Ein Protokoll für die Etablierung eines gentechnisch veränderten Mausmodells von Darmkrebs durch segmentale Adeno-Cre-Infektion und deren Überwachung durch hochauflösende Koloskopie wird vorgestellt.
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Methodenartikel
Ein genetisch manipuliertes Mausmodell des sporadischen Darmkrebses
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Trotz der Vorteile der einfachen Anwendbarkeit und der Kostenwirksamkeit haben Darmkrebs-Mausmodelle, die auf der Tumorzellinjektion basieren, schwere Einschränkungen und simulieren die Tumorbiologie und die Tumorzellverbreitung nicht genau. Genetisch manipulierte Mausmodelle wurden eingeführt, um diese Einschränkungen zu überwinden; Allerdings sind solche Modelle technisch anspruchsvoll, vor allem in großen Orgeln wie dem Doppelpunkt, in dem nur ein einziger Tumor gewünscht wird.
Als Ergebnis wurde ein immunkompetentes, genetisch manipuliertes Mausmodell von Darmkrebs entwickelt, das hochgradig einheitliche Tumore entwickelt und sowohl für Tumorbiologie als auch therapeutische Studien eingesetzt werden kann. Die Tumorentwicklung wird durch chirurgische, segmentale Infektion des distalen Dickdarms mit Adeno-Cre-Virus in zusammengesetzten mutomenten Mäusen initiiert. Die Tumoren können leicht durch Koloskopie erkannt und überwacht werden. Wir beschreiben hier die chirurgische Technik der segmentalen Adeno-Infektion vonDer Dickdarm, die Überwachung des Tumors durch hochauflösende Koloskopie und präsentieren die daraus resultierenden kolorektalen Tumoren.
Einleitung
Darmkrebs (CRC) ist nach wie vor eine der führenden Ursachen für krebsbedingten Tod in den westlichen Ländern. 1 Während die Prognose von Patienten mit Frühphasenkrankheit gut ist, werden in späteren Stadien viele Tumore diagnostiziert, bei denen trotz zahlreicher Behandlungsmöglichkeiten die Prognose begrenzt ist. 2 , 3 , 4 , 5
Die Mehrheit der aktuellen Mausmodelle von CRC basiert auf der Implantation von aus Zelllinien oder Patiententumoren gewonnenen Tumorzellen in immundefiziente Mäuse. 6 , 7 , 8 Dies führt zu lokalem und je nach Injektionsstelle und den zur Injektion verwendeten Tumorzellen, manchmal metastatischen Tumoren. 9 , 10 Allerdings haben die resultierenden Xenotransplantatmodelle majoR Einschränkungen. Sie müssen in immundefizienten Mäusen etabliert werden, wodurch die komplexe Wechselwirkung zwischen dem Tumor und dem Wirtsimmunsystem eliminiert wird. Zusätzlich, da das Tumorstroma aus Wirtszellen gewonnen wird, ist die Wechselwirkung zwischen menschlichem Tumorparenchym und murinem Stroma defekt und daher nicht repräsentativ für die Erkrankung. Diese Mängel können durch die Verwendung von murinen Zelllinien zur Injektion vermieden werden. Allerdings sind nur wenige murine CRC-Zelllinien verfügbar und sind, ähnlich den meisten verfügbaren menschlichen CRC-Zelllinien, monoklonal und hoch anaplastisch. 11 Zusammenfassend sind die meisten derzeit verfügbaren CRC-Mausmodelle sehr künstlich und nicht vollständig repräsentativ für die menschliche Krankheit.
Genetisch manipulierte Mausmodelle (GEMMs) von CRC können diese Nachteile vermeiden, da sie echte Maus-Tumoren aufweisen, die durch Induktion von Schlüsselmutationen von CRC im Dickdarm entstehen. 12 , 13 ,14 Dies kann durch die Aktivierung von bedingten (floxed) Keimbahnmutationen durch Cre-Rekombinase innerhalb der kolorektalen Schleimhaut erreicht werden. Während in GEMMs von vielen anderen Tumorentitäten Keimbahn (induzierbar) Cre-Expression, die von gewebespezifischen Promotoren angetrieben wird, verwendet wird, kann Keimbahn nicht im Dickdarm verwendet werden, da dies zu einer großen Anzahl von Adenomen im gesamten Dickdarm führt, was den Tod durch gutartige Tumorbelastung verursacht Ein sehr junges Alter. Daher wird in dem hier beschriebenen Modell ein adenoviraler Vektor, der cre ausdrückt, verwendet, um ein kurzes Dickdarmsegment zu infizieren. Dies führt zur Induktion der Tumorentstehung innerhalb dieses Segments der Schleimhaut zu einem von dem Forscher definierten Zeitpunkt, was dazu führt, dass Adenome letztlich zu invasivem und metastasiertem Karzinom fortschreiten. Die Tumoren sind echte Mäusentumore, wachsen in einer intakten Mikroumgebung und sind daher in der Lage, die Gesamtheit der kolorektalen Onkogenese einschließlich der Tumor-Wirt-Interaktion und der metastatischen Kaskade zu simulieren. Dieses Modell istDaher eine attraktive Plattform für Studien der Krebsbiologie und präklinische therapeutische Studien.
