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Methodenartikel

In vivo Auswertung der mechanischen und viskoelastischen Eigenschaften der Rattenzunge

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DOI:

10.3791/56006

⸱

6. Juli 2017

 ,  ,  , 
1Department of Physiology and Pennsylvania Muscle Institute, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 2Center for Sleep & Circadian Neurobiology, University of Pennsylvania

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein chirurgisches Verfahren in einem anästhesierten Rattenmodell zur Bestimmung des Muskeltonus und der viskoelastischen Eigenschaften der Zunge. Das Verfahren beinhaltet eine spezifische Stimulation der hypoglossalen Nerven und die Anwendung von passiven Lissajous-Kraft- / Deformationskurven auf den Muskel.

Zusammenfassung

Die Zunge ist ein sehr innervierter und vaskularisierter Muskel Hydrostat auf dem Boden des Mundes der meisten Wirbeltiere. Seine primären Funktionen sind die Unterstützung Mastikation und Schlupf, sowie Geschmack-Sensing und Phonetik. Dementsprechend kann die Stärke und das Volumen der Zunge die Fähigkeit von Wirbeltieren beeinflussen, grundlegende Aktivitäten wie Füttern, Kommunizieren und Atmen zu erreichen. Menschliche Patienten mit Schlafapnoe haben vergrößerte Zungen, gekennzeichnet durch reduzierten Muskeltonus und erhöhte intramuskuläre Fett, die durch Magnetresonanztomographie (MRT) visualisiert und quantifiziert werden können. Die Fähigkeiten zur Messung der Krafterzeugung und der viskoelastischen Eigenschaften der Zunge stellen wichtige Werkzeuge dar, um funktionelle Informationen zu erhalten, um mit bildgebenden Daten zu korrelieren. Hier präsentieren wir Techniken zur Messung der Zungenkraftproduktion in anästhesierten Zucker-Ratten durch elektrische Stimulation der hypoglossalen Nerven und zur Bestimmung der viskoelastischen Eigenschaften oF die Zunge durch Anwendung passiver Lissajous Kraft / Deformation Kurven.

Einleitung

Die Zunge bietet wesentliche Unterstützung für Mastikation, Schluck, Geschmackssinn und Sprechen. Das Vorhandensein der extrinsischen und intrinsischen Muskulatur, mit deutlicher Innervation und Anatomie / Funktion, erklärt die Einzigartigkeit dieses muskulösen Hydrostat. Jüngste Fortschritte in der bildgebenden Technik haben eine detailliertere Sicht auf ihre komplexe Anatomie gegeben 1 . Eine verminderte Zungenfunktionalität, Zungenatrophie, Dysphagie und Sprachhemmnisse sind auch häufige Manifestationen myopathischer Zustände wie Parkinson 2 , Amyotrophe Lateralsklerose (ALS) 3 , Myotonische Dystrophie (MD) 4 und andere Myopathien.

Veränderungen der Muskelzusammensetzung, die mit gemeinsamen Krankheitszuständen verbunden sind, beeinflussen die mechanischen und viskoelastischen Eigenschaften der Zunge. Zum Beispiel hat die Funktionsanalyse der Zungenkraft Änderungen der kontraktilen Eigenschaften, die mit dem Altern verbunden sind, aufgedecktSs = "xref"> 5 , 6 , Hypoxie 7 , 8 und Fettleibigkeit 9 , 10 . Im Falle der Muskeldystrophie führt eine erhöhte Fibrose zu einer höheren Muskelsteifigkeit, was zu einer niedrigeren Einhaltung der Verformung führt, wenn ein Lissajous-Deformationsprotokoll angewendet wird 11 . Umgekehrt verändern Veränderungen des Muskelfettgehalts, wie sie bei adipösen Patienten dokumentiert sind, sowohl den metabolischen als auch die mechanischen Eigenschaften des Skelettmuskels 13 , 14 und werden vorausgesagt, um die Muskelkonformität der Verformung zu erhöhen. Erhöhte Zungenfett korreliert auch mit der Entwicklung der obstruktiven Schlafapnoe (OSA) beim Menschen 17 durch Erhöhung des Zungenvolumens bis zum Punkt der partiellen oberen Atemwegsverschluss (Apnoe) 15 , 16 . SimÄhnlich zum Menschen ist die Zungenfett-Infiltration in fettleibigen Zucker-Ratten 10 dokumentiert, was darauf hindeutet, dass dieses Modell ein wertvolles Werkzeug für das Studium der Auswirkungen der Fettinfiltration auf die Zungenphysiologie ist.

