Methodenartikel

Protokoll für die Beurteilung der relativen Auswirkungen von Umwelt und Genetik auf Geweih und Körperwachstum für eine langlebige Cervid

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DOI:

10.3791/56059

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8. August 2017

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1Department of Wildlife, Fisheries and Aquaculture, Mississippi State University, 2Department of Natural Resource Management, South Dakota State University, 3Mississippi Department of Wildlife, Fisheries and Parks

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Phänotypische Unterschiede zwischen den Populationen der Cervid können mit Bevölkerung Genetik und Ernährung zusammenhängen; die in freier Wildbahn ist schwierig zu erkennen. Dieses Protokoll beschreibt, wie wir eine kontrollierte Studie entwickelt wo ernährungsphysiologischen Variation ausschied. Wir fanden, dass die phänotypische Variation der männlichen weiß - angebundene Rotwild mehr als Genetik durch Ernährung begrenzt war.

Zusammenfassung

Cervid Phänotyp kann in zwei Kategorien platziert werden: Effizienz, die fördert Überleben über extravagante morphometrische Wachstum und Luxus, den großen Waffen und Körpergröße Wachstum fördert. Populationen der gleichen Art anzeigen jeder Phänotyp abhängig von Umgebungsbedingungen. Obwohl Geweih und Körpergröße der männlichen weiß - angebundene Rotwild (Odocoileus Virginianus) ist physiographischen in Mississippi, USA regionsabhängig und stark mit regionalen Unterschieden in der Nahrungsqualität korreliert, können nicht die Auswirkungen der Bevölkerung Genetik aus einheimischen Beständen und frühere Re Lagerung Bemühungen außer acht gelassen werden. Dieses Protokoll beschreibt, wie wir eine kontrollierte Studie entwickelt, wo andere Faktoren, die Einfluss auf Phänotyp, wie Alter und Ernährung, gesteuert werden. Wir brachten Wildfänge trächtige Weibchen und sechs Monate alten Kälber aus drei unterschiedlichen physiographischen Regionen in Mississippi, USA an der Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Hirsch Unit. Hirsche aus der gleichen Region wurden gezüchtet, um eine zweite Generation von Nachkommen, ermöglicht es uns, Generationswechsel Antworten und mütterliche Effekte beurteilen zu produzieren. Alle Hirsche aß die gleichen qualitativ hochwertigen (20 % Rohprotein Hirsch Pellet) Diät Ad Libitum. Wir eindeutig markiert jedes Neugeborene und aufgezeichnet, Körper Masse, hinteren Fuß und Körperlänge. Jede nachfolgende Herbst wir sediert Einzelpersonen über Distanzinjektion und probierte das gleiche Morphometrics plus Geweih der Erwachsenen. Wir fanden, dass alle Morphometrics von der ersten zur zweiten Generation, mit vollständiger Ausgleich der Geweih-Größe (regionale Unterschiede nicht mehr vorhanden) und teilweisen Ausgleich der Körpermasse (einige Hinweise auf regionale Variation) zeigt sich in der zweiten Generation vergrößert. Zweite Generation des Bodens Männchen aus der Qualität unserer ärmsten Region über eine 40 % Zunahme der Geweih-Größe und ungefähr 25 % Zunahme der Körpermasse im Vergleich zu ihren wilden geernteten Kollegen angezeigt. Unsere Ergebnisse deuten darauf hin, phänotypische Variation der wilde Mann weiß - angebundene Rotwild in Mississippi beziehen sich mehr auf Unterschiede in der ernährungsphysiologischen Qualität als Bevölkerung Genetik.

Einleitung

Umweltfaktoren, erfährt eine Mutter während der Schwangerschaft und Stillzeit können ihr Nachwuchs Phänotyp, unabhängig vom Genotyp1,2,3beeinflussen. Mütter, die qualitativ hochwertige Umgebungen wahrscheinlich bewohnen produzieren nachkommen, die einen Luxus-Phänotyp (große Geweih und Körper Größe4) aufweisen, während Mütter, die eine minderwertige Umgebung bewohnen Nachkommen produzieren können, die ein Effizienz-Phänotyp (kleines Geweih und Körper Größe4) aufweisen. Daher kann in einem hochwertigen Umfeld beibehalten erlauben eine Mutter zu männliche Nachkommen mit großen phänotypischen Eigenschaften zu produzieren, die kann direkt Einfluss auf die Nachkommen reproduktiven Gelegenheiten5,6,7,8 und indirekt auf die Mutter inklusive Fitness.

Obwohl die Ernährung beeinflußt direkt die phänotypische Eigenschaften über Taxa (Ursus Americanus, Ursus Arctos9; Liasis fuscusI 10; Larus michahellis ( 11), weiß - angebundene Rotwild Phänotypen in Mississippi, USA können von verschiedenen Faktoren beeinflusst. Geweih und Körpergröße sind etwa ein Drittel größer für einige Populationen im Vergleich zu anderen12. Diese Variante ist stark korreliert mit Futter Qualität13,14; die größten Männchen befinden sich in Bereichen mit der größten Qualität des Futters. Jedoch können historische Restaurierung Bemühungen der weiß - angebundene Rotwild in Mississippi geführt haben genetische Engpässe bzw. Gründer Effekte15,16, die teilweise auch einige der beobachteten regionalen Variation in weiß - angebundene Rotwild Phänotyp erklären kann.