Ein wesentlicher Nachteil von gentechnisch veränderten Mausmodellen von CRC ist ihre technische Komplexität. Lokale Cre-Lieferung mit rektalen Adeno-Cre-Enemen bei Mäusen, die flockige Apc-Allele tragen, wurde zuvor beschrieben; Allerdings können die Inzidenz, die Vielfalt und die Lage der Darmtumoren mit dieser Technik sehr variabel sein. 15 Daher wurde die Technik der Begrenzung der Adeno-Cre-Infektion durch chirurgische Klemmung des zu induzierenden Segments entwickelt. 13 Wir haben dieses Verfahren geändert, um den Tierschutz zu verbessern und die Sterblichkeit und die Anzahl der daraus resultierenden Tumore zu reduzieren. Mit diesem Protokoll sollten alle Labore mit Erfahrung in der kleinen Nagetierchirurgie in der Lage sein, das Modell zu reproduzieren und Tumore zu produzieren, die hochgradig reproduzierbar und leicht zugänglich für die Koloskopie sind. Je nach bedingtem mUtationen, die für die Tumorentstehung verwendet werden, können das gesamte Spektrum des Adenoms, des invasiven Karzinoms und der Metastasen beobachtet werden. Da sich die Tumoren im distalen Dickdarm befinden, ist eine serielle endoskopische Beurteilung in diesem Modell leicht möglich.
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Protokoll
Die hier vorgestellten Tierversuche wurden unabhängig von einem institutionellen und einem staatlichen Tierpflege- und -nutzungsausschuss überprüft und genehmigt und nach den FELASA-Richtlinien des Föderation of Laboratory Animal Science Association (FELASA) durchgeführt. Alle möglichen Maßnahmen wurden ergriffen, um Leiden einschließlich Anästhesie und Analgesie oder, wenn nötig, vorzeitige Sterbehilfe zu minimieren.
1. Lokale Tumor-Induktion über chirurgische Adeno-Cre-Infektion
- Vorbereitung von Tieren zur Chirurgie
HINWEIS: Über die hier beschriebene Methode kann praktisch jede bedingte ("floxed") Mutation induziert werden. Die Verwendung von Mutationen in Genen, die bei Darmkrebs wie Apc, Kras oder Tp53 relevant sind, wird empfohlen. Die Effizienz der Cre-Rekombination hängt von der Größe des zu entschärfenden Konstrukts ab. Große Flox-Sequenzen werden weniger effizient ausgeschnitten. Die Rekombination aller Allele sollte in den Tumoren per PC bestätigt werdenR.- Für die Entwicklung von kolorektalen Tumoren verwenden Sie ein Kreuz der folgenden bedingten Allele für ein Basismodell von CRC (MGI Datenbanknummer in Klammern):
Apc tm2Rak (MGI: 3688435) 16
Kras tm4Tyj (MGI: 2429948) 17
Tp53 tm2Tyj (MGI: 3039263) 18 - Wenn ein Fluoreszenz-Reporter-Allel erforderlich ist ( zB um Mikrometastasen zu detektieren), verwenden Sie das folgende Allel:
Gt (ROSA) 26Sor tm6 (CAG-ZsGreen1) Hze (MGI: 3809522) 19
HINWEIS: Alle oben genannten Stämme sind über das NCI Mouse Repository oder das Jackson Laboratory erhältlich. Es ist kein Fasten erforderlich, da alle verbleibenden Fäkalien vor der adenoviralen Infektion gespült werden können. Präoperatives Fasten führt zu einer höheren perioperativen Mortalität und stellt einen enormen Stress für kleine Nagetiere dar. - Sevofluran bei 3 - 3,5 Vol% für Vollnarkose verwenden. Ein Verlust von tDer Zehensperre zeigt genügend Anästhesie an.
- Vor dem ersten Einschnitt injizieren Sie 0,05 mg / kg Buprenorphin subkutan.
- Die Augen der anästhesierten Maus mit ophthalmischer Salbe bedecken, um die Austrocknung der Hornhaut zu vermeiden.