Die Messung der Zungenkraft erfordert empfindliche chirurgische Techniken, um die hypoglossalen Nerven zu isolieren und bilateral zu stimulieren 17 , 18 . Solche Techniken wurden bisher in den Ratten 5 , 17 , 19 , 20 , Kaninchen 21 und den Menschen 22 , 23 beschrieben , jedoch mit begrenzten Sehhilfen für den Forscher. Aufgrund seiner hochtechnischen Natur würde die Verfügbarkeit eines detaillierten Protokolls die Zugänglichkeit und Reproduzierbarkeit dieser Technik erheblich verbessern. Das Ziel unseres experimentellen Paradigmas ist krankUstrate eine gültige und zuverlässige Technik zur Messung der Festigkeit und viskoelastischen Eigenschaften der Zunge in einem Rattenmodell. Um dies zu erreichen, wird die Ratte anästhesiert, die hypoglossalen Nerven sind ausgesetzt und die Trachea ist kanüliert, um freien Zugang zur Tierzunge zu gewährleisten. Eine Nahtschleife verbindet dann die Spitze der Zunge mit einem Kraftwandler, der sowohl Kraft als auch Länge steuern kann, während zwei bipolare Hakenelektroden die hypoglossalen Nerven stimulieren, um eine Kontraktion der Zunge zu induzieren. Nachdem die Kraftmessung abgeschlossen ist, werden die Längensteuerungsfähigkeiten des Kraftaufnehmers verwendet, um die Länge der Zunge nach einem Sinuswellenprotokoll mit fester Amplitude (Lissajous-Kurven), Dauer und Frequenz schnell zu ändern, so dass man sich ableiten kann Seine viskoelastischen Eigenschaften 11 , 24 . Das Protokoll führt den Ermittler durch die Sektionsschritte, die Positionierung des Tieres auf dem experimentellen PlatfoRm, Platzierung von Elektroden und schließlich zur Erfassung und Auswertung der Kraft- und Viskoelastizitätsdaten.

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Protokoll

Alle Verfahren einschließlich Tierfächer wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Pennsylvania (Protokoll Nr. 805822) genehmigt. Das beschriebene Verfahren ist endständig und erfordert nicht die Verwendung von aseptischen Bedingungen oder pharmazeutischen Produkten.

1. Chirurgische Verfahren

figure-protocol-1
Abbildung 1: Chirurgische Verfahren.
(A) Chirurgische Planabgrenzung Die rote gestrichelte Linie zeigt den Bereich des Einschnitts an. Zwei schwarze Linien zeigen die Position des Kiefers an, während die untere schwarze Linie die Position des Thorax markiert. Die blaue Linie zeigt den Zungenbein an. (B) Exposition des hinteren Bauches des digastrischen Muskels (Pfeile) nach stumpfer Dissektion von Fettgewebe, Sublingual und Submaxill Arme Drüsen (C) Resektion des hinteren Bauches des digastrischen Muskels (gestrichelte grüne Linie), um den hypoglossalen Nerv (weißer Pfeil) auszusetzen. (D) Der hypoglossale Nerv (weißer Pfeil) wird aus der umgebenden Faszie entfernt. (E) Die Trachea wird durch sanftes Auseinanderziehen der glatten Muskeln um sie herum ausgesetzt (die grünen Pfeile geben die Richtung der angewandten Kraft an) und hob (F) , um sich auf die Intubation vorzubereiten. Der Stern zeigt die Einfügung der Zunge am Zungenbein an. Die grüne gestrichelte Linie markiert den Einschnitt für die Intubation. Der weiße Pfeil zeigt den losen Knoten an, der vorbereitet ist, um die Kanüle zu befestigen. (G) Inzision der Trachea zur Kanülierung (H) Die Trachealkanüle wird mit einem quadratischen Knoten eingelegt und gesichert. (I) Anwendung der Naht auf die Zunge.Target = "_ blank"> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

