Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Kryokonservierung von Zebrafisch-Spermatogonien durch ganze Hoden Nadel eingetaucht, ultra-schnelle Abkühlung

7.9K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/56118

⸱

4. März 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Aquaculture, Szent István University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Hauptziel dieser Studie war die Nadel anpassen Verglasung (NIV) Verfahren um ganze Zebrafisch Hoden Ovarialgewebe eingetaucht. Darüber hinaus wurde die Reproduzierbarkeit der Methode in fünf verschiedenen Zebrafisch-Sorten getestet.

Zusammenfassung

Aktuelle Trends in Wissenschaft und Biotechnologie führen zur Schaffung von Tausenden von Neubaustrecken in Modellorganismen, wodurch die Notwendigkeit für neue Methoden zur sicheren Aufbewahrung von genetischen Ressourcen über die gemeinsame Praktiken Brutkolonien zu halten. Das Hauptziel dieser Studie war die Nadel anpassen Verglasung (NIV) Verfahren um ganze Zebrafisch Hoden Ovarialgewebe eingetaucht. Kryokonservierung von Frühphasen-Keimzellen von ganzen Hoden NIV bietet Möglichkeiten für die Lagerung von Zebrafisch genetische Ressourcen, vor allem, da sie nach der Transplantation zu männlichen und weiblichen Gameten heranreifen können. Hoden wurden herausgeschnitten, fixiert auf einer Akupunktur-Nadel, in zwei Cryoprotective Medien (Gleichgewichtherstellung Lösung mit 1,5 M Methanol und Propylen-Glykol 1,5 M; und Verglasung Lösung mit 3 M Dimethyl Sulfoxid und 3 M Propylenglykol) equilibriert, und stürzte sich in flüssigem Stickstoff. Proben wurden in einer Reihe von drei konsequente Erwärmung Lösungen erwärmt. Die wichtigsten Vorteile dieser Technik sind (1) das Fehlen von Spermien nach der Verdauung der erwärmte Hoden und erleichtert so die nachgelagerte Manipulationen; (2) Ultra-schnelle Kühlung ermöglicht die optimale Belichtung der Gewebe zu flüssigem Stickstoff, also die Maximierung der Kühlung und reduziert die benötigte Konzentration der Kryoprotektanten, wodurch sich ihre Toxizität; (3) synchron Exposition von mehreren Hoden Kryoprotektanten und flüssigem Stickstoff; und (4) Wiederholbarkeit durch den Erhalt der Lebensfähigkeit von über 50 % in fünf verschiedenen Zebrafisch-Stämme nachgewiesen.

Einleitung

Neue Trends in Wissenschaft und Biotechnologie führten zur Schaffung von Tausenden von mutierten Neuanlagen von Mäusen, Drosophila, Zebrafisch und andere Arten als Modellorganismen im Biomedizin und anderen Wissenschaften1verwendet. Darüber, wie neue Technologien entwickelt und zur Verfügung stehen, die Nummern der mutierten Linien ständig steigen2. Dies führt zu der Notwendigkeit für eine sichere Lagerung der genetischen Ressourcen über die gemeinsame Praktiken Brutkolonien zu halten. Als eine Methode, die sichere Lagerung von genetischen Ressourcen für eine unbestimmte Zeit ermöglicht, Kryokonservierung bietet viele Vorteile, wie Erweiterung der Paarungszeit, umgeht die Notwendigkeit für die kontinuierliche Wartung der Brutbeständen, und es mehr Kosten ist - und Arbeit-effiziente2.

Protokolle für die Kryokonservierung von Spermien entwickelte sich während der letzten mehrere Jahre2,3,4 bieten die Möglichkeit für erfolgreiche Speicherung von Zebrafisch männliche Erbgut. Kryokonservierung von Eizellen oder Embryonen in den Fischen ist jedoch noch nicht möglich aufgrund ihrer komplexen Struktur und große Mengen von Eigelb Material. Vor kurzem, die Praxis der Transplantation von primordialen Keimzellen (PGCs) oder spermatogonial Stammzellen (SSCs) bietet einen Bypass um diese Barriere durch die Entwicklung in funktionale Spermien und Eizellen nach Transplantation5. Kryokonservierung von SSCs bietet daher eine neue Grenze in der Erhaltung der seltenen und wertvollen genetischen Ressourcen.

