Protokoll für die Beurteilung der relativen Auswirkungen von Umwelt und Genetik auf Geweih und Körperwachstum für eine langlebige Cervid

Summary

Phänotypische Unterschiede zwischen den Populationen der Cervid können mit Bevölkerung Genetik und Ernährung zusammenhängen; die in freier Wildbahn ist schwierig zu erkennen. Dieses Protokoll beschreibt, wie wir eine kontrollierte Studie entwickelt wo ernährungsphysiologischen Variation ausschied. Wir fanden, dass die phänotypische Variation der männlichen weiß - angebundene Rotwild mehr als Genetik durch Ernährung begrenzt war.

Abstract

Cervid Phänotyp kann in zwei Kategorien platziert werden: Effizienz, die fördert Überleben über extravagante morphometrische Wachstum und Luxus, den großen Waffen und Körpergröße Wachstum fördert. Populationen der gleichen Art anzeigen jeder Phänotyp abhängig von Umgebungsbedingungen. Obwohl Geweih und Körpergröße der männlichen weiß - angebundene Rotwild (Odocoileus Virginianus) ist physiographischen in Mississippi, USA regionsabhängig und stark mit regionalen Unterschieden in der Nahrungsqualität korreliert, können nicht die Auswirkungen der Bevölkerung Genetik aus einheimischen Beständen und frühere Re Lagerung Bemühungen außer acht gelassen werden. Dieses Protokoll beschreibt, wie wir eine kontrollierte Studie entwickelt, wo andere Faktoren, die Einfluss auf Phänotyp, wie Alter und Ernährung, gesteuert werden. Wir brachten Wildfänge trächtige Weibchen und sechs Monate alten Kälber aus drei unterschiedlichen physiographischen Regionen in Mississippi, USA an der Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Hirsch Unit. Hirsche aus der gleichen Region wurden gezüchtet, um eine zweite Generation von Nachkommen, ermöglicht es uns, Generationswechsel Antworten und mütterliche Effekte beurteilen zu produzieren. Alle Hirsche aß die gleichen qualitativ hochwertigen (20 % Rohprotein Hirsch Pellet) Diät Ad Libitum. Wir eindeutig markiert jedes Neugeborene und aufgezeichnet, Körper Masse, hinteren Fuß und Körperlänge. Jede nachfolgende Herbst wir sediert Einzelpersonen über Distanzinjektion und probierte das gleiche Morphometrics plus Geweih der Erwachsenen. Wir fanden, dass alle Morphometrics von der ersten zur zweiten Generation, mit vollständiger Ausgleich der Geweih-Größe (regionale Unterschiede nicht mehr vorhanden) und teilweisen Ausgleich der Körpermasse (einige Hinweise auf regionale Variation) zeigt sich in der zweiten Generation vergrößert. Zweite Generation des Bodens Männchen aus der Qualität unserer ärmsten Region über eine 40 % Zunahme der Geweih-Größe und ungefähr 25 % Zunahme der Körpermasse im Vergleich zu ihren wilden geernteten Kollegen angezeigt. Unsere Ergebnisse deuten darauf hin, phänotypische Variation der wilde Mann weiß - angebundene Rotwild in Mississippi beziehen sich mehr auf Unterschiede in der ernährungsphysiologischen Qualität als Bevölkerung Genetik.

Introduction

Umweltfaktoren, erfährt eine Mutter während der Schwangerschaft und Stillzeit können ihr Nachwuchs Phänotyp, unabhängig vom Genotyp^1,2,3beeinflussen. Mütter, die qualitativ hochwertige Umgebungen wahrscheinlich bewohnen produzieren nachkommen, die einen Luxus-Phänotyp (große Geweih und Körper Größe⁴) aufweisen, während Mütter, die eine minderwertige Umgebung bewohnen Nachkommen produzieren können, die ein Effizienz-Phänotyp (kleines Geweih und Körper Größe⁴) aufweisen. Daher kann in einem hochwertigen Umfeld beibehalten erlauben eine Mutter zu männliche Nachkommen mit großen phänotypischen Eigenschaften zu produzieren, die kann direkt Einfluss auf die Nachkommen reproduktiven Gelegenheiten^5,6,7,8 und indirekt auf die Mutter inklusive Fitness.