  1. Anästhesie und Präparation für Chirurgie
    1. Legen Sie die Ratte in die Induktionskammer mit 4% Isofluran Anästhesie.
    2. Legen Sie das Tier Rückenlage über eine Wärmequelle und pflegen Anästhesie mit 1 - 3% Isofluran aus einem Nosecon, so dass eine Atemfrequenz von mindestens 70 Atemzüge pro Minute.
    3. Rasieren Sie den Halsbereich mit einem Luftschneider und Haarentfernung Creme. Bei der Verwendung der Haarentfernung Creme, die Creme mit einem Baumwoll-Top-Applikator, bis das Fell entfernt wird. Eine längere Exposition gegenüber Haarentfernung Creme kann Reizungen der Haut verursachen.
    4. Reinigen Sie das chirurgische Feld mit 70% Alkohol ( Abbildung 1A ).
    5. Überprüfen Sie das Atemmuster und die Reflexe des Tieres (Mangel an Zehensperre), bevor Sie mit dem anfänglichen Schnitt beginnen. Die kontinuierliche Überwachung und Bewertung der Tiefe der Anästhesie ist essentiell (ReCord Atemfrequenz und Mangel an Reflexen alle 10 min); Das Tier muss während des gesamten Vorgangs unter einer tiefen, chirurgischen Ebene der Anästhesie stehen.
  2. Hypoglossal Nerven Identifizierung
    1. Öffnen Sie das chirurgische Feld mit einer Paar operierenden Scheren, indem Sie die Haut respektieren und entfernen, wie durch die rot-gestrichelte Linie in Abbildung 1A angezeigt.
    2. Stumpfes Sezieren durch jedes Fettgewebe, die sublingualen und submaxillären Drüsen und die Muskelschicht, die die Trachea umgibt.
      HINWEIS: Seid konservativ während der Sektion. Verwenden Sie eine stumpfe Sektion, wann immer möglich und achten Sie darauf, die Blutgefäße des Halses nicht zu beschädigen.
    3. Identifizieren Sie den hinteren Bauch des digastrischen Muskels (PD) seitlich zur Trachea ( Abbildung 1B - weiße Pfeile). Der hypoglossale Nerv läuft unter diesem Muskel ( Abbildung 1C - weißer Pfeil). Mit dem Elektrokauter, resezieren die PD proxImal zum Zungenbein ( Abbildung 1C - gestrichelte Linie).
      HINWEIS: Lassen Sie den Nerv nicht oder das Gewebe um ihn herum werden trocken. Füge einen Tropfen Mineralöl auf den Nerv, um ihn zu schützen. Zur Vermeidung von Muskelkontraktionen durch Feldausbreitung des Stimulus aus den Elektroden sorgfältig das Muskelgewebe in den möglichen Kontaktstellen um den Nerv kauterisieren.
    4. Mit einem Paar feiner Pinzette sehe den hypoglossalen Nerv aus der umgebenden Faszie. Mit Hilfe eines Hakens ist darauf zu achten, dass mindestens 3 mm des Nervs für den Anschluss der bipolaren Elektrode zur Verfügung stehen ( Abbildung 1D ).
    5. Mit mikro-hämostatischen Zangen, zerdrücken Sie den hypoglossalen Nerv so distal vom Zungenbein ( Abbildung 1D - weißer Pfeil) wie möglich, um eine retrograde Ausbreitung des Reizes zu vermeiden. Zerkleinern Sie den Nerv, indem Sie mit der Mikro-Hämostase für 5 s Druck auf ihn drücken. Wenn der Hämostat den Nerv erfaßt,Hexe an der Zungenbasis sollte sichtbar sein.
    6. Wiederholen Sie den Vorgang für die andere Seite.
  3. Tracheale Intubation
    1. Entlüft die Trachea, indem du die umlaufenden glatten Muskeln vorsichtig durch stumpfe Dissektion trennst ( Abb. 1E - wie durch die grünen Pfeile angedeutet).