Wir bieten das Protokoll verwendeten wir ernährungsphysiologische Qualität von Wild gefangenen weiß - angebundene Rotwild, Steuern ermöglichte uns zu beurteilen, ob männlichen Phänotyp von Bevölkerung Genetik eingeschränkt wird. Dieses Protokoll auch erlaubt uns zu beurteilen, ob mütterliche Effekte hinterher waren in unserer Bevölkerung. Unser kontrolliertere Design ist bevorzugt zu Studien über frei reichende Bevölkerungen, die auf die Verwendung von Umgebungsvariablen als Proxy für Ernährung Beschränkung3,17beschränkt sind. Unsere kontrolliertere Design ermöglicht auch andere Variablen wie z. B. Potenzial chronischer stress im Zusammenhang mit sozialen Interaktionen zu konstant gehalten werden, da alle Personen, die ähnliche Gehäuse und Haltungspraktiken unterzogen werden. Zusätzlich weil Ernährung einen direkten Einfluss auf andere Aspekte der Lebensgeschichte hat erlaubt von Reproduktion bis hin zu überleben18,19, Kontrolle der Ernährung für die Ermittler zu anderen Variablen zu beurteilen, die Säugetier-Lebensgeschichte Aspekte betreffen. Ähnliche Protokolle sind beschrieben worden, um Fragen in Bezug auf Aspekte der Lebensgeschichte für andere Huftiere in ganz Nordamerika (z.B. 20,21) zu beurteilen.

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Protokoll

Ethische Erklärung: Die Institutional Animal Care and Use Committee der Mississippi State University hat alle Fang-, Handhabungs- und Markierungstechniken gemäß den Protokollen 04-068, 07-036, 10-033 und 13-034 genehmigt.

1. Einrichtung von Fangplätzen, Immobilisierung und Transport wildlebender Weißwedehirsche

  1. Identifizieren Sie öffentliche und private Grundstücke, die am Deer Management Assistance Program teilnehmen22, und richten Sie mindestens 29 Fangstellen in drei Herkunftsregionen in Mississippi, USA, ein.
    1. Identifizieren Sie mehrere Fangstandorte innerhalb jeder Herkunftsregion, um sicherzustellen, dass die genetische Variationsbreite der regionalen Population erfasst wird.
    2. Hinweis: Die Herkunftsregionen umfassten hier das Delta, das fast 17 % der Gesamtfläche von Mississippi, USA, ausmacht und als Region mit hochwertigem Boden gilt, wobei die Landwirtschaft die vorherrschende Landnutzungsform darstellt23,24. Alle untersuchten Tiere wurden in diesem Gebiet innerhalb des Verbreitungsgebiets von O. v. virginianus gefangen25. Weitere Regionen waren die Thin Loess-Region (obere und untere Thin Loess kombiniert), die fast 14 % der Gesamtfläche von Mississippi, USA, ausmacht und als Region mit mittlerer Bodenqualität gilt. Auch in der Thin-Loess-Region ist die Landwirtschaft die vorherrschende Landnutzungsform, wenn auch nicht so verbreitet wie im Delta23,24. Alle untersuchten Tiere wurden in dieser Region innerhalb des Verbreitungsgebiets von O. v. virginianus gefangen21. Schließlich umfasst die Bodenregion der Lower Coastal Plain (LCP) fast 22 % von Mississippi und wird als Region mit geringer Bodenqualität klassifiziert. Die primären Landnutzungsformen in der LCP sind Kiefernholzproduktion und Weidehaltung von Nutztieren23,24. Die LCP überlappt zudem das geografische Verbreitungsgebiet von O. v. osceola; vier der sechs Herkunftspopulationen lagen innerhalb von 21 km dieses Verbreitungsgebiets25. Dieses Unterart wurde als kleiner beschrieben im Vergleich zu O. v. virginianus26.

Karte der Bodenherkunftsgebiete; Delta, unteres Küstenebene, dünner Löss; geographisches Diagramm.
Abbildung 1: Herkunftspopulationen. Physiographische Regionen, in denen trächtige Weibchen und Rehkitze in Mississippi, USA, gefangen wurden. Diese Abbildung wurde aus Referenz31 übernommen und modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