Obwohl die Ernährung beeinflußt direkt die phänotypische Eigenschaften über Taxa (Ursus Americanus, Ursus Arctos⁹; Liasis fuscusI ¹⁰; Larus michahellis ( ¹¹), weiß - angebundene Rotwild Phänotypen in Mississippi, USA können von verschiedenen Faktoren beeinflusst. Geweih und Körpergröße sind etwa ein Drittel größer für einige Populationen im Vergleich zu anderen¹². Diese Variante ist stark korreliert mit Futter Qualität^13,14; die größten Männchen befinden sich in Bereichen mit der größten Qualität des Futters. Jedoch können historische Restaurierung Bemühungen der weiß - angebundene Rotwild in Mississippi geführt haben genetische Engpässe bzw. Gründer Effekte^15,16, die teilweise auch einige der beobachteten regionalen Variation in weiß - angebundene Rotwild Phänotyp erklären kann.

Wir bieten das Protokoll verwendeten wir ernährungsphysiologische Qualität von Wild gefangenen weiß - angebundene Rotwild, Steuern ermöglichte uns zu beurteilen, ob männlichen Phänotyp von Bevölkerung Genetik eingeschränkt wird. Dieses Protokoll auch erlaubt uns zu beurteilen, ob mütterliche Effekte hinterher waren in unserer Bevölkerung. Unser kontrolliertere Design ist bevorzugt zu Studien über frei reichende Bevölkerungen, die auf die Verwendung von Umgebungsvariablen als Proxy für Ernährung Beschränkung^3,17beschränkt sind. Unsere kontrolliertere Design ermöglicht auch andere Variablen wie z. B. Potenzial chronischer stress im Zusammenhang mit sozialen Interaktionen zu konstant gehalten werden, da alle Personen, die ähnliche Gehäuse und Haltungspraktiken unterzogen werden. Zusätzlich weil Ernährung einen direkten Einfluss auf andere Aspekte der Lebensgeschichte hat erlaubt von Reproduktion bis hin zu überleben^18,19, Kontrolle der Ernährung für die Ermittler zu anderen Variablen zu beurteilen, die Säugetier-Lebensgeschichte Aspekte betreffen. Ähnliche Protokolle sind beschrieben worden, um Fragen in Bezug auf Aspekte der Lebensgeschichte für andere Huftiere in ganz Nordamerika (z.B. ^20,21) zu beurteilen.

Protocol

Ethikerklärung: Das Institutional Animal Care and Use Committee der Mississippi State University hat alle Fang-, Handhabungs- und Markierungstechniken gemäß den Protokollen 04-068, 07-036, 10-033 und 13-034 genehmigt.

1. Fangstellen einrichten, wilde Weißwedelhirsche ruhigstellen und transportieren

1. Identifizieren Sie öffentliche und private Grundstücke, die am Deer Management Assistance Program teilnehmen ²², und richten Sie ≥29 Erfassungsstandorte in drei Quellregionen in Mississippi, USA, ein.
   1. Identifizieren Sie mehrere Fangorte innerhalb jeder Quellregion, um sicherzustellen, dass die Bandbreite der in der regionalen Population vorhandenen genetischen Variation erfasst wird.
   2. Hinweis: Zu den Ausgangsregionen gehörte hier das Delta, das fast 17 % der gesamten Landfläche in Mississippi, USA, ausmacht und als hochwertige Bodenregion gilt, in der die Landwirtschaft die Hauptlandnutzung ist^23,24. Alle Versuchstiere wurden aus dieser Region im Verbreitungsgebiet von O. v. virginianus^{25 gefangen}. Zu den weiteren Regionen gehörte die Region Thin Loess (oberer und unterer Thin Loess zusammen), die fast 14 % der gesamten Landfläche in Mississippi, USA, ausmacht und als Bodenregion mittlerer Qualität gilt. Die Landwirtschaft ist auch eine primäre Landnutzung in der Region Dünner Löss, wenn auch nicht so weit verbreitet wie in der Region Delta^23,24. Alle Versuchstiere wurden aus dieser Region im Verbreitungsgebiet von O. v. virginianus^{21 gefangen}. Schließlich umfasst die Bodenregion Lower Coastal Plain (LCP) fast 22 % des Mississippi und wird als Bodenregion von geringer Qualität eingestuft. Die primäre Landnutzung im LCP ist die Produktion von Kiefernholz und die Weidehaltung von Vieh^23,24. Der LCP überschneidet sich auch mit der geographischen Verbreitung von O. v. osceola; vier der sechs Quellpopulationen lagen innerhalb von 21 km von dieser Verteilung²⁵. Diese Unterart wurde als kleiner als O. v. virginianus^{26 beschrieben}.