      HINWEIS: Seien Sie konservativ und verwenden Sie vorzugsweise stumpfe Dissektion. Vergleichen Sie den Durchmesser der Kanüle mit dem der Trachea. Die Kanüle sollte in der Trachea korrekt passen und nach dem Nähen, wie in den Schritten 1.3.2 bis 1.3.5 beschrieben, stabil eingelegt werden.
    2. Heben Sie die Trachea vorsichtig mit einem Paar Nahtzangen an und passieren Sie eine 4-0 Naht darunter, in der Nähe des Thorax. Binden Sie einen anfänglichen losen Knoten zwischen dem 6. und dem 7. Ring aus dem Kehlkopf ( Abbildung 1F - weißer Pfeil). Dieser Knoten wird geschlossen, sobald die Kanüle eingelegt ist, um sie festzuhalten.
    3. Schieben Sie den Stiel einesTransferpipette (Schmierung der Pipette mit Mineralöl zur Erleichterung der Insertion) unter der Trachea, um sie zu heben und das Einsetzen der Kanüle (IV 14 gx 3.25 "Kanüle) zu erleichtern.
    4. Schneiden Sie einen kleinen Schnitt zwischen dem 4. und 5. Ringe aus dem Kehlkopf ( Abbildung 1G - weißer Pfeil). Nach dem ersten Einschnitt wird sich die Öffnung dazu veranlassen, sich zu verbreiten, also bei der Initialisierung konservativ zu sein, um die vollständige Resektion der Trachea zu vermeiden.
      HINWEIS: Bevor Sie den Einschnitt der Trachea durchführen, stellen Sie sicher, dass die Kanüle fertig ist und die Anästhesielieferung eingeschaltet ist.
    5. Starten Sie die Anästhesie-Verabreichung durch die Kanüle und legen Sie sie vorsichtig in den Einschnitt ein und schieben sanft in die Trachea die Länge von etwa 5 Ringen. Sichern Sie die Kanüle mit der Naht, um eine luftdichte Abdichtung zu erzeugen ( Abbildung 1H ).
      HINWEIS: Sicherstellen, dass keine Flüssigkeit in die gelierte Trachea gelangt, um zu vermeidenOcation Sobald die Trachea eingeschnitten ist, wird das Tier atmen Raumluft. Es ist daher wichtig, die Kanüle schnell einzuführen, damit die Anästhesie beibehalten wird. Wenn / wenn das Tier bewegt wird, überwacht die korrekte Position der Kanüle in der Trachea.
    6. Entfernen Sie das Tier vorsichtig aus dem Nasenhaut.
      HINWEIS: Die Verwendung von injizierbaren Anästhetika anstelle von Isofluran kann das Verfahren durch die Beseitigung der Notwendigkeit der Tracheal-Intubation und Clearing der experimentellen Arbeitsraum von überschüssigen Schlauch zu vereinfachen.
  4. Zungennähte
    1. Ein 20 cm langes Stück 5/0 Naht einweichen (wir empfehlen Silk, schwarz geflochten) in PBS.
    2. Halten Sie den Mund der Ratte offen, halten Sie die Zungenspitze vorsichtig mit der Nahtzange.
    3. Pass die Naht medial durch die Spitze der Zunge ( Abbildung 1I - weißen Pfeil) Aufmerksamkeit zu halten die Zunge feucht mit Kochsalzlösung, um potenzielle Gewebe zu vermeidenBeschädigung.
    4. Binden Sie eine Schleife ca. 4 cm breit (der Durchmesser kann sich ändern, basierend auf dem Abstand zwischen dem Tier und dem Kraftaufnehmer).
      HINWEIS: Sicherstellen, dass die Naht und die Zunge nass sind, um die Insertion zu erleichtern und unnötige Läsionen des Gewebes zu vermeiden.