  1. Wählen Sie potenzielle Fangstandorte aus, die die folgenden Kriterien erfüllen: Lebensraummerkmale, die die Bewegung von Hirschen begünstigen, Nähe zu Straßen für den Zugang und eine Verteilung über das gesamte Untersuchungsgebiet.
    HINWEIS: Fangstandorte müssen die Verdeckung des Fangpersonals ermöglichen.
    1. Bestücken Sie die Futterstellen mit etwa 10 kg geschältem Mais, um Hirsche anzulocken, und bewerten Sie die Nutzung anhand des Futterverbrauchs und von Fotos, die mithilfe bewegungsempfindlicher Kameras aufgenommen wurden. Verlegen Sie die Stationen an alternative Standorte, falls Hirsche die bestückten Futterstellen innerhalb von 5–7 Tagen nicht aufsuchen.
  2. Während Fangaktionen in einem verdeckten „Hochsitz“ sitzen.
    1. Platzieren Sie den Hochsitz etwa 20 m windabwärts vom Futterhaufen unter Berücksichtigung der vorherrschenden Windrichtung, sodass Hirsche, die sich dem Futter nähern, den Fänger weniger gut riechen können.
      HINWEIS: Hochsitzkonstruktionen in erhöhter Position sind stark zu bevorzugen, und Sicherheitsgurte sind zwingend erforderlich. Es gibt verschiedene Arten von Hochsitzen, die von unterschiedlichen kommerziellen Anbietern stammen; ihre Verwendung hängt von persönlichen Vorlieben ab. Beispielsweise umfasst ein Anschraubhochsitz einen Sitzplatz mit einer Leiter, die mittels Gurten an einem Baum befestigt wird. Tragbare Kletterhochsitze können vom Fangpersonal mitgeführt werden und ermöglichen eine höhere Mobilität, da das Personal den geeigneten Baum erst nach Erreichen des Fangorts auswählen kann. Tragbare Kletterhochsitze können nur an geraden Bäumen ohne Äste bis zur gewählten Höhe verwendet werden.
  3. Verwenden Sie eine Betäubungspistole in Kombination mit einer 3-cc-Rundfunkmarkierungsspritze, um eine Mischung aus Telazol HCl (4,4 mg/kg) und Xylazin HCl (2,2 mg/kg) zu verabreichen.
    1. Planen Sie Fangaktionen so, dass sie mit dem typischen dämmerungsaktiven Aktivitätszyklus der Hirsche zusammenfallen27. Beginnen Sie jeden Fangversuch 2–3 Stunden vor Sonnenuntergang.
    2. Fahren Sie die Fangaktionen 2–3 Stunden nach Sonnenuntergang fort, wobei Nachtsichtgeräte und ein roter Punkt-Laser zur Schussplatzierung verwendet werden, falls die Hirsche tagsüber nicht gefangen werden konnten.
    3. Führen Sie Schüsse durch, wenn die Hirsche seitlich stehen und stillstehen.
      HINWEIS: Das Hinterbein des Hirsches ist das Zielgebiet, da es umfangreiches Muskelgewebe aufweist und vom Herzen und den Lungen entfernt liegt.
    4. Warten Sie etwa 15 Minuten, bis die anvisierten Tiere (sechs Monate alte Kälber beiderlei Geschlechts oder trächtige erwachsene Weibchen) vollständig immobilisiert sind, bevor Sie sie mithilfe einer Richtfunktelemetrie-Ausrüstung lokalisieren.
    5. Überprüfen Sie die Sedierung durch Kontrolle der Augenreflexe (Blinzeln). Tragen Sie anschließend einen Augensalbe auf und verbinden Sie die Augen der Hirsche, um Stress zu reduzieren.
      HINWEIS: Der Verlust der Thermoregulation ist eine Folge der Immobilisierung.
    6. Messen Sie nach der Erholung die Körpertemperatur mit einem Rektalthermometer. Wärmen Sie die Tiere mit beheizten Decken, wenn die Körpertemperatur unter 37,7 °C liegt. Kühlen Sie die Tiere mit Eispackungen, wenn die Körpertemperatur über 40,0 °C liegt.
    7. Platzieren Sie die Hirsche in Sternumlage auf einer militärischen Trage und transportieren Sie sie vom Fangort zu einem geschlossenen Anhänger.
    8. Nachdem der Hirsch im Anhänger platziert wurde, heben Sie die Wirkung von Xylazin HCl durch Verabreichung von 0,125 mg/kg Yohimbin HCl28 auf.
    9. Transportieren Sie alle gefangenen Hirsche zur gewünschten Haltungseinrichtung (z. B. Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit; MSU Deer Unit) und halten Sie sie getrennt nach Herkunftsregion.

2. Haltungsanlagen und allgemeine Tierpflegepraktiken bei Versuchstieren

HINWEIS: Die MSU-Hirsch-Einheit ist in fünf Gehege mit einer Fläche von 0,4 bis 0,8 ha unterteilt.

  1. Bedecken Sie jede Seite jedes Geheges mit Schattierungsstoff, um eine visuelle und physische Barriere zwischen den Gehegen zu schaffen. Der Schattierungsstoff hilft, Verletzungen zu reduzieren, und bietet Schatten während der Sommermonate.
  2. Platzieren Sie 1–2 erhöhte Kastenblenden an einem Ende jedes Geheges, um das Abschießen von Betäubungspfeilen während der Datensammlung zu erleichtern.
  3. Stellen Sie zwei trögenförmige Futterbehälter an gegenüberliegenden Enden jedes Geheges auf, um Konkurrenz um Nahrung unter den Hirschen zu verringern. Stellen Sie außerdem in jedem Gehege einen Wassernapf bereit.
  4. Stellen Sie den Hirschen eine hochwertige Nahrung (20 % Rohproteinpellets für Hirsche) ad libitum zur Verfügung.
    HINWEIS: Zusätzlich verfügbare Futterpflanzen innerhalb der Gehege umfassten hier Trifolium spp. und Rotschwingel (Festuca spp) sowie spontan wachsende Gräser und krautige Pflanzen.
  5. Falls vorhanden, pflegen Sie die verfügbaren Futterpflanzen innerhalb der Gehege durch eine Mischung von Herbiziden zur Bekämpfung von Breitblattunkräutern und Gräsern unter Verwendung der auf den jeweiligen Etiketten angegebenen Dosierungsraten.
    HINWEIS: Die Unterbringung von männlichen Tieren ab einem Alter von ≥5,5 Monaten in außeruniversitären Einrichtungen wird wahrscheinlich erforderlich sein. Diese Einrichtungen bestanden aus jeweils zwei 0,7 ha großen Gehegen auf drei verschiedenen Grundstücken mit Haltungspraktiken, die denen der MSU Deer Unit ähnelten.