Abbildung 1: Quellpopulationen. Physiographische Regionen, in denen trächtige Muttertiere und Kitze in Mississippi, USA, gefangen wurden. Diese Abbildung wurde von reference^{31 geändert}. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

2. Wählen Sie potenzielle Fanggebiete aus, die die folgenden Kriterien erfüllen: Lebensraummerkmale, die für die Bewegung von Hirschen förderlich sind, Nähe zu Zugangsstraßen und Verteilung im Untersuchungsgebiet.
   HINWEIS: An den Aufnahmeorten muss die Tarnung des Erfassungstechnikers möglich sein.
   1. Köderplätze mit etwa 10 kg geschältem Mais, um Rehe zum Besuch zu verleiten und die Nutzung anhand des Köderverbrauchs und der von bewegungsempfindlichen Kameras fotografierten Hirsche zu bewerten. Ziehen Sie an alternative Standorte um, wenn die Rehe die Köderplätze nicht innerhalb von 5-7 Tagen aufsuchen.
3. Setzen Sie sich während der Gefangennahme in einen verdeckten "Ständer".
   1. Stellen Sie den Stand ca. 20 m in Lee vom Köderhaufen auf, wobei Sie die vorherrschende Windrichtung berücksichtigen, damit Rehe, die sich dem Köder nähern, den Fangtechniker weniger riechen können.
      HINWEIS: Erhöhte Ständer werden dringend bevorzugt, und Sicherheitsgurte sind erforderlich. Es gibt mehrere Variationen von Ständen mit einer Vielzahl von kommerziellen Quellen, und die Verwendung variiert je nach persönlicher Vorliebe. Ein Lock-on-Ständer würde beispielsweise Sitzgelegenheiten mit einer Leiter für den Zugang umfassen, die mit Gurten an einem Baum befestigt ist. Tragbare Kletterständer können vom Fangtechniker mitgenommen werden und ermöglichen eine erhöhte Mobilität, da der Techniker bei seiner Ankunft am Fangort einen bestimmten Baum auswählen kann. Tragbare Kletterständer sind auf den Einsatz in geraden Bäumen ohne Äste in der gewählten Höhe beschränkt.
4. Verwenden Sie eine Dartpistole, die mit einem 3-cm³-Funktelemetrie-Dart gekoppelt ist, um eine Mischung aus Teletamin-HCl (4,4 mg/kg) und Xylazin-HCl (2,2 mg/kg) abzugeben.
   1. Planen Sie die Fangbemühungen so, dass sie mit dem typischen dämmerungsaktiven Aktivitätszyklus von deer²⁷ zusammenfallen. Beginnen Sie jeden Fangversuch 2-3 Stunden vor Sonnenuntergang.
   2. Fahren Sie mit der Aufnahme von Ereignissen für 2-3 Stunden nach Sonnenuntergang fort, indem Sie eine Nachtsichtbrille und einen Rotpunktlaser für die Schussplatzierung verwenden, wenn keine Hirsche bei Tageslicht gefangen werden.
   3. Schießen Sie auf Rehe, wenn sie mit der Breitseite und stationär sind.
      HINWEIS: Das hintere Viertel des Hirsches ist das Ziel, da es über ein erhebliches Muskelgewebe verfügt und sich abseits von Herz und Lunge befindet.
   4. Warten Sie etwa 15 Minuten, bis die Zieltiere (sechs Monate alte Kitze beiderlei Geschlechts oder trächtige erwachsene Weibchen) vollständig bewegungsunfähig sind, bevor Sie sie mit Richtfunk-Telemetriegeräten orten.
   5. Bestätigen Sie, dass Personen sediert sind, indem Sie nach Augenreflexen (Blinzeln) suchen. Tragen Sie dann eine Augensalbe auf die Augen auf und verbinden Sie dem Reh die Augen, um Stress abzubauen.
      HINWEIS: Der Verlust der Thermoregulation ist eine Folge der Immobilisierung.
   6. Verwenden Sie ein rektales Thermometer, um die Körpertemperatur nach der Genesung zu bestimmen. Wärmen Sie Hirsche mit Heizdecken, wenn die Temperatur des Tieres unter 37,7 °C liegt. Kühlen Sie Hirsche mit Eisbeuteln, wenn die Temperatur des Tieres über 40,0 °C liegt.
   7. Platzieren Sie Hirsche in sternaler Position auf einer Trage im Militärstil und transportieren Sie Hirsche vom Fangort zu einem geschlossenen Anhänger.
   8. Nachdem Sie das Reh in den Anhänger gesetzt haben, kehren Sie die Wirkung von Xylazin HCl mit 0,125 mg/kg Yohimbin-HCl²⁸ um.
   9. Transportieren Sie alle gefangenen Hirsche zur gewünschten Einrichtung in Gefangenschaft (z. B. Rusty Dawkins Memorial Deer Unit der Mississippi State University; MSU Deer Unit) und trennen Sie sie nach Herkunftsregionen.