- Lege die Maus in eine Rückenlage auf einen kleinen Tisch. Verwenden Sie nicht traumatische Klebebänder, um die Maus zurückzuhalten.
- Rasieren Sie den Bauch mit einem elektrischen Rasierer (Enthaarungscreme kann alternativ verwendet werden) und desinfizieren mit Alkoholtupfern oder Jod. Verwenden Sie die vom Hersteller empfohlene Kontaktzeit.
- Bedecken Sie das chirurgische Feld mit sterilen Vorhängen.
ANMERKUNG: Die Verwendung von perioperativen Antibiotika ist optional und unterliegt institutionellen Richtlinien. - Verwenden Sie sterile Einmal- oder Sterilisiergeräte für alle chirurgischen Eingriffe.
- Für die Entwicklung von kolorektalen Tumoren verwenden Sie ein Kreuz der folgenden bedingten Allele für ein Basismodell von CRC (MGI Datenbanknummer in Klammern):
- Mittellinie Laparotomie und Exposition des Dickdarms
- Verwenden Sie eine Schere (Skalpelle können alternativ verwendet werden), um eine Mittellinie zu machen(~ 15 mm) der Haut auf dem Unterbauch.
- Die Bauchmuskulatur mit Pinzette aufnehmen und mit einer Schere sorgfältig einarbeiten und damit die Bauchhöhle öffnen.
- Identifizieren Sie den distalen Dickdarm, berühren Sie ihn nur mit atraumatischer Pinzette. Klemmen Sie den Dickdarm mit einer empfindlichen Klemme ( zB eine Micro Serrefine Gefäßklemme) ca. 15 mm proximal vom Anus.
HINWEIS: Achten Sie besonders auf die Verwundbarkeit des Dickdarms. Perforation führt unweigerlich zu Peritonitis und Sepsis und erfordert eine Sterbehilfe des Tieres.
- Segmentale Koloninfektion mit Adeno-Cre Virus
- Setzen Sie ein flexibles Teflonrohr transanal vor und bringen Sie es vorsichtig vor, bis es die Lumenverschlüsse erreicht hat, die durch die Klemme erreicht wurden, die zuvor bei 15 mm vom Analrand angeordnet wurde. Verwenden Sie keine überschüssige Kraft, da dies zu einer Perforation führen kann.
- Cannulieren Sie die Röhre mit einer 30G Kanüle, verbinden Sie eine Standard 1 ml Spritze und spülen Sie das ColoN mit normaler Kochsalzlösung, um die restliche Fäkalien zu evakuieren. Dies kann mehrere ml Kochsalzlösung erfordern.
- Sobald der distale Dickdarm leer ist, entfernen Sie den Schlauch und ersetzen ihn mit einem frischen Teflonschlauch und positionieren ihn wieder direkt distal zur Klammer, wie oben beschrieben.
- Schließe den Dickdarm mit einer zweiten Klemme ~ 3 mm distal zur proximalen Klemme ( dh über das eingesetzte Rohr, ~ 12 mm vom Analrand), was zu einem 3 mm isolierten Segment führt, das infiziert werden soll.
HINWEIS: Für die distale Okklusion des Segments haben sich die Koronararterienclips von Fogarty als geeignet erwiesen, da sie gummiert sind, was zu einer engen Okklusion des Dickdarms führt, trotz der intraluminalen Röhre zwischen den Klemmenästen. - Verwenden Sie eine zweite Spritze (Standard 1 ml mit einer 30G Kanüle), um sorgfältig 50 - 80 μl 0,25% Trypsin-EDTA in das geklemmte Dickdarmsegment zu injizieren und für 10 min zu inkubieren. Lassen Sie die Kanüle und die Spritze an der Teflonröhre befestigt, um zu verhindern, dass die Flüssigkeit zurückleckt.
HINWEIS: Der Dickdarm muss aufgeblasen werden, um die Schleimhautbarriere aufzubrechen und die Krypta-Stammzellen zu erreichen, aber nicht zu viel aufgeblasen, um eine Perforation des geklemmten Segments zu vermeiden. - Zuerst die distale Klemme entfernen und dann die Trypsinröhre.
- Spülen Sie den distalen Dickdarm mit ~ 500 μl normaler Kochsalzlösung, um das restliche Trypsin zu entfernen.
- Legen Sie eine neue Teflonröhre ein, setzen Sie die distale Klemme wieder ein und legen Sie das Dickdarmsegment mit 50 - 80 μl adenoviraler Lösung auf (10 11 Plaque-bildende Einheiten (PFU) / ml in phosphatgepufferter Kochsalzlösung) und inkubieren für 30 min ( Fig. 2A ).