Obwohl Kryokonservierung viele Vorteile bietet, erzeugt die langsame Geschwindigkeit Gefrierprozess mehrere Bedingungen, die zu Zelle Schaden2führen können. Dazu gehören intrazelluläre und extrazelluläre Eisbildung, Dehydrierung und Kryoprotektivum Toxizität. Intrazelluläre Eis schädigt die Zellen, extrazelluläre Eis führen zu mechanischen Zerkleinerung von Zellen, während die Diffusion von Wasser aus den Zellen während langsamen Rate Einfrieren zu Dehydrierung6führen kann. Vor kurzem wurde Verglasung als eine Technik, die verhindert, die negativen Auswirkungen der Eisbildung dass in der Konservierung von Fisch Gameten7,8,9angewendet. Es stellt einen ultra-schnellen Kühltechnik, durch die die internen und externen Medien in eine amorphe/Glaszustand verwandeln, ohne kristallisieren in Eis7,10. Erfolgreiche Verglasung der Hoden und Eierstöcke Gewebe hat Vogelgrippe und Säugetier Arten10,11,12, in Fisch, sowie Möglichkeiten für seine Anwendung womit belegt.

In dieser Studie stellen wir die Nadel eingetaucht Verglasung (NIV) Verfahren für die Kryokonservierung der gesamten Zebrafisch Hoden. Wir zeigen eine zuverlässige Methode für die Isolierung von Zebrafisch Frühphasen-Keimzellen ohne Verunreinigungen und eine Kryokonservierung Prozess, der relativ hohe Mengen an Frühphasen-Keimzellen mit einer geringen Präsenz von anderen Zellen, vor allem Spermien ergibt. Nach bestem Wissen und gewissen ist dies die erste Studie, die ein detailliertes visualisiertes Protokoll für ultra-schnelle Kühlung von Fisch Gonaden Gewebe und Zebrafisch Keimbahnzellen zu demonstrieren. Reproduzierbarkeit der Methode zeigt sich darüber hinaus in fünf verschiedenen Zebrafisch-Stämme: AB Wildtyp, Casper (Roy- / -; Perlmutt- / -), Leopard (Leot1/t1), Wasa [Tg (vas::eGFP)] und Wilms Tumor [Tg (wt1b::eGFP 1)] transgene Linie.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle hier beschriebene Methoden wurden von den ungarischen Tierschutzgesetz genehmigt.