2. Einrichtungen in Gefangenschaft und allgemeine Haltungspraktiken von Versuchstieren

HINWEIS: Die MSU Deer Unit ist in fünf 0,4 bis 0,8 ha große Gehege unterteilt.

1. Decken Sie jede Seite jedes Stifts mit einem Schattentuch ab, das als visuelle und physische Barriere zwischen den Stiften dient. Schattentuch hilft, Verletzungen zu reduzieren und spendet in den Sommermonaten Schatten.
2. Platzieren Sie 1-2 erhöhte Kastenjalousien an einem Ende jedes Buches, um das Abstechen während der Datenerfassung zu erleichtern.
3. Platzieren Sie zwei Trogfutterautomaten an getrennten Enden jedes Geheges, um die Konkurrenz um Futter unter den Rehen zu verringern. Stellen Sie auch eine Wasserwanne in jedem Gehege bereit.
4. Versorgen Sie Hirsche mit einer hochwertigen Nahrung (20% Rohprotein-Hirschpellets) ad libitum.
   HINWEIS: Hier gab es zusätzlich verfügbares Futter in den Gehegen (Trifolium spp.) und Schwingel (Festuca spp.) sowie Ausfallgräser und Kräuter.
5. Falls vorhanden, halten Sie verfügbares Futter in den Buchten mit einer Mischung aus Herbiziden, um breitblättrige Unkräuter und Gräser unter Verwendung der auf den jeweiligen Etiketten angegebenen Mischungsmengen zu bekämpfen.
   HINWEIS: Es wird wahrscheinlich erforderlich sein, Einrichtungen außerhalb des Campus zu nutzen, um ≥5,5 Monate alte Rüden unterzubringen. Diese Anlagen bestanden aus zwei 0,7 Hektar großen Gehegen auf jedem der drei Grundstücke mit ähnlichen Haltungspraktiken wie die MSU Deer Unit.

Abbildung 2: Standorte von Captive-Einrichtungen. Untersuchungsgebiet, in dem sich Satelliteneinrichtungen und die Deer Unit der Mississippi State University (MSU) befanden. Schattierte Bereiche zeigen die Counties Oktibbeha (A), Noxubee (B), Attala (C), Scott (D) und Copiah (E), Mississippi, USA. Diese Abbildung wurde von reference^{34 geändert}. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