2. Experimentelles Setup

figure-protocol-2
Abbildung 2: Positionierung und Sicherung des Tieres
(A) Die Maus befindet sich auf der experimentellen Plattform. Der Kiefer ist gesichert und der Mund durch die Anwendung der vertikalen Spannung (grüner Pfeil) offen gehalten. Die Nahtschlaufe ist mit dem Kraftaufnehmer (weißer Pfeil) verbunden. (B) Die Elektroden sind angeschlossen. (C) Jede Elektrode, die auf einem Mikromanipulator montiert ist, ist stabil mit dem Nerv verbunden. Die Einlage zeigt die Beendigung von tEr hakte Elektrode. (D) Die optimale Länge der Zunge wird mit einem Vernier-Bremssattel gemessen, von der Einfügung auf der Höhe des Zungenbeins bis zur Zungenspitze. In diesem Bild wurden die Elektroden aus Gründen der Klarheit entfernt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Hinweis: Stellen Sie das Tier auf dem beheizten Tablett des Gerätes mit den folgenden Befestigungsmaßnahmen auf, um Bewegungen während des Experiments zu vermeiden.

  1. Sichern Sie die Nase der Ratte mit einer kunststoffbeschichteten metallischen Twist-Bindung, die direkt mit der beheizten Plattform verbunden ist ( Abbildung 2A , 2B ).
  2. Halten Sie den Mund der Ratte, indem Sie die vertikale Spannung aufnehmen (verwenden Sie einen 3-Wege-Drehgelenk, der an 9 kg-Test-Monofilamentlinie gebunden ist und mit einem Kameratift festhalten) ( Abbildung 2A - grüner Pfeil).
    ANMERKUNG: Ein alternativer Ansatz zur Stabilisierung der Ratte ist die Verwendung eines Nagetier Mund Knebel oder eine benutzerdefinierte Änderung davon. Es ist wichtig, dass der Mund offen und stabil gehalten wird, um Bewegungen des Halses zu vermeiden, die die Qualität der Messungen beeinträchtigen könnten.
  3. Verbinden Sie die Nahtschlaufe mit dem Kraftaufnehmer ( Abbildung 2A - weißer Pfeil).
  4. Mit chirurgischen Band, immobilisieren die Gliedmaßen und den Bauch der Ratte, um Bewegungen während der Stimulationen zu begrenzen.
  5. Tragen Sie die beiden stimulierenden Haken-Bipolarelektroden auf die zerlegten hypoglossalen Nerven, proximal zur Crush-Stelle ( Abbildung 2C ).
    1. Verwenden Sie stimulierende bipolare Elektroden, die aus einem Paar von Chirurgie-Edelstahl-Nadel-Elektroden hergestellt wurden, die in einem Abstand von 2 mm voneinander unter Verwendung eines Plastik-Trägers zusammengehalten wurden (hier verwendeten wir zwei 1-mL-serologische Pipetten, die zusammengeklebt wurden).
    2. Biegen Sie die Spitzen der Nadelelektroden zu einer HakenformKlein genug, um einen stabilen Kontakt mit dem Nerv zu bilden (~ 1 mm Durchmesser) ( Abbildung 2C - Einlage).
    3. Verbinden Sie die beiden Drähte jeder Elektrode mit einem stapelbaren doppelten Bindeposten mit Bananenbuchse x BNC-Buchse und verbinden Sie sich mit dem Stimulatormodul eines in situ Muscle Test Systems (Tabelle 3) mit einem BNC-Splitter.
      HINWEIS: Sicherstellen, dass das Tier stabil ist und dass der Hals und die Zunge auf den Kraftaufnehmerhebel ausgerichtet sind. Die Überwachung der Atemfrequenz fortsetzen und sicherstellen, dass die Beschränkungen die Atmung nicht beeinträchtigen.