HINWEIS: Verschütten Sie keine Viruslösung als Kontakt mit Adeno-Cre kann zu Tumorentwicklung in jedem Gewebe von bedingt mutierten Mäusen führen. - Die Klemmen und das Rohr entfernen.
- Verschluss des Bauches und postoperative Erholung
- Schließen Sie die Bauchwand mit 6-0 schnell resorbierbare laufende su(Z. B. Polydioxanon (PDS)).
- Schließen Sie die Haut mit chirurgischen Wundclips.
- Legen Sie die Maus auf den Heizkissen auf 38 ° C, bis er sich vollständig von der Anästhesie erholt hat.
- Einen weiteren Bolus von 0,05 mg / kg Buprenorphin ip 12 h nach der Operation verabreichen, gefolgt von zusätzlichen Buprenorphin-Bolus alle 12 Stunden, wenn nötig.
- Überwachen Sie die Mäuse mindestens einmal täglich auf Anzeichen von Not durch Tumorwachstum.
2. Koloskopie
ANMERKUNG: Abhängig von den bedingten Mutationen führt die adenovirale Infektion innerhalb von 2 - 4 Wochen zu endoskopisch sichtbaren Tumoren. Daher die erste postoperative Koloskopie 2 Wochen nach der adenoviralen Induktion durchführen und alle 2 Wochen wiederholen. Für die murine Koloskopie wird ein handelsübliches System empfohlen. 20
- Vorbereitung der Tiere für die Koloskopie
HINWEIS: Kein Fasten ist requirEd. Die verbleibende Fäkalmaterie ist gewöhnlich im distalen Dickdarm gut geformt und kann während der Koloskopie über den Tumor hinausgeschoben werden, wodurch der stressige Prozeß des wiederholten Fastens unnötig wird.- Sevofluran bei 3 - 3,5 Vol% für Vollnarkose verwenden. Ein Verlust des Zehenkolbenreflexes zeigt eine ausreichende Anästhesie an.
- Bedecken Sie die Augen der anästhesierten Mäuse mit ophthalmischer Salbe, um die Austrocknung der Hornhaut zu vermeiden.
- Beschränken Sie die Mäuse in einer Rückenlage auf einem kleinen Tisch.
- Koloskopie
- Legen Sie den Umfang (Durchmesser 1,9 mm, Länge 10 cm) in den Darmtrakt durch den Anus und sorgfältig insufflate Luft unter visuelle Kontrolle, um den Dickdarm zu strecken. Nicht mehr Luft verdampfen als für die Untersuchung erforderlich.
HINWEIS: Für die Luftinsufflation kann die Antibeschlagluftpumpe des Koloskopiesystems verwendet werden. Wenn keine Anti-Nebel-Luftpumpe vorhanden ist, kann jede andere Luftpumpe mit sehr niedrigen Druckeinstellungen verwendet werden oder vorSsurisierte Luft mit einem empfindlichen Druckreduzierventil. Kohlendioxid (CO 2 ) führt leicht zu einer Azidose bei kleinen Nagetieren und muss daher vermieden werden. - Schieben Sie den Geltungsbereich vorsichtig vor, bis eine Schleimhautläsion im distalen Dickdarm identifiziert werden kann ( Abbildung 1A - 1D ).
- Speichern Sie endoskopische Bilder für spätere Auswertung. Ein endoskopisches Scoring-System für intraluminale Tumore wurde zuvor beschrieben. 20
- Entfernen Sie vorsichtig den Bereich und legen Sie die Maus auf den Heizkissen auf 38 ° C, bis er sich vollständig von der Anästhesie erholt hat.
- Legen Sie den Umfang (Durchmesser 1,9 mm, Länge 10 cm) in den Darmtrakt durch den Anus und sorgfältig insufflate Luft unter visuelle Kontrolle, um den Dickdarm zu strecken. Nicht mehr Luft verdampfen als für die Untersuchung erforderlich.
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Ergebnisse
Wenn sie adäquat durchgeführt werden, entwickeln> 85% der Tiere Tumore. Die Sterblichkeit des hier präsentierten chirurgischen Verfahrens beträgt <5%, die Sterblichkeit der Koloskopie ist praktisch nicht vorhanden. In der Mehrzahl der Mäuse wird eine einzige Läsion nachgewiesen; In etwa 30% können 2 - 3 kleine Adenome nachgewiesen werden, die in der Regel innerhalb von 2 - 3 Wochen nach der Tumorinduktion zu einem einzigen Tumor verschmelzen.