3. Parasiten- und Krankheitsbekämpfung

1. Überwachen Sie Versuchstiere auf Spulwurmparasiten (Strongyloides spp.) mittels Kotflotation mit Parasiten, gemessen als Eier pro Gramm (EPG).
   1. Wenn in hohen Konzentrationen vorhanden, sorgen Sie für eine Parasitenbekämpfung, indem Sie im Mai ein pelletiertes Wurmmittel (Wirkstoff Fenbendazol) in einer Menge von etwa 0,77 kg pelletiertem Wurmmittel pro 22,7 kg Futter verabreichen.
   2. Wenn die Parasitenwerte nach der Erstbehandlung hoch bleiben, verwenden Sie eine Ivermectin-Pour-on-Behandlung (5 mg/ml)²⁹, gemischt mit einer Menge von 2 ml/0,45 kg und verabreichen Sie den Tieren eine Menge von 0,45 kg behandeltem Futter pro 45,4 kg Tiermasse.
      HINWEIS: Die epizootische hämorrhagische Krankheit ist manchmal eine tödliche Viruserkrankung, die durch eine Stechmücke (Culicoides spp.) in den Sommer- und Herbstmonaten übertragen wird. Falls vorhanden, behandeln Sie die Forschungseinrichtung vom 1. Juli bis zum 1. Oktober 2-3 Mal pro Woche mit einem Insektizid (5 % Insektizid mit extrem geringem Volumen), um die Prävalenz der Vektoren bei den Versuchstieren zu verringern. Sprühen Sie dieses Insektizid in jedem Gehege und um den Umfang der Anlage herum etwa 90 Minuten vor offiziellem Sonnenuntergang mit dem Nebelgerät. Die bevorzugten Methoden zur Bekämpfung von Parasiten und Krankheiten sind für jede in Gefangenschaft gehaltene Einrichtung einzigartig. Tierärzte müssen bei jeder Forschung an Wildtieren in Gefangenschaft konsultiert werden, um die Gesundheit und Sicherheit der Tiere zu gewährleisten.

4. Datenerfassung

Abbildung 3: Datenerfassung von neugeborenen Kitzen. Messung der Hinterfußlänge eines neugeborenen Rehkitzes in der Rusty Dawkins Memorial Deer Unit der Mississippi State University in Oktibbeha County, Mississippi, USA. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