3. Optimale Länge (L 0 ) und Maximal Isometrische Kraft Bestimmung

  1. Passen Sie die Länge der Zunge allmählich an und wenden Sie isometrische Zuckungsstimulationen an, bis eine maximale Kraft erhalten wird.
    1. Definiere L & sub0; als die Länge, bei der die isometrische Zuckungskraft ( Tabelle 1 ) maximal ist, und für die nachfolgende Normalisierung aufzeichnenDie Kraftmessungen, wie es sich für jedes Tier ändert. Mit einem Vernier-Bremssattel die Zungenlänge von der Einfügung auf Höhe des Zungenbeins ( Abb. 2D ) bis zur Zungenspitze messen.
      HINWEIS: Die korrekte Positionierung der Elektroden ist wichtig, um einen optimalen Kontakt mit den Nerven zu gewährleisten. Eine optimale Positionierung sollte ähnliche und additive Kräfte ausüben, wenn sie eine der beiden Nerven oder beides stimulieren.
  2. Vor Beginn des Experiments die beiden Elektroden an den Stimulator anschließen und eine Test-Tetan-Stimulation verabreichen ( Tabelle 1 ). Während dieser Kontraktion, überwachen Sie das Tier, um sicherzustellen, dass die Position stabil ist, und prüfen Sie auf unerwünschte sichtbare Kontraktionen der Nackenmuskulatur.
  3. Messen Sie isometrische Kraft durch Anwendung eines Zuckens, gefolgt von 20 s durch eine tetanische Stimulation. Wiederholen Sie die Stimulationen 3 mal, so dass 4 min Erholung zwischen Stimulationszyklen (ein Zyklus umfasst ein Zucken und aufE tetanische Stimulation) und notieren die maximalen zuckenden und tetanischen Kräfte.
  4. Halten Sie die Zunge immer nass, indem Sie einige Tropfen PBS zwischen Kontraktionen anwenden.
    HINWEIS: Wenn sich die Nackenmuskeln zusammenziehen, ändern Sie sorgfältig die Positionierung der Elektroden, so dass sie kein umgebendes Muskelgewebe berühren und bei Bedarf das Gewebe in Kontakt mit den Elektroden kauterisieren.

4. Viskoelastische Eigenschaftenbestimmung (Lissajous Curves)

  1. Lassen Sie die Zunge für 3 - 5 min nach der isometrischen Kraftbestimmung ruhen. Führen Sie die Lissajous-Kurven ab L 0 aus , daher sollte die Position des Tieres und des Kraftaufnehmers niemals geändert werden.
  2. Ohne die hypoglossalen Nerven zu stimulieren, werden die Zyklen der passiven Strecken angewendet ( Tabelle 2 ) mit zunehmender Verschiebung (d) dh 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50% L 0 (höhere Amplituden können ein Dual Modus-Controller mit higheR Ausflugswerte als die 305C-LR). Beispielsweise bewirkt eine Amplitude von 40% L & sub0; die Verformung der Zunge von + 20% L & sub0; bis -20% L & sub0 ;.
    1. Verwenden Sie feste 2 Hz Sinusfrequenz mit 10 Wiederholungen in jedem Zyklus, für eine Gesamtdauer von 5 s jeden Zyklus. Änderungen der Sinusfrequenz wurden in der Vergangenheit mit Geweben wie dem Zwerchfell 24 verwendet und könnten angenommen werden, um das experimentelle Protokoll zu modifizieren.
    2. Erlaube 30 s zwischen jedem Zyklus und sorge, dass die Zunge während des ganzen Vorgangs nass ist.
      HINWEIS: Halten Sie die Zunge nass während der Prozedur und fügen Sie einige Tropfen PBS hinzu. Achten Sie darauf, dass die Rückhaltevorrichtung, die die Backe hält, während der Strecken stabil bleibt, besonders wenn die Verschiebung 40% oder mehr erreicht.
  3. Unmittelbar nach der Fertigstellung des Experiments, während das Tier noch unter einer tiefen chirurgischen Ebene der Anästhesie ist, töten das Tier nach dem genehmigten IACUC Tier protOcol Zerkleinerung der Zunge zur Weiterverarbeitung ( dh gefrorene Schnitte oder Lagerung für biochemische Analysen).

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Ergebnisse

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Abbildung 3: Repräsentative Ergebnisse.
(A) Beispiele für erfolgreiche Zuckungen und tetanische Kraftspuren. Die entsprechende Stimulation wird durch die rote Spur dargestellt. (B) Beispiel für erfolglose Zungen-tetanische Kontraktionen durch submaximale Kontraktion (blaue Spur) und indirekte Stimulation der Nackenmuskulatur. Beide Bedingung...