Karte der US-Bundesstaaten mit hervorgehobenen Countys in Mississippi; geographische Verteilungsdiagramm.
Abbildung 2: Standorte der Haltungseinrichtungen. Untersuchungsgebiet, in dem die Satelliteneinrichtungen und die Hirschforschungseinrichtung der Mississippi State University (MSU) lagen. Die schattierten Bereiche zeigen die Countys Oktibbeha (A), Noxubee (B), Attala (C), Scott (D) und Copiah (E) im Bundesstaat Mississippi, USA. Diese Abbildung wurde modifiziert aus Referenz34. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Parasiten- und Krankheitskontrolle

  1. Überwachen Sie Versuchstiere auf Spulwurmparasiten (Strongyloides spp) mittels Kotflotation, wobei die Parasiten als Eier pro Gramm (EPG) gemessen werden.
    1. Falls diese in hohen Konzentrationen vorhanden sind, erfolgt die Parasitenbekämpfung durch Verabreichung eines pelletierten Entwurfmittels (Wirkstoff Fenbendazol) in einer Menge von etwa 0,77 kg pelletiertem Entwurfmittel pro 22,7 kg Futter während des Monats Mai.
    2. Falls die Parasitenkonzentration nach der Erstbehandlung weiterhin hoch bleibt, wenden Sie eine Ivermectin-Top-Dress-Behandlung (5 mg/mL)29 an, die in einem Verhältnis von 2 mL/0,45 kg gemischt und in einer Menge von 0,45 kg behandeltem Futter pro 45,4 kg Körpermasse verabreicht wird.
      HINWEIS: Die epizootische hämorrhagische Krankheit ist eine manchmal tödlich verlaufende Viruskrankheit, die durch eine stechende Mücke (Culicoides spp) in den Sommer- und Herbstmonaten übertragen wird. Falls diese Krankheit auftritt, sollte die Versuchsanlage vom 1. Juli bis zum 1. Oktober zweimal wöchentlich mit Insektizid (5 % ultra-niedriges Volumen-Insektizid) behandelt werden, um die Häufigkeit der Vektoren bei den Versuchstieren zu verringern. Sprühen Sie das Insektizid mit einem Zerstäuber etwa 90 Minuten vor dem amtlichen Sonnenuntergang innerhalb jedes Geheges und entlang des Perimeters der Anlage. Die bevorzugten Methoden zur Bekämpfung von Parasiten und Krankheiten sind von der jeweiligen Haltungseinrichtung abhängig. Bei jeder Forschung an wildlebenden Tieren in Gefangenschaft muss ein Tierarzt konsultiert werden, um die Gesundheit und Sicherheit der Tiere sicherzustellen.

4. Datensammlung

Studie zur Anatomie von Hirschen, Messung der Beinlänge mit einem Maßband, Feldforschung, Wildbiologie
Abbildung 3: Datenerhebung bei neugeborenen Rehen. Messung der Hinterfußlänge an einem neugeborenen Rehkitz an der Rusty-Dawkins-Gedenkstätte für Hirsche der Mississippi State University im Oktibbeha County, Mississippi, USA. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

  1. Suchen Sie während der Geburtenzeit täglich in der Haltungseinrichtung nach Kitz.
    1. Kennzeichnen Sie neugeborene Kitz mit mittelgroßen Kunststoffohrmarken unter Verwendung einer Ohrmarke mit aufgetragenem Antibiotikum am männlichen Ende der Marke, um mögliche Infektionen zu verhindern. Befestigen Sie die Ohrmarke etwa in der Mitte des Ohres des Kitzes.
    2. Messen Sie die Körpermasse (auf 0,01 kg genau) mit einer digitalen Hängewaage und erfassen Sie die Länge des Hinterfußes sowie die gesamte Körperlänge (auf mm genau).
    3. Entnehmen Sie Haarproben und senden Sie diese zur Elternbestimmung an einen externen Standort (siehe Tabelle der Materialien).
      HINWEIS: Die Elternbestimmung erfolgte mittels DNA-basierter Analyse unter Verwendung einer proprietären, nicht-statistischen, benutzerdefinierten Abfragesprache-Datenbank. Bei dem paarweisen Allelvergleich wurde die Elternschaft durch den externen Dienstleister zugewiesen, wenn alle bis auf einen Vater und eine Mutter aufgrund gemeinsamer Allele an allen getesteten Loci ausgeschlossen werden konnten (B. G. Cassidy, persönliche Mitteilung). Diese Methode der Elternbestimmung wurde auch in früheren Studien an in Gefangenschaft gehaltenen Weißwedelhirschen verwendet30,31.
    4. Verabreichen Sie jedem Kitz 2 ml Toxoid gegen Clostridium perfringens Typ C und D sowie Antitoxin gegen Clostridium perfringens Typ C und D subkutan und 0,3 ml/kg Ivermectin in Propylenglykol (Mississippi State University Veterinarian School, Mississippi, USA) oral.
  2. Immobilisieren Sie erwachsene Männchen (≥1,5 Jahre alt) chemisch im Oktober und November zur Datenerhebung.
    1. Immobilisieren Sie in Gehegen gehaltene Tiere mit der gleichen Kombination aus Telazol (Teletamin HCl) und Xylazin HCl, die auch zur Einfangung wildlebender Tiere verwendet wird (Schritt 1.4).
    2. Während der Sedierungsmaßnahmen begleiten Sie den Techniker, der die Betäubungspfeile abfeuern wird, zum Ende des Geheges, wo sich die erhöhten Beobachtungsstände befinden. Stellen Sie jeweils einen einzelnen Techniker in jeden der beiden Beobachtungsstände.
    3. Derjenige, der den Techniker zum Beobachtungsstand begleitet hat, kehrt zum gegenüberliegenden Ende des Geheges zurück.
      HINWEIS: Die Hirsche entfernen sich von diesen Technikern und positionieren sich vor den Beobachtungsständen, sodass die Techniker von dort aus ethisch vertretbare Schüsse auf jedes Tier abgeben können.
    4. Führen Sie die Schüsse durch, wenn sich die Hirsche seitlich und regungslos präsentieren (Abschnitt 1.4).
    5. Warten Sie etwa 15 Minuten, bis die betäubten Tiere vollständig immobilisiert sind, bevor Sie sich nähern.
    6. Überprüfen Sie die Sedierung durch Kontrolle der Augenreflexe (Blinkreflex). Tragen Sie ein ophthalmologisches Salbe auf die Augen auf und verbinden Sie die Augen der Hirsche, um Stress zu reduzieren.
    7. Nach erfolgreicher Sedierung eines einzelnen Hirsches überwachen Sie die Vitalfunktionen des Tieres.
      1. Verwenden Sie ein Rektalthermometer, um die Körpertemperatur nach der Erholung zu messen. Wärmen Sie das Tier mit beheizten Decken, wenn die Körpertemperatur unter 37,7 °C liegt. Kühlen Sie das Tier mit Eispackungen, wenn die Körpertemperatur über 40,0 °C liegt.
    8. Verladen Sie den Hirsch auf eine militärische Trage und transportieren Sie ihn mit einem Geländefahrzeug zu einem vorbestimmten Datenerfassungsbereich.
    9. Notieren Sie nach dem Transport dieselben morphometrischen Messungen wie bei der Geburt (Schritt 4.1).
      1. Messen Sie die Körpermasse (auf 0,01 kg genau) mit einer digitalen Hängewaage und erfassen Sie die Länge des Hinterfußes sowie die gesamte Körperlänge (auf mm genau).
        HINWEIS: Individuelle Hirsche reagieren unterschiedlich auf die Kombination der während der Sedierung verwendeten Medikamente. Verabreichen Sie daher je nach Körpermasse des einzelnen Tieres etwa 0,1–0,3 ml der Telazol- (Teletamin HCl) und Xylazin HCl-Mischung, falls ein Tier vor Abschluss der Datenerfassung aus der Sedierung erwacht.
    10. Verabreichen Sie nach dem Transport aller Hirsche zum Datenerfassungsbereich antibiotische Mittel, Ivermectin, einen Clostridien-Impfstoff und einen Leptospirose-Impfstoff in mengenmäßig angepasster Dosierung (siehe Abschnitte 1 und 3).
  3. Nehmen Sie drei Geweihmessungen an erwachsenen Männchen mit einem Geweihmaßband vor, während das Tier sediert ist.
    1. Messen Sie die Innenweite (größter Abstand zwischen den Hauptstangen), den Basalumfang (kleinster Durchmesser zwischen Bur und G1-Zinke) und die Länge der Hauptstange (Abstand von der Geweihbasis bis zur Spitze der Hauptstange) vor der Entfernung der Geweihe.
    2. Entfernen Sie die Geweihe etwa 3 cm oberhalb der Bur mit einer Stichsäge. Entfernen Sie niemals Geweihe unterhalb von 3 cm.