1. Durchsuchen Sie die Anlage in Gefangenschaft täglich nach Rehkitzen während der Geburtssaison.
   1. Markieren Sie neugeborene Kitze eindeutig mit mittelgroßen Ohrmarken aus Kunststoff, indem Sie eine Ohrmarkierung mit einem Antibiotikum verwenden, das auf das männliche Ende der Marke aufgetragen wird, um eine mögliche Infektion zu verhindern. Platzieren Sie die Ohrmarke in der Mitte des Ohrs des Rehkitzes.
   2. Messen Sie die Körpermasse (in der Nähe von 0,01 kg) mit einer digitalen Hängewaage und messen Sie die Länge des Hinterfußes und die Gesamtkörperlänge (nächster mm).
   3. Sammeln Sie Haarproben und senden Sie sie zur Zuordnung der Abstammung an eine entfernte Stelle (siehe Materialtabelle).
      HINWEIS: Die Abstammungszuweisung erfolgte unter Verwendung von DNA, die auf einer proprietären, nicht-statistischen, benutzerdefinierten strukturierten Abfragesprachendatenbank basiert. Im paarweisen Allelvergleich ordnete die entfernte Abstammungszuweisungsstelle die Abstammung zu, wenn sie alle bis auf einen Vater und eine Mutter auf der Grundlage eines gemeinsamen Allels von jedem Elternteil an allen getesteten Loci ausschloss (B. G. Cassidy, persönliche Mitteilung). Diese Methode der Abstammungszuordnung wurde auch in früheren Forschungen an in Gefangenschaft gehaltenen Weißwedelhirschen verwendet^30,31.
   4. Verabreichen Sie 2 cc Clostridium perfringens Typ C und D Toxoid und Clostridium perfringens Typ C und D Antitoxin Typ C und D subkutan und verabreichen Sie 0,3 cc/kg Ivermectin in Propylenglykol (Mississippi State University Veterinarian School, Mississippi, USA) oral an jedes Kitz.
2. Erwachsene Männer (≥1,5 Jahre alt) im Oktober und November für die Datenerfassung chemisch immobilisieren.
   1. Immobilisieren eingepferchte Erwachsene mit der gleichen Kombination von Teletamin-HCl und Xylazin-HCl, die auch für den Fang von Wildtieren verwendet wird (Schritt 1.4).
   2. Gehen Sie während der Sedierung mit dem Techniker, der zum Ende des Stifts eilt, wo sich die Hochjalousien befinden. Haben Sie einen einzigen Techniker in jeder der beiden Jalousien.
   3. Lassen Sie die Person, die den Techniker zum Blinden geführt hat, zurück zum anderen Ende des Stifts gehen
      HINWEIS: Rehe entfernen sich von diesen Technikern und platzieren sich vor den Jalousien, wo die Techniker in Position sind, um ethische Schüsse auf jedes Reh zu machen.
   4. Schießen Sie auf Rehe, wenn sie sich mit der Breitseite befinden und stehen (Abschnitt 1.4).
   5. Warten Sie etwa 15 Minuten, bis die Tiere vollständig bewegungsunfähig sind, bevor Sie sich ihnen nähern.
   6. Bestätigen Sie, dass Personen sediert sind, indem Sie nach Augenreflexen (Blinzeln) suchen. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf und verbinden Sie Rehen die Augen, um Stress abzubauen.
   7. Nachdem die Dartpfeiler ein einzelnes Reh erfolgreich betäubt haben, überwachen Sie die Vitalrate des Hirsches.
      1. Verwenden Sie ein rektales Thermometer, um die Körpertemperatur nach der Genesung zu bestimmen. Wärmen Sie Hirsche mit Heizdecken, wenn die Temperatur des Tieres unter 37,7 °C liegt. Kühlen Sie Hirsche mit Eisbeuteln, wenn die Temperatur des Tieres über 40,0 °C liegt.
   8. Laden Sie das Reh auf eine Trage im Militärstil und transportieren Sie es mit einem Einsatzfahrzeug zu einem vorher festgelegten Datenerfassungsbereich.
   9. Nach dem Transport sind die gleichen morphometrischen Messungen aufzuzeichnen, die bei der Geburt aufgezeichnet wurden (Schritt 4.1).
      1. Messen Sie die Körpermasse (am nächsten 0,01 kg) mit einer digitalen Hängewaage und messen Sie die Länge des Hinterfußes und die Gesamtkörperlänge (nächster mm).
         HINWEIS: Einzelne Hirsche reagieren unterschiedlich auf die Kombination von Arzneimitteln, die während der Sedierung verwendet werden, daher verabreichen Sie etwa 0,1-0,3 ml des Teletamin-HCl- und Xylazin-HCl-Gemischs (abhängig von der Körpermasse eines einzelnen Hirsches), wenn eine Person aus der Sedierung kommt, bevor die Datenerfassung abgeschlossen ist.
   10. Verabreichen Sie allen Hirschen nach dem Transport zum Datenerfassungsgebiet größengerechte Mengen des Antibiotikums, Ivermectin, eines clostidrialen Impfstoffs und eines Leptospirose-Impfstoffs (siehe Abschnitte 1 und 3).
3. Nehmen Sie drei Geweihmessungen von erwachsenen Männchen mit einem Geweihmaßband vor, während das Tier sediert wird.
   1. Messen Sie die Innenspreizung (größter Abstand zwischen den Hauptbalken), den Basalumfang (kleinster Durchmesser zwischen dem Grat und dem G1-Zinken) und die Länge des Hauptbalkens (Abstand von der Geweihbasis bis zur Spitze des Hauptträgers) des Geweihs vor dem Entfernen des Geweihs.
   2. Das Geweih ca. 3 cm über dem Grat mit einer Säbelsäge entfernen. Entfernen Sie kein Geweih unter 3 cm.