(1) Reagenz Vorbereitung

  1. Stammlösungen
    1. Bereiten Sie 1 M Trehalose durch Zugabe von 0,378 g Trehalose Dihydrat in 1 mL der dH2O. Mix gut, bis es vollständig auflöst.
    2. Bereiten Sie 1 M Saccharose durch Zugabe von 0,342 g Saccharose in 1 mL der dH2O. Mix gut, bis es vollständig auflöst.
    3. Bereiten Sie 1 M HEPES durch Zugabe von 0,238 g HEPES zu 1 mL von dH2O. Mix gut, bis es vollständig auflöst.
    4. Bereiten Sie 20 mg/mL Kollagenase (290 U/mg vor) durch Zugabe von 100 mg bis 5 mL PBS. Mischen Sie gründlich, bis es sich auflöst. Sterilfilter durch 0,2 µm-Filter. Aliquoten 50 µL in 0,2 mL PCR-Röhren und frieren bei - 20 ° C.
    5. Vorbereiten von 15 mg/mL Trypsin (~ 10000 U/mg) durch Zugabe von 75 mg auf 5 mL PBS. Mischen Sie gründlich, bis es sich auflöst. Sterilfilter durch 0,2 µm-Filter. Aliquoten 50 µL in 0,2 mL PCR-Röhren und frieren bei - 20 ° C.
    6. Bereiten Sie 1 mg/mL DNase ich (~ 3000 U/mg) durch Zugabe von 5 mg bis 5 mL PBS. Mischen Sie gründlich, bis es sich auflöst. Sterilfilter durch 0,2 µm-Filter. Aliquoten 50 µL in 0,2 mL PCR-Röhren und frieren bei - 20 ° C.
    7. Bereiten Sie 0,4 % Trypan blau 10 mL PBS 40 mg Trypan Blau hinzu. Sterilfilter durch 0,2 µm-Filter. Aliquoten 1 mL in 1,5 mL Röhrchen.
    8. Vorbereiten von 200 mg/L MS-222 (Tricaine Methan Sulfonate) durch Zugabe von 200 mg von MS-222 in 1 L dH2O. Mix gut, bis es vollständig auflöst. Darüber hinaus die MS-222 Pufferlösung mit Natriumbicarbonat zu einem neutralen pH-Wert von 7,0.
  2. Lösungen für Verglasung
    1. Bereiten Sie Gleichgewichtherstellung Lösung (ES): bereiten Sie 2 mL ES durch Mischen 121,5 µL von Methanol (MeOH; 1,5 M), 220 µL von Propylenglykol (PG, 1,5 M), 200 µL des FBS (10 %), 200 µL Trehalose-Stammlösung (0,1 M), 50 µL der Stammlösung HEPES (25 mM) und 1208.5 µL des L-15 in ein 2 mL-Tube.
    2. Bereiten Vitrification Lösung (VS): 2 mL VS durch das Mischen von 439 µL PG (3 M), 426 µL Dimethyl Sulfoxid vorbereiten (mir2SO; 3 M), 200 µL des FBS (10 %), 200 µL der Stammlösung Trehalose (0,1 M), 50 µL HEPES Lager-Lösung (25 mM) und 685 µL des L-15 in eine 2 mL-Tube.
  3. Lösungen für die Erwärmung
    1. Bereiten Sie wärmende Lösung 1 (WS1): bereiten Sie 1,5 mL WS1 in einer 2 mL-Tube durch Mischen 150 µL des FBS (10 %), 450 µL der Stammlösung Saccharose (3 M) und 900 µL des L-15.
    2. Bereiten Sie wärmende Lösung 2 (WS2): bereiten Sie 1,5 mL WS2 in einer 2 mL-Tube durch Mischen 150 µL des FBS (10 %), 150 µL der Stammlösung Saccharose (1 M) und 1200 µL des L-15.
    3. Bereiten Sie wärmende Lösung 3 (WS3): bereiten Sie 1,5 mL WS2 in einer 2 mL-Tube durch Mischen 150 µL EB (10 %) und 1350 µL des L-15.
  4. Aufschlusslösung vorzubereiten: für jede Probe vorbereitet 500 µL der Verdauung-Lösung durch das Mischen von 50 µL der Stammlösung Kollagenase (2 mg/mL), 50 µL der Stammlösung Trypsin (1,5 mg/mL), 10 µL der DNase I (20 µg/mL) und 390 µL des L-15 in einer 2 mL tube.
  5. Dissektion Werkzeuge erhalten: Schere, Microscissors, Pinzetten, gebogenen Pinzette und Akupunkturnadeln.

2. Hoden Sammlung

  1. Die Fische einzuschläfern, indem man es in eine Schale mit 200 mg/L MS-222 (pH = 7). Stellen Sie bevor Sie fortfahren mit der Dissektion sicher, dass die Kiemen haben aufgehört sich zu bewegen und, dass mindestens 10 min vergangen seit diesem Moment Tod durch Hypoxie zu gewährleisten.
  2. Trocknen Sie die Fische durch klopfen sie auf einem Papiertuch und legen Sie es auf der dorsalen Seite auf einen sezierenden Mat.
    1. Erstens die Becken- und Brust Flossen für einfacher Dissektion abgeschnitten.
    2. Horizontal schnippeln Sie die Haut auf dem Bauch des Fisches zwischen den Brustflossen und schneiden Sie die Haut und die darunter liegenden Muskeln entlang der Bauch bis die Afterflosse.
    3. Öffnen Sie die Körperhöhle des Fisches und Heften Sie den linken und rechten Körperwand auf die Dissektion Matte mit Nadeln.
      Hinweis: Hoden befinden sich über den Magen-Darm-Organe auf beiden Seiten der Schwimmblase (Abbildung 1).
  3. Um Verunreinigungen zu vermeiden, nicht nehmen die Magen-Darm-Organe, aber sanft zur Seite schieben und Entfernen des Hodens von der gegnerischen Seite. Hoden mit der Körperwand verbunden sind so sorgfältig zu entfernen und das verbindende Peritoneum durch Microscissors geschnitten.
  4. Zusätzlich, um Verunreinigungen zu vermeiden, erstens sterilisieren die Hoden, indem man sie in 70 % igem Ethanol für 2 s, und legen Sie dann Sie in L-15 auf einer 96-Well-Platte auf dem Eis.
    Hinweis: Wenn es notwendig ist, Blutgefäße saubere Hoden von Fettgewebe und große genau unter dem Stereomikroskop