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Diskussion
Während sie im Allgemeinen leicht zu erzeugen und zu pflegen sind, sind klassische CRC-Mausmodelle, die auf Zelllinieninjektion basieren, künstlich und können die menschliche Krankheit nicht vollständig rekapitulieren. Infolgedessen wurden GEMMs entwickelt. Die erste CRC-GEMM war die Apc Min- Maus, die eine heterozygote Nullmutation im Apc-Gen beherbergt und damit die menschliche Erbkrankheit familiäre adenomatöse Polyposis (FAP) nachahmt. 21 Apc Min Mäuse entwickeln jedoch ...
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Offenlegungen
Die Autoren haben nichts zu offenbaren.
Danksagungen
Diese Arbeit widmet sich der Erinnerung an Professor Moritz Koch.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Reagenzien / Verbrauchsmaterialien | |||
| Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Life | Technologies GmbH | 14190169 | |
| Trypsin-EDTA (0,25%, Phenol-Red) | Life Technologies GmbH | 25200072 | |
| Normale Kochsalzlösung 0,9% (E154) | Serumwerk Bernburg AG | 10013 | |
| Aqua ad injectabilia | B. Braun Melsungen AG | 235144 | |
| Ad5CMV-Cre (Adenovirus, c = 2E+11 PFU/mL) | Gene Transfer Vector Core University of Iowa | ||
| 15 mL, 50 mL Zentrifugenröhrchen | Greiner Bio-One GmbH | 188271/227270 | |
| Eppendorf Röhrchen 1,5 mL/ 2 mL | Sarstedt AG & Co. KG | 72.695.400 | |
| Petrischale PS 100/15 mm (steril, Nuclon) | Fisher Scientific GmbH | 10508921/ NUNC150350 | |
| 1 mL Spritze (ohne Totvolumen) - Injekt-F SOLO | Braun/neoLab | 194291661 | |
| 30G Injektionsnadel | BECTON DICKINSON | 304000 | |
| Name | Company | Katalognummer | Comments |
| >Analgesie / Anästhesie | |||
| Sevofluran (Sevofluran AbbVie) | AbbVie Germany GmbH & Co. | KG-Medical | |
| oxygen | Air Liquide Medical | ||
| (Temgesic) | Indivior Eu Ltd. | - | |
| Bepanthen - Augensalbe | Bayer Vital GmbH | 10047757 | |
| Table Top Research Anästhesiegerät x/O2 Flush mit Sevoflurane Vaporizer | Parkland Scientific | V3000PS/PK | |
| strong>Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
| Chirurgische Geräte | |||
| Zellulosetupfer | Lohmann & Rauscher Deutschland | 13356 | |
| Insulinspritze EMG 1 mL (mit 30G Kanüle) | B. Braun Melsungen AG | 9161627S | |
| Fine Bore Tubing (Bohrung: 0.28 mm/ Durchmesser: 0.61mm) | Smiths Medical Deutschland | 800/100/100 | |
| Micro-Adson Pinzette | Fine Science Tools | 11018-12 | |
| Iris Schere - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Olsen-Hegar Nadelhalter | Fine Science Tools | 12002-12 | |
| AutoClip Kit | Fine Science Tools | 12020-00 | |
| PDS Z1012H 6/0 C1 (chirurgisches Nahtmaterial) | Johnson & Johnson Medical GmbH | Z1012H | |
| Curved Micro Serrefine Vascular Clamp | Fine Science Tools | 18055-05 | |
| Fogarty Spring Clips | Edwards | CDSAFE 6 | |
| Heizplatte 062 | Labotect | 13854 | |
| Isis - Haarrasierer | Aesculap - Braun | - | |
| Name | Company | Katalognummer | <>Kommentare |
| Koloskopie | |||
| Kaltlichtfontäne XENON 175 SCB | Karl Storz | 20132101-1 | Karl Storz Coloview System Mainz |
| Lichtfaserkabel | Karl Storz | 69495NL | Karl Storz Coloview System Mainz |
| TRICAM Drei-Chip-Kamerakopf | Karl Storz | 20221030 | Karl Storz Coloview System Mainz |
| TRICAM SLII Kamerasteuergerät | Karl Storz | 20223011-1 | Karl Storz Coloview System Mainz |
| 15" Flachbildschirm Monitor EndoVue | Karl Storz | 9415NN | Karl Storz Coloview System Mainz |
| HOPKINS Straight Forward Teleskop Durchmesser 1,9 mm; Länge 10 cm autoklavierbar faseroptische Lichtdurchlässigkeit integriert | Karl Storz | 64301AA | |
| Schutz- und Untersuchungshülle | Karl Storz | 61029C |
Referenzen
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