Abbildung 4: Datenerfassung von erwachsenen Männern. Die Geweihentfernung mittels Säbelsäge von einem in Gefangenschaft gehaltenen erwachsenen männlichen Weißwedelhirsch. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Nachdem alle Daten von der sedierten Person gesammelt wurden, legen Sie das Reh in den entsprechenden Pferch und verabreichen Sie entweder 0,125 mg/kg Yohimbin-HCl²⁸ oder 4,0 mg/kg Tolazolin-HCl³², um die Wirkung von Xylazin-HCl umzukehren. Überwachen Sie die Personen, um sicherzustellen, dass sie in einer sternalen Position bleiben, bis sie aus der Sedierung kommen und vollständig wach sind.
   HINWEIS: Wenn Komplikationen auftreten und Tiere eingeschläfert werden müssen, dann ist die Euthanasie durch Hirnluxation mittels Bolzenbetäubung und Durchtrennung der Halsvene ethische Mittel, um das Tier zu entlassen.
5. Bringen Sie das Geweih an einen dafür vorgesehenen Bereich, um die Messung der Geweihgröße abzuschließen.
   1. Messen Sie jeden einzelnen Zinken, der aus dem Hauptbalken herausragt (G1, G2, G3 usw.) und zusätzliche Anomaliepunkte mit Hilfe eines Drahtes.
      HINWEIS: Punkte, die kein passendes Gegenstück auf dem gegenüberliegenden Hauptträger haben oder nicht mit der Definition eines typischen Geweihsatzes übereinstimmen, werden durch den Boone and Crockett Club^{33 definiert}.
   2. Wickeln Sie den Draht um die Stelle, an der der Zinken den Hauptbalken schneidet, und markieren Sie diesen Punkt als Referenz.
   3. Messen Sie von diesem Referenzpunkt bis zur Spitze des Zinkens und wiederholen Sie den Vorgang für jeden Zinken.
   4. Erfassen Sie die verbleibenden Umfangsmessungen, indem Sie den kleinsten Punkt zwischen den Zinken G1 und G2 (H2-Umfang), die Zinken G2 und G3 (H3-Umfang) und die Zinken G3 und G4, falls vorhanden (H4-Umfang), identifizieren.
   5. Wenn der Zinken G4 nicht vorhanden ist, messen Sie den Abstand zwischen dem Mittelpunkt des Zinkens G3 und dem Ende des Hauptträgers und messen Sie den Umfang H4 in der Mitte.
   6. Messen Sie weniger als vier Umfange, wenn das Geweih weniger als drei Zinken enthält.
      HINWEIS: Ein Hauptträger mit zwei typischen Punkten umfasst z. B. nur drei Umfangsmessungen. Einzelpersonen können andere Richtlinien (Safari Club International) für die Berechnung der Geweihgröße verwenden; Für einen validen Vergleich müssen jedoch für jedes Tier einheitliche Methoden verwendet werden.
   7. Nachdem Sie alle Messungen durchgeführt haben, berechnen Sie einen Geweihwert, der dem untypischen Bruttowert von Boone und Crockett ähnelt³³.
   8. Wiegen Sie das Geweih mit einer wissenschaftlichen Digitalwaage auf 0,1 g genau und weisen Sie Tieren mit einem Geweih von weniger als 3 cm eine minimale kritische Geweihmasse von 1 g zu.
6. Eingepferchte Jungtiere im Alter von etwa 5,5 Monaten werden nach den gleichen Methoden wie bei Erwachsenen chemisch immobilisiert (Abschnitt 4.2) und mit einer großen Ohrmarke aus Kunststoff markiert (Schritt 4.1.1).
   1. Für die Immobilisierung von adulten Hirschen in Gefangenschaft sind die gleichen Mischungsmengen anzuwenden wie für die Immobilisierung von Wildhirschen (Abschnitt 1).
   2. Es sind die gleichen Messungen zu entnehmen, die bei der Geburt erhoben wurden (Schritt 4.1.2), und es werden die gleichen Prophylaxemittel wie bei Erwachsenen durchgeführt (Abschnitt 4.2).
      HINWEIS: Nachdem alle Daten gesammelt wurden, transportieren Sie jedes juvenile Männchen mit einem Anhänger zu seiner zufällig zugewiesenen Satellitenanlage.

5. Erzeugung von Nachkommen der ersten und zweiten Generation

1. Klassifizieren Sie sechs Monate alte, wild gefangene Kitze und Nachkommen, die in der Gefangenschaftsanlage von wild gefangenen Müttern geboren wurden, als Individuen der ersten Generation.
2. Während der Brutzeit sollten zwei Männchen mit 7-16 Weibchen platziert werden, um ein durchschnittliches Geschlechterverhältnis von einem Männchen zu acht Weibchen zu erreichen.
   HINWEIS: Wählen Sie die Zuchtmännchen aus Satellitenanlagen auf der Grundlage ihres Aussehens aus, da die gesündesten Männchen (größtes Geweih und Körpergröße) die Weibchen am ehesten während der gesamten Brutsaison versorgen können, ohne aufgrund der aggressiven Natur der Männchen während der Brutsaison Verletzungen zu erleiden.
   1. Lassen Sie Hirsche nur mit anderen Individuen aus derselben Herkunftsregion paaren (z. B. z. Delta-Männchen züchten Delta-Hündinnen, Thin Loess-Männchen züchten Thin Loess-Hündinnen und LCP-Männchen züchten LCP-Männchen).
3. Klassifizieren Sie Hirsche, die von Eltern der ersten Generation gezeugt wurden, als Nachkommen der zweiten Generation. Ziehen Sie diese Individuen von Geburt an in Gefangenschaft auf und ernähren Sie sie mit der gleichen hochwertigen Ernährung wie ihre Eltern.
   HINWEIS: Hündinnen können mehrere Jahre Nachkommen zeugen, aber in der Regel jedes Jahr mit unterschiedlichen Bullen. Sammeln Sie die gleichen Daten über Nachkommen der zweiten Generation wie über Individuen der ersten Generation und wild gefangene Individuen.