(3) Ultra-schnelle Abkühlung des Testikular-Gewebes

  1. Mark Nadeln mit entsprechenden Etiketten je nach Probe geben und bereiten die Gleichgewichtherstellung (ES) und Verglasung Lösungen (VS).
  2. Übertragen Sie die Hoden auf eine größere well-Platte oder Schüssel und Stift zwei bis drei Hoden (oder mehr je nach Größe der Nadel) auf eine sterile Akupunkturnadel.
    1. Positionieren Sie zunächst den Hoden auf gebogenen Pinzette. Legen Sie die Spitze der Nadel in der Mitte der Hoden und ziehen Sie vorsichtig die Hoden nach oben mit der Pinzette.
    2. Ziehen Sie nach der Punktion des Hodens es vorsichtig nach oben in Richtung der Spitze der Nadel. Stellen Sie sicher die Hoden voneinander getrennt sind und dass sie nicht herunterfallen oder Abrutschen.
    3. Ort der Nadeln mit angehefteten Hoden in einem 2 mL Röhrchen gefüllt mit L-15 bis Verglasung (bei 25 ° c; Lagerzeit sollte nicht mehr als 1 h).
      Hinweis: Fixieren die Hoden auf der Nadel sollte erfolgen schnell, um den Hoden Austrocknen verhindert wird.
  3. Übertragen Sie die Nadel mit Hoden in die Gleichgewichtherstellung Lösung und 5 min bei 25˚C inkubieren.
  4. Übertragen Sie die Nadel in die Verglasung-Lösung und inkubieren Sie für 30 s bei 25˚C.
  5. Entfernen Sie die Nadel aus der Vitrifikation Lösung, nehmen Sie schnell und schonend die restliche Lösung aus dem Gewebe von einem sterilen Papiertuch auf. Seien Sie vorsichtig, um den Hoden festhalten an das Papiertuch oder Herunterfallen zu vermeiden.
  6. Legen Sie die Nadel schnell in flüssigen Stickstoff in einer Styropor-Box gelegt.
    Hinweis: Führen Sie diesen Schritt schnell zu des Gewebes um die Flüssigstickstoff-Dampf zu vermeiden. Verwenden Sie geringe Mengen an flüssigem Stickstoff, um Cross-Kontamination der Proben zu vermeiden.
  7. Halten Sie die Nadel in flüssigem Stickstoff in eine geschlossene Styropor-Box für 5-10 min.
  8. PreCool, eine geöffnete 4,5 mL Cryotube und seine Mütze in der gleichen Box.
  9. Übertragen Sie nach ca. 5-10 min jede Nadel in eine separate Cryotube unter der Oberfläche des flüssigen Stickstoffes und schließen Sie die Cryotube.
    Achtung: Verwenden Sie immer Schutzkleidung (z. B. isolierte Handschuhe) beim Arbeiten mit flüssigem Stickstoff Exposition kann zu schweren Erfrierungen führen.
  10. Legen Sie die Cryotube auf dem Metall Rohrstock und legen Sie sie so schnell wie möglich in der Kryobank Kanister. Speichern Sie die Proben in einem Kanister Speicher Dewar bis zur weiteren Verwendung.

4. Erwärmung Verfahren

  1. Jede Nadel separat zu wärmen. Alle Erwärmung Lösungen sollte bei 25 ° C.
  2. Lösen Sie die Cryotube aus dem Metall Rohrstock und Tauchen Sie es in flüssigen Stickstoff in einer Styropor-Box gespeichert.
  3. Öffnen Sie die Cryotube im flüssigen Stickstoff Dampf (mit Pinzette) und lassen Sie die Nadel in den flüssigen Stickstoff.
  4. Übertragen Sie die Nadel sehr schnell in die erste wärmende Lösung und inkubieren Sie für 1 min (bei 25 ° C). Achten Sie darauf, die Nadel schnell, um zu verhindern, dass die Erwärmung in der Luft während der Übertragung zu übertragen.
  5. Übertragen Sie die Nadel in die zweite Erwärmung Lösung und inkubieren Sie für 3 min (bei 25 ° C).
  6. Übertragen Sie die Nadel in die dritte wärmende Lösung und inkubieren Sie für 5 Minuten (bei 25 ° C).
  7. Lassen Sie die Hoden von der Nadel, indem Sie sie nach unten mit gebogenen Pinzette. Ort jeder erwärmte Hoden einzeln in einen separaten Brunnen (96-Well-Platte) mit 250 µL L-15 ergänzt mit 10 gefüllt % FBS. Stellen Sie sicher, dass der Brunnen nach der Probe beschriftet sind. Halten Sie die well-Platte auf Eis, bis alle Proben erwärmt werden und bis zum weiteren arbeiten.