Tierärztliche Wildtierbehandlung mit Elektrowerkzeug zur Geweihentfernung, Erhaltungsmethode.
Abbildung 4: Datenerhebung bei erwachsenen Männchen. Entfernung der Geweihe mithilfe einer Stichsäge an einem erwachsenen männlichen Weißwedelhirsch in Gefangenschaft. Klicken Sie bitte hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

  1. Nachdem alle Daten von dem sedierten Tier gesammelt wurden, das Reh in den entsprechenden Pferch bringen und entweder 0,125 mg/kg Yohimbinsäure28 oder 4,0 mg/kg Tolazolinsäure32 verabreichen, um die Wirkung von Xylazinsäure zu verkehren. Die Tiere überwachen, um sicherzustellen, dass sie bis zum Erwachen aus der Sedierung und vollständiger Wachheit in Brustlage verbleiben.
    ANMERKUNG: Falls Komplikationen auftreten und die Tiere euthanasiert werden müssen, sind Euthanasie durch zerebrale Dislokation mittels Bolzenschussgeräts und Durchtrennen der Vena jugularis ethisch vertretbare Methoden, um das Tier zu töten.
  2. Die Geweihe an einen festgelegten Ort bringen, um die Geweihgröße abschließend zu vermessen.
    1. Jeden einzelnen Fortsatz (Zinne), der vom Hauptstrahl (G1, G2, G3, etc.) oder zusätzliche unregelmäßige Zinnen mittels eines Drahtes vermessenen.
      ANMERKUNG: Zinnen, die kein korrespondierendes Gegenstück auf dem gegenüberliegenden Hauptstrahl besitzen oder die nicht der Definition eines typischen Geweihes entsprechen, werden vom Boone-and-Crockett-Club33 definiert.
    2. Den Draht dort um die Stelle wickeln, wo die Zinne den Hauptstrahl kreuzt, und diese Stelle als Referenz markieren.
    3. Von dieser Referenzstelle bis zur Spitze der Zinne messen und dies für jede Zinne wiederholen.
    4. Die restlichen Umfangsmessungen vornehmen, indem der engste Punkt zwischen den Zinnen G1 und G2 (Umfang H2), zwischen G2 und G3 (Umfang H3) sowie zwischen G3 und G4, falls vorhanden (Umfang H4), identifiziert wird.
    5. Falls die Zinne G4 nicht vorhanden ist, den Abstand zwischen der Mitte der Zinne G3 und dem Ende des Hauptstrahls messen und den Umfang H4 an der halben Strecke ermitteln.
    6. Weniger als vier Umfangsmessungen vornehmen, wenn die Geweihe weniger als drei Zinnen aufweisen.
      ANMERKUNG: Beispielsweise umfasst ein Hauptstrahl mit zwei typischen Zinnen nur drei Umfangsmessungen. Es können andere Leitlinien (Safari Club International) zur Berechnung der Geweihgröße verwendet werden; jedoch müssen für jeden Vergleich konsistente Methoden angewendet werden.
    7. Nach Abschluss aller Messungen einen Geweihwert berechnen, der dem Brutto-atypischen Boone-and-Crockett-Wert33 ähnelt.
    8. Die Geweihe mit einer digitalen Analysenwaage auf 0,1 g genau wiegen und Jungtieren mit Geweihen unter 3 cm Länge eine minimale kritische Geweihmasse von 1 g zuweisen.
  3. Jungtiere im Pferch im Alter von etwa 5,5 Monaten mit denselben Methoden wie bei Erwachsenen (Abschnitt 4.2) chemisch immobilisieren und die Jungtiere mit einem großen Kunststoffohrmarken (Schritt 4.1.1) kennzeichnen.
    1. Dieselben Dosierungsraten des Medikamentengemischs zur Immobilisierung von Tieren in Gefangenschaft verwenden wie bei wildlebenden Rehen (Abschnitt 1).
    2. Dieselben Messungen wie bei der Geburt (Schritt 4.1.2) erfassen und dieselben Prophylaktika wie bei Erwachsenen verabreichen (Abschnitt 4.2).
      ANMERKUNG: Nach Abschluss der Datenerfassung jedes männliche Jungtier per Anhänger zu seiner zufällig zugewiesenen Satellitenanlage transportieren.

