMolekulare Geräte, USADigidata 1440A
Analyse SoftwareMolecular Devices, USAClampex 10.2
FluoreszenzmikroskopNikon, JapanFN1
LED-LichtquelleLumen Dynamics Group, KanadaX-cite 120LED
MikropipettenHarvard ApparatGC150TFextrazelluläre Aufzeichnung
Borosilikat-MikropipettenSutter, USABF150-86Patch-Klemme
WolframelektrodeA-M Systems, USA575500
SchlauchpumpeLänger, ChinaBT00-300T
Schläuche für SchlauchpumpeISMATEC, Wertheim, DeutschlandSC03091x Zulauf, ID: 1,02 mm
Rohre für SchlauchpumpeISMATEC, Wertheim, DeutschlandSC03192x Rohre für Abfluss, ID: 2,79 mm
CCD-KameraPCO, Deutschlandpco.edge sCMOS
ObjektivreinigungspapierKodak
50 mL konisches ZentrifugenröhrchenThermo scientific339652
VorkammerWarner InstrumentsBSC-PC
Inline-HeizungWarner InstrumentsSF-28
TemperaturreglerWarner InstrumentsTC-324B

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. McIlwain, H. Metabolic response in vitro to electrical stimulation of sections of mammalian brain. Biochem J. 48 (4), (1951).
  2. McIlwain, H., Richards, C. D., Somerville, A. R. Responses in vitro from the piriform cortex of the rat, and their susceptibility to centrally-acting drugs. J Neurochem. 14 (9), 937-938 (1967).
  3. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. J Neurochem. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  4. Andersen, P., Bliss, T. V., Lomo, T., Olsen, L. I., Skrede, K. K. Lamellar organization of hippocampal excitatory pathways. Acta Physiol Scand. 76 (1), 4-5 (1969).
  5. Skrede, K. K., Westgaard, R. H. The transverse hippocampal slice: a well-defined cortical structure maintained in vitro. Brain Res. 35 (2), 589-593 (1971).
  6. Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. Slices have more synapses than perfusion-fixed hippocampus from both young and mature rats. J Neurosci. 19 (8), 2876-2886 (1999).
  7. Schwartzkroin, P. A. Characteristics of CA1 neurons recorded intracellularly in the hippocampal in vitro slice preparation. Brain Res. 85 (3), 423-436 (1975).
  8. Schwartzkroin, P. A., Wester, K. Long-lasting facilitation of a synaptic potential following tetanization in the in vitro hippocampal slice. Brain Res. 89 (1), 107-119 (1975).
  9. Reymann, K. G., Frey, J. U. The late maintenance of hippocampal LTP: requirements, phases, 'synaptic tagging', 'late-associativity' and implications. Neuropharm. 52 (1), 24-40 (2007).
  10. Bliss, T. V., Collingridge, G. L., Morris, R. G. Synaptic plasticity in health and disease: introduction and overview. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 369 (1633), 20130129(2014).
  11. Bliss, T. V., Gardner-Medwin, A. R. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the unanaestetized rabbit following stimulation of the perforant path. J Physiol. 232 (2), 357-374 (1973).
  12. Reid, K. H., Edmonds, H. L., Schurr, A., Tseng, M. T., West, C. A. Pitfalls in the Use of Brain-Slices. Prog Neurobiol. 31 (1), 1-18 (1988).
  13. Rambani, K., Vukasinovic, J., Glezer, A., Potter, S. M. Culturing thick brain slices: an interstitial 3D microperfusion system for enhanced viability. J Neurosci Methods. 180 (2), 243-254 (2009).
  14. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
  15. Redondo, R. L., et al. Synaptic tagging and capture: differential role of distinct calcium/calmodulin kinases in protein synthesis-dependent long-term potentiation. J Neurosci. 30 (14), 4981-4989 (2010).
  16. Stopps, M., et al. Design and application of a novel brain slice system that permits independent electrophysiological recordings from multiple slices. J Neurosci Methods. 132 (2), 137-148 (2004).
  17. Behnisch, T., Matsushita, S., Knopfel, T. Imaging of gene expression during long-term potentiation. Neuroreport. 15 (13), 2039-2043 (2004).
  18. Karpova, A., et al. Encoding and transducing the synaptic or extrasynaptic origin of NMDA receptor signals to the nucleus. Cell. 152 (5), 1119-1133 (2013).
  19. Karpova, A., Mikhaylova, M., Thomas, U., Knopfel, T., Behnisch, T. Involvement of protein synthesis and degradation in long-term potentiation of Schaffer collateral CA1 synapses. J Neurosci. 26 (18), 4949-4955 (2006).
  20. Weng, W., Chen, Y., Wang, M., Zhuang, Y., Behnisch, T. Potentiation of Schaffer-Collateral CA1 Synaptic Transmission by eEF2K and p38 MAPK Mediated Mechanisms. Front Cell Neurosci. 10 (247), (2016).
  21. Meduna, L. J., Jackman, A. I. Carbon dioxide inhalation therapy. Res Publ Assoc Res Nerv Ment Dis. 31, 280-286 (1953).
  22. Edwards, F. A., Konnerth, A., Sakmann, B., Takahashi, T. A thin slice preparation for patch clamp recordings from neurones of the mammalian central nervous system. Pflugers Arch. 414 (5), 600-612 (1989).
  23. Mathis, D. M., Furman, J. L., Norris, C. M. Preparation of acute hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations during aging and amyloid pathology. J Vis Exp. (49), (2011).
  24. Yuanxiang, P., Bera, S., Karpova, A., Kreutz, M. R., Mikhaylova, M. Isolation of CA1 nuclear enriched fractions from hippocampal slices to study activity-dependent nuclear import of synapto-nuclear messenger proteins. J Vis Exp. (90), e51310(2014).
  25. Leutgeb, J. K., Frey, J. U., Behnisch, T. LTP in cultured hippocampal-entorhinal cortex slices from young adult (P25-30) rats. J Neurosci Meth. 130 (1), 19-32 (2003).
  26. Kloosterman, F., Peloquin, P., Leung, L. S. Apical and basal orthodromic population spikes in hippocampal CA1 in vivo show different origins and patterns of propagation. J Neurophysiol. 86 (5), 2435-2444 (2001).
  27. Thiemann, W., Malisch, R., Reymann, K. G. A new microcirculation chamber for inexpensive long-term investigations of nervous tissue in vitro. Brain Res Bull. 17 (1), 1-4 (1986).
  28. Shetty, M. S., et al. Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents. J Vis Exp. (103), (2015).
  29. Du, H., Lin, J., Zuercher, C. Higher efficiency of CO2 injection into seawater by a venturi than a conventional diffuser system. Bioresour Technol. 107, 131-134 (2012).
  30. Weinman, J., Mahler, J. An Analysis of Electrical Properties of Metal Electrodes. Med Electron Biol Eng. 2, 299-310 (1964).
  31. Fanselow, M. S., Dong, H. W. Are the dorsal and ventral hippocampus functionally distinct structures. Neuron. 65 (1), 7-19 (2010).
  32. Wang, M., et al. Translation of BDNF-gene transcripts with short 3' UTR in hippocampal CA1 neurons improves memory formation and enhances synaptic plasticity-relevant signaling pathways. Neurobiol Learn Mem. , (2016).

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