(5) Gewebe Verdauung

  1. Bereiten Sie 500 µL der Dissoziation-Lösung für jede Probe in separaten 2-mL-Tuben. Beschriften Sie die Rohre nach dem Code der Probe. Inkubieren Sie die vorbereiteten Dissoziation Lösung für 5 min bei Raumtemperatur.
  2. Fügen Sie das erwärmte Gewebe in der Aufschlusslösung und durch mindestens 30 Bewegungen der kleinen Schere in kleine Stücke schneiden.
  3. Inkubieren Sie die geschnittenen Gewebe auf einem schütteln Teller für 90 min bei 25 ° c.
  4. Beenden Sie den Verdauungsprozess durch Zugabe von 400 µL L-15 und 100 µL der FBS (10 % FBS V/V). Kurz schütteln Sie die Lösung und 1 min bei Raumtemperatur inkubieren.
  5. Filtern Sie die erhaltene Lösung durch 50 µm Filter in einem 1,5 mL-Tube. Beschriften Sie die Rohre entsprechend.
  6. Zentrifugieren Sie die gefilterte Lösung bei 200 × g für 10 min bei 25 ° c.
  7. Nehmen Sie den Überstand vorsichtig und Aufschwemmen der Pellets in 20 µL L15 ergänzt mit 10 % FBS. Manuell schütteln Sie das Rohr, bis die Tablette vollständig aufgelöst ist. Halten Sie die Zellsuspension auf Eis oder bei 4 ° c bis zur weiteren Verwendung.

6. Wirtschaftlichkeit Bewertung und Zellzählung

  1. Mix 5 µL Zellsuspension und 5 µL 0,4 % Trypan blau-Lösung in einem entsprechend gekennzeichneten 0,2 mL PCR-Rohr. Wenn unterschiedliche Volumina verwendet werden, stellen Sie sicher, dass das Verdünnungsverhältnis von 1:1 bleibt.
  2. Inkubieren Sie diese Aussetzung für 1 bis 3 min bei Raumtemperatur (25 ° C).
  3. Überprüfen Sie die Lebensfähigkeit jeder Probe in einem Hemocytometer unter die Lupe genommen.
  4. Die Anzahl der lebenden Zellen (unbefleckt von Trypan blau) in 15 Feldern. Berechnen Sie die Gesamtzahl der Zellen in der Zellsuspension 20 µm. Die Suspension ist jetzt für alle nachgelagerten Anwendungen bereit.
    Hinweis: Verwenden Sie bei der Optimierung von Verfahren für andere Arten mit größeren Körpergröße Hoden Fragmente von gleichem Gewicht. Verwenden Sie Hoden von einem Individuum für alle experimentellen Gruppen um individuelle Variabilität in den Ergebnissen zu vermeiden. Im Falle der Zebrafisch, wir nutzten die Tatsache, dass links und rechts Hoden sollte eine gleiche (oder ähnliche) Anzahl von Keimzellen13 enthalten (siehe die Vertreter-Ergebnisse). Der linke Hoden wurde als Kontrolle gehalten, während der Rechte Hoden verglast/erwärmt wurde. Lebensfähigkeit Prozentsatz wurde berechnet die Anzahl der Zellen isoliert im Vergleich zu der Anzahl der Zellen isoliert von den frischen Hoden Hoden verglast/erwärmt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Im Durchschnitt der Zahl der Frühphasen-Keimzellen isoliert von einem einzigen frischen Zebrafisch Hoden variiert zwischen 40.000 und 200.000 Zellen abhängig von der Größe des Fisches. Als frische Zebrafisch Hoden in allen 5 Stämme zu verdauen, waren frühen Keimzellen nicht die einzigen Zellen in der Zellsuspensionen (Abbildung 2). Neben dem Frühstadium Keimzellen fanden sich zahlreiche Spermien sowie. Auf der anderen Seite gab es weit weniger Spermien nach d...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Das Hauptziel dieser Studie war Anpassung die Nadel ultra-schnelles Kühlungs Verfahren entwickelt für Vögel und Säugetiere Arten10,11,12 , die Kryokonservierung von Fisch Hoden (Zebrafisch als Modell eingetaucht Organismus). Die meisten der bisherigen Studien zur Kryokonservierung von Zebrafisch genetischer Ressourcen konzentrierten sich in erster Linie auf Kryokonservierung von Zebrafisch Sperma2,