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Diskussion

Änderungen des Zungenmetabolismus und / oder der Zusammensetzung, z. B. Zungenfettinfiltration als Folge von Fettleibigkeit, werden voraussichtlich quantifizierbare Veränderungen der durch unser Protokoll beurteilten Parameter bewirken. Die Quantifizierung der Zungenkraft ist von großem Interesse, da ein Ungleichgewicht zwischen protrusiver und retrusiver Aktivität oder Gesamtzungenschwäche zur Okklusion des oberen Atemwegs 15 führen kann . Übungsmethoden, die darauf abzielen, die Zungen...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Diese Untersuchung wurde von zwei National Institutes of Health Grants unterstützt: HL089447 ("Adipositas und OSA: Verständnis der Bedeutung der Zunge Fat & Metabolic Function") und HL094307 ("Verständnis der Beziehung zwischen Fettleibigkeit und Zungenfett")

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
SurgiSuite (beheiztes OP-Tablett)Kent ScientificSurgiSuite-LGEnthält eine beheizte Plattform
, LED-Beleuchtung und VergrößerungskitKent ScientificSURGI- 5003
RC2 Nagetier-SchaltungsreglerVetEquip922100
IsofluranButler Schein Tiergesundheitsversorgung29405
Alkohol PrepWebcol6818
Applikatoren mit WattespitzeMediChoiceWOD1002
HaarschneiderConair
HaarentfernerlotionNair
Medical TapeTranspore3M
D-PBSCorning21-030-CM
OP-SchereWorld Precision Instruments503717-12
Hämostatische PinzetteMerit97-458Jede Gewebezange kann stattdessen verwendet werden
Mikrodisparierzange, abgewinkelt, gezahnt, 10,2 cm, SSWorld Precision Instruments504479
NahtbindezangeFine Science Tools18025-10
Blunt Micro HookFine Science Tools10062-12
MicrohemostatFine Science Tools12075-14
Thermischer KauterWPI501292Einwegkauter sind kostengünstiger erhältlich
IV 14g x 3,25" KanüleBDB-D382268HFür die Trachealkanülierung
Geflochtene Seide nicht resorbierbares Nahtmaterial Größe 4-0Harvard ApparatusSP104Zur Stabilisierung der Trachealkanüle
Geflochtenes, nicht resorbierbares Seidennaht 5/0Surgik LC, USAESILRC15387550Zum Nähen der Zunge
Kunststoffbeschichteter Metall-Drehbinder (oder elektrischer Draht)Zur Befestigung der Rattennase an der Plattform
Kamerastick
3-Wege-Drehgelenk und Trilene 9 Kg Test-Monofil-SchnurBerkleyZur Sicherung des Kiefers und zum Offenhalten
des MaulsKamerastick mit verstellbarem WinkelZum Abstützen des 3-Wege-Schwenks und zum Halten des Mundes offen.
in situ MuskeltestsystemAurora Scientific809CDieses System ist für Mäuse konzipiert und wurde durch die Erweiterung der Plattform modifiziert. Alternativ kann auch das rattenspezifische 806D-System verwendet werden.
Dual-Mode-Muskelhebel (Kraftaufnehmer)Der Aurora Scientific305C-LR309C bietet eine höhere Auslenkungsfähigkeit als der 305C-LR. Link für weitere Informationen und Spezifikationen: http://aurorascientific.com/products/muscle-physiology/dual-mode-muscle-levers/
Nadelelektroden (Chirurgenstahl, 29 Gauge)AD InstrumentsMLA1204300C wird für den Einsatz bei Mäusen empfohlen.
Magnetische StänderWorld Precision InstrumentsM10Wird für die Herstellung der bipolaren Stimulationshakenelektroden
verwendet Kite Manuelle MikromanipulatorenWorld Precision InstrumentsKITE-R und KITE-LBenötigen Sie eine Stahlplatte
Stapelbarer Doppelbindestift mit Bananenbuchse x BNC-BuchseMcMaster Carr6704K13
Digitaler Messschieber aus KohlefaserverbundwerkstoffenVWR36934-152

Referenzen

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