5. Erzeugung der Nachkommen der ersten und zweiten Generation

  1. Stufen Sie sechs Monate alte, in freier Wildbahn gefangene Rehe und Nachkommen, die in der Haltungseinrichtung von in freier Wildbahn gefangenen Müttern geboren wurden, als Individuen der ersten Generation ein.
  2. Während der Fortpflanzungszeit zwei Männchen mit 7–16 Weibchen zusammenbringen, was einem durchschnittlichen Fortpflanzungs-Verhältnis von einem Männchen auf acht Weibchen entspricht.
    HINWEIS: Wählen Sie Zuchtmännchen aus Satellitenanlagen anhand ihres äußeren Erscheinungsbildes aus, da die gesündesten Männchen (größte Geweihe und Körpergröße) am ehesten in der Lage sind, Weibchen während der gesamten Fortpflanzungszeit zu begatten, ohne sich aufgrund des aggressiven Verhaltens der Männchen in dieser Zeit Verletzungen zuzuziehen.
    1. Lassen Sie nur Hirsche mit anderen Individuen aus derselben Herkunftsregion züchten (z. B., Delta-Männchen züchten mit Delta-Weibchen, Thin-Loess-Männchen mit Thin-Loess-Weibchen und LCP-Männchen mit LCP-Weibchen.
  3. Stufen Sie Rehe, die von Elterntieren der ersten Generation gezeugt wurden, als Nachkommen der zweiten Generation ein. Züchten Sie diese Tiere von der Geburt an in Gefangenschaft und füttern Sie sie mit derselben qualitativ hochwertigen Nahrung wie ihre Eltern.
    HINWEIS: Weibchen können mehrere Jahre lang Nachkommen hervorbringen, jedoch in der Regel mit unterschiedlichen Vätern in jedem Jahr. Erfassen Sie dieselben Daten an Nachkommen der zweiten Generation wie an Individuen der ersten Generation und an wildgefangenen Tieren.

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Ergebnisse

Individuelle Alter, ernährungsphysiologische Qualität und Genetik beeinflussen männliche weiß - angebundene Rotwild Phänotyp. Unser Studiendesign erlaubt uns die Qualitätskontrolle der Ernährung Hirsche waren konsumieren und erlaubte uns, das Alter der einzelnen Hirsche für gültige Vergleiche innerhalb Jahr Klassen identifizieren. Durch die Kontrolle, Ernährung und Alter mit unserem Studiendesign, konnten wir besser verstehen, ob die Bevölkerung Genetik den Phänotyp der Männchen aus beide...