Results

Individuelle Alter, ernährungsphysiologische Qualität und Genetik beeinflussen männliche weiß - angebundene Rotwild Phänotyp. Unser Studiendesign erlaubt uns die Qualitätskontrolle der Ernährung Hirsche waren konsumieren und erlaubte uns, das Alter der einzelnen Hirsche für gültige Vergleiche innerhalb Jahr Klassen identifizieren. Durch die Kontrolle, Ernährung und Alter mit unserem Studiendesign, konnten wir besser verstehen, ob die Bevölkerung Genetik den Phänotyp der Männchen aus beide...

Discussion

Es gibt mehrere Schritte unserer Protokoll zugeordnet ist; Allerdings gibt es vier wichtige Schritte, die ergriffen werden müssen, um Erfolg mit diesem Protokoll zu gewährleisten. Während der Aufnahme von Schwarzwild muss zunächst mehrere Aufnahme-Standorten in einer single-Source-Region (Schritt 1.1.1). Standortübergreifende Erfassung wird sichergestellt, dass genetischer Variabilität der Quellregion zugeordnet unter Hirsch vertreten sein wird. Zweitens ist Hirsch getrennt vom Quellregion während der Brutzeit (Schritte ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Shelled Corn
Elevated
Stand Sicherheitsgurt
Bodenjalousie
Modell 196 Projektor	Pneu-Dart, Pennsylvania, USA
3cc Radio-Telemetrie Darts	(Pneu-Dart, Pennsylvania, USA)
Verschiedene Größen Darts	(Pneu-Dart, Pennsylvania, USA)
Teletamin HCl	(Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, USA)
Xylazin HCl	(West Texas Rx Apotheke, Amarillo, Texas, USA)
Yhoimbin HCl
Tolazolin HCl
Military Style Gurney
Rektal Thermometer
Schattentuch
20% Rohprotein Hirschpellets	(Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, USA)
Trough Style Feeder
Kommerzielles Klee	(Durana Clover, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Kommerzieller Schwingel	(Max-Q Schwingel, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Decken
Eisbeutel
Breitblättrige Unkrautbekämpfung (2, 4-DB Herbacid, Butyrac 200)
Gras Bekämpfung	(Poast Herbacide, BASF Co.)
Pelletiertes Wurmmittel	Safeguard Co.,		Wirkstoff Fenbendazol
Parasit Pour-on Treatment	(Ivomec, Merial Co.)
Insektizid	Riptide, McLaughlin Gormley King Co.)
Mittlere und große Ohrmarken aus Kunststoff	(Allflex, Texas, USA)
Remote-Standort, an dem DNA Solutions die Abstammung zugewiesen	Animal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, USA)
Digitale Hängewaage	(Moultrie, EBSCO Industries, Inc.)
Maßband
Clostridium perfringens Typen C und D Toxoid Essential 3	(Colorado Serum Co.)
Clostridium perfringens Typ C und D Antitoxin Pferdeherkunft	(Colorado Serum Co.)
Ivermectin in Propylenglykol-Antibiotikum
	(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, USA)
Ivermectin	(Norbrook Labratories, LTD., Down, Nordirland, Großbritannien)
Clostidrien-Impfstoff	(Vision 7 mit SPUR, Ivesco LLC, Iowa, USA)
Leptospirose-Impfstoff	(Leptoferm-5, Pfizer, Inc., New York, USA)
Anhänger für den Transport
Säbelsäge	(DEWALT, Maryland, USA)
Wissenschaftliche digitale Skala	(Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
Geweih Maßband
Fogger
Kunststoff Ohrmarken	(Allflex, Texas, USA)
Kunststoff-Ohretikettierer	(Allflex, Texas, USA)