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Diskussion

Es gibt mehrere Schritte unserer Protokoll zugeordnet ist; Allerdings gibt es vier wichtige Schritte, die ergriffen werden müssen, um Erfolg mit diesem Protokoll zu gewährleisten. Während der Aufnahme von Schwarzwild muss zunächst mehrere Aufnahme-Standorten in einer single-Source-Region (Schritt 1.1.1). Standortübergreifende Erfassung wird sichergestellt, dass genetischer Variabilität der Quellregion zugeordnet unter Hirsch vertreten sein wird. Zweitens ist Hirsch getrennt vom Quellregion während der Brutzeit (Schritte ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Wir danken den Mississippi Department of Wildlife, Fischerei und Parks (MDWFP) für die finanzielle Unterstützung, die Nutzung der Ressourcen aus der Bundes Wildlife Restoration Act (W-48-61). Wir danken MDWFP Biologen W. McKinley, A. Blaylock und A. Gary L. Wilf für ihr umfangreiches Engagement bei der Datenerhebung. Wir danken auch S. Tucker als Anlage-Koordinator und mehrere Doktoranden und Techniker für ihre Hilfe, Daten zu sammeln. Diese Handschrift ist Beitrag WFA427 der Mississippi State University Forest und Wildlife Research Center.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Shelled Corn
Elevated
Stand Sicherheitsgurt
Bodenjalousie
Modell 196 ProjektorPneu-Dart, Pennsylvania, USA
3cc Radio-Telemetrie Darts(Pneu-Dart, Pennsylvania, USA)
Verschiedene Größen Darts (Pneu-Dart, Pennsylvania, USA)
Teletamin HCl (Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, USA)
Xylazin HCl (West Texas Rx Apotheke, Amarillo, Texas, USA)
Yhoimbin HCl
Tolazolin HCl
Military Style Gurney
Rektal Thermometer
Schattentuch
20% Rohprotein Hirschpellets  (Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, USA)
Trough Style Feeder
Kommerzielles Klee (Durana Clover, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Kommerzieller Schwingel (Max-Q Schwingel, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Decken
Eisbeutel
Breitblättrige Unkrautbekämpfung (2, 4-DB Herbacid, Butyrac 200)
Gras Bekämpfung (Poast Herbacide, BASF Co.)
Pelletiertes WurmmittelSafeguard Co., Wirkstoff Fenbendazol
Parasit Pour-on Treatment (Ivomec, Merial Co.)
InsektizidRiptide, McLaughlin Gormley King Co.) 
Mittlere und große Ohrmarken aus Kunststoff(Allflex, Texas, USA)
Remote-Standort, an dem DNA Solutions die Abstammung zugewiesenAnimal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, USA)
Digitale Hängewaage (Moultrie, EBSCO Industries, Inc.) 
Maßband
Clostridium perfringens Typen C und D Toxoid Essential 3 (Colorado Serum Co.)
Clostridium perfringens Typ C und D Antitoxin Pferdeherkunft(Colorado Serum Co.)
Ivermectin in Propylenglykol-Antibiotikum
(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, USA)
Ivermectin(Norbrook Labratories, LTD., Down, Nordirland, Großbritannien)
Clostidrien-Impfstoff(Vision 7 mit SPUR, Ivesco LLC, Iowa, USA)
Leptospirose-Impfstoff (Leptoferm-5, Pfizer, Inc., New York, USA)
Anhänger für den Transport
Säbelsäge (DEWALT, Maryland, USA)
Wissenschaftliche digitale Skala (Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
Geweih Maßband
Fogger
Kunststoff Ohrmarken (Allflex, Texas, USA)
Kunststoff-Ohretikettierer(Allflex, Texas, USA)
wurde

Referenzen

  1. Bernardo, J. Maternal effects in animal ecology. Amer Zool. 36 (2), 83-105 (1996).
  2. Forchhammer, M. C., Clutton-Brock, T. H., Lindstrom, J., Albon, S. D. Climate andpopulation density induce long-term cohort variation in a northern ungulate. J Anim Ecol. 70 (5), 721-729 (2001).
  3. Freeman, E. D., Larsen, R. T., Clegg, K., McMillan, B. R. Long-lasting effects of maternal condition in free-ranging cervids. PLoS ONE. 8 (3), 5873(2013).
  4. Geist, V. Environmentally guided phenotype plasticity in mammals and some of its consequences to theoretical and applied biology. Alternative life-history styles of animals. Burton, M. N. , Kluwer Academic Publishers. Dordrect. 153-176 (1989).
  5. Clutton-Brock, T. H., Guinness, F. E., Albon, S. D. Reproductive success in stags. Red Deer: Behavior and ecology of two sexes. , The University of Chicago Press. Chicago. 151-152 (1982).
  6. Coltman, D. W., Festa-Bianchet, M., Jorgenson, J. T., Strobeck, C. Age-dependent sexual selection in bighorn rams. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 269 (1487), 165-172 (2002).
  7. Festa-Bianchet, M. The cost of trying: Weak interspecific correlations among life-history components in male ungulates. Can J Zool. 90 (9), 1072-1085 (2012).
  8. Kie, J. G., et al. Reproduction in North American elk Cervus elaphus.: Paternity of calves sired by males of mixed age classes. Wildlife Biol. 19 (3), 302-310 (2013).
  9. Welch, C. A., Keay, J., Kendall, K. C., Robbins, C. T. Constraints on frugivory by bears. Ecology. 78 (4), 1105-1119 (1997).
  10. Madsen, T., Shine, R. Silver spoons and snake body sizes: Prey availability early in life influences long-term growth rates of free-ranging pythons. J Anim Ecol. 69 (6), 952-958 (2000).
  11. Saino, N., Romano, M., Rubolini, D., Caprioli, M., Ambrosini, R., Fasola, M. Food supplementation affects egg albumen content and body size asymmetry among yellow-legged gull siblings. Behav Ecol Sociobiol. 64 (11), 1813-1821 (2010).
  12. Strickland, B. K., Demarais, S. Age and regional differences in antlers and mass of white-tailed deer. J Wildl Manage. 64 (4), 903-911 (2000).
  13. Jones, P. D., Demarais, S., Strickland, B. K., Edwards, S. L. Soil region effects on white-tailed deer forage protein content. Southeast Nat. 7 (4), 595-606 (2008).
  14. Strickland, B. K., Demarais, S. Influence of landscape composition and structure on antler size of white-tailed deer. J Wildl Manage. 72 (5), 1101-1108 (2008).
  15. DeYoung, R. W., Demarais, S., Honeycutt, R. L., Rooney, A. P., Gonzales, R. A., Gee, K. L. Genetic consequences of white-tailed deer (Odocoileus virginianus) restoration in Mississippi. Mol Ecol. 12 (12), 3237-3252 (2003).
  16. Sumners, J. A., et al. Variable breeding dates among populations of white-tailed deer in the southern United States: The legacy of restocking. J Wildl Manage. 79 (8), 1213-1225 (2015).
  17. Mech, D. L., Nelson, M. E., McRoberts, R. E. Effects of maternal and grandmaternal nutrition on deer mass and vulnerability to wolf predation. J Mammal. 72 (1), 146-151 (1991).
  18. Therrien, J. F., Còtê, S., Festa-Bianchet, D. M., Ouellet, J. P. Maternal care in white-tailed deer: trade-off between maintenance and reproduction under food restriction. Anim Behav. 75 (1), 235-243 (2008).
  19. Parker, K. L., Barboza, P. S., Gillingham, M. P. Nutrition integrates environmental responses of ungulates. Funct Ecol. 23 (1), 57-69 (2009).
  20. Monteith, K. L., Schmitz, L. E., Jenks, J. A., Delger, J. A., Bowyer, R. T. Growth of male white-tailed deer: consequences of maternal effects. J Mammal. 90 (3), 651-660 (2009).
  21. Tollefson, T. N., Shipley, L. A., Myers, W. L., Keisler, D. H., Nairanjana, D. Influence of summer and autumn nutrition on body condition and reproduction in lactating mule deer. J Wildl Manage. 74 (5), 974-986 (2010).
  22. Guynn, D. C., Mott, S. P., Cotton, W. D., Jacobson, H. A. Cooperative management of white-tailed deer on private lands in Mississippi. Wildl Soc Bull. 11 (3), 211-214 (1983).
  23. Pettry, D. E. Soil resource areas of Mississippi. Mississippi Agricultural and Forestry Experiment Station. , Mississippi State. Information Sheet 1278 (1977).
  24. Snipes, C. E., Nichols, S. P., Poston, D. H., Walker, T. W., Evans, L. P., Robinson, H. R. Current agricultural practices of the Mississippi Delta. Office of Agricultural Communications. , Mississippi State. Bulletin 1143 (2005).
  25. Baker, R. H. Origin, classification, and distribution of the white-tailed deer. White-tailed deer: ecology and management. Halls, L. K. , Stackpole, Pennsylvania. 1-18 (1984).
  26. Barbour, T., Allen, G. M. The white-tailed deer of eastern United States). J Mammal. 3 (2), 65-80 (1922).
  27. Rouleau, I., Crête, M., Ouellet, J. P. Contrasting the summer ecology of white-taileddeer inhabiting a forested and an agricultural landscape. Ecoscience. 9 (4), 459-469 (2002).
  28. Kreeger, T. J. Handbook of wildlife chemical immobilization. , International Wildlife Veterinary Services. Laramie. (1996).
  29. Pound, J. M., Miller, J. A., Oethler, D. D. Depletion rates of injected and ingested Ivermectin from blood serum of penned white-tailed deer, Odocoileus virginianus (Zimmermann) (Artiodactyla: Cervidae). J Medl Entomol. 41 (1), 65-68 (2004).
  30. Jones, P. D., Demarais, S., Strickland, B. K., DeYoung, R. W. Inconsistent relation of male body mass with breeding success in captive white-tailed deer. J Mammal. 92 (3), 527-533 (2011).
  31. Michel, E. S., Flinn, E. B., Demarais, S., Strickland, B. K., Wang, G., Dacus, C. M. Improved nutrition cues switch from efficiency to luxury phenotypes for a long-lived ungulate. Ecol Evol. 6 (20), 7276-7285 (2016).
  32. Miller, B. F., Muller, L. I., Doherty, T., Osborn, D. A., Miller, K. V., Warren, R. J. Effectiveness of antagonists for tiletamine-zolazepam/xylazine immobilization in female white-tailed deer. J Wildl Dis. 40 (3), 533-537 (2004).
  33. Nesbitt, W. H., Wright, P. L., Buckner, E. L., Byers, C. R., Reneau, J. Measuring and scoring North American big game trophies. 3rd edn. , Boone and Crockett Club. Missoula. (2009).
  34. Michel, E. S., Demarais, S., Strickland, B. K., Smith, T., Dacus, C. M. Antler characteristics are highly heritable but influenced by maternal factors. J Wildl Manage. 80 (8), 1420-1426 (2016).
  35. Severinghaus, C. W. Tooth development and wear as criteria of age in white-tailed deer. J Wildl Manage. 13 (2), 195-216 (1949).
  36. Gee, K. L., Webb, S. L., Holman, J. H. Accuracy and implications of visually estimating age of male white-tailed deer using physical characteristics from photographs. Wild Soc Bull. 38, 96-102 (2014).
  37. Storm, D. J., Samuel, M. D., Rolley, R. E., Beissel, T., Richards, B. J., Van Deelen, T. R. Estimating ages of white-tailed deer: Age and sex patterns of error using tooth wear-and-replacement and consistency of cementum annuli. Wild Soc Bull. 38 (1), 849-865 (2014).
  38. Montero, D., Izquierdo, M. S., Tort, L., Robaina, L., Vergara, J. M. High stocking density produces crowding stress altering some physiological and biochemical parameters in gilthead seabream, Sparus aurata., juveniles. Fish Physiol Biochem. 20 (1), 53-60 (1999).
  39. Charbonnel, N., et al. Stress demographic decline: a potential effect mediated by impairment of reproduction and immune function in cyclic vole populations. Physiol Biochem Zool. 81 (1), 63-73 (2008).
  40. Crews, D., Gillette, R., Scarpino, S. V., Manikkam, M., Savenkova, M. I., Skinner, M. K. Epigenetic transgenerational inheritance of altered stress responses. Proc Natl Acad Sci. 109 (23), 9143-9148 (2012).
  41. Maher, J. M., Werner, E. E., Denver, R. J. Stress hormones mediate predator-induced phenotypic plasticity in amphibian tadpoles. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 280 (1758), 20123075(2013).

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