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Studie wurde unterstützt durch die nationalen Forschung, Entwicklung und Innovation Office von Ungarn (Grant 116912, ÁH), COST-Büros (Lebensmittel und Landwirtschaft COST Action FA1205: AQUAGAMETE), das Stipendium Hungaricum Stipendienprogramm (Finanzhilfe für ZM) "und" die neu Ungarische nationale Excellence Predoctoral Fellowship (Stipendium, EK).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Leibovitz media (L-15)Sigma-AldrichL1518Ergänzt mit L-Glutamin
Fetales Rinderserum (FBS)Sigma-AldrichF9665
Tricain-Methansulfonat (MS-222)Sigma-AldrichE10521
HEPESSigma-AldrichH3375
SaccharoseAcros Organics57-50-1
TrehaloseAcros Organics99-20-7Dihydrat
MethanolReanal20740-0-08-65
PropylenglykolReanal08860-1-08-65
DimethylsulfoxidReanal00190-1-01-65
KollagenaseGibco9001-12-1
TrypsinSigma-AldrichT8003
DNase IPanreac AppliChemA3778
TrypanblauSigma-AldrichT6146
Phospat gepufferte Kochsalzlösung (PBS)Sigma-AldrichP4417Tabletten zur Herstellung von 200 ml PBS-Lösung

Referenzen

  1. Mazur, P., Leibo, S. P., Seidel, G. R. J. Cryopreservation of the germplasm of animals used in biological and medical research: Importance, impact, status, and future directions. Biol. Reprod. 78 (1), 2-12 (2008).
  2. Carmichael, C., Westerfield, M., Varga, Z. M. Cryopreservation and In Vitro Fertilization at the Zebrafish International Resource Center. Methods Mol. Biol. 546, 45-65 (2009).
  3. Yang, H., Carmichael, C., Varga, Z. M., Tiersch, T. R. Development of a simplified and standardized protocol with potential for high-throughput for sperm cryopreservation in zebrafish Danio rerio. Theriogenology. 68 (2), 128-136 (2007).
  4. Morris, J. P. IV, Berghmans, S., Zahrieh, D., Neuberg, D. S., Kanki, J. P., Look, A. T. Zebrafish sperm cryopreservation with N,N-dimethylacetamide. Biotechniques. 35 (5), 956-968 (2003).
  5. Yoshizaki, G., et al. Spermatogonial transplantation in fish: A novel method for the preservation of genetic resources. Comp. Biochem. Physiol. Part D: Genomics Proteomics. 6 (1), 55-61 (2011).
  6. Gao, D., Critser, J. K. Mechanisms of cryoinjury in living cells. ILAR J. 41 (4), 187-196 (2000).
  7. Asturiano, J. F., Cabrita, E., Horváth, Á Progress, challenges and perspectives on fish gamete cryopreservation: A mini-review. Gen. Comp. Endocrinol. 245, 69-76 (2017).
  8. Kása, E., et al. Development of sperm vitrification protocols for freshwater fish (Eurasian perch, Perca fluviatilis) and marine fish (European eel, Anguilla anguilla). Gen. Comp. Endocrinol. 245, 102-107 (2017).
  9. Cuevas-Uribe, R., Leibo, S. P., Daly, J., Tiersch, T. R. Production of channel catfish with sperm cryopreserved by rapid non-equilibrium cooling. Cryobiology. 63 (3), 186-197 (2011).
  10. Wang, Y., Xiao, Z., Li, L., Fan, W., Li, S. W. Novel needle immersed vitrification: A practical and convenient method with potential advantages in mouse and human ovarian tissue cryopreservation. Hum. Reprod. 23 (10), 2256-2265 (2008).
  11. Liu, J., Cheng, K. M., Silversides, F. G. Production of Live Offspring from Testicular Tissue Cryopreserved by Vitrification Procedures in Japanese Quail (Coturnix japonica). Biol. Reprod. 88 (5), 124(2013).
  12. Liu, J., Cheng, K. M., Silversides, F. G. Novel needle-in-straw vitrification can effectively preserve the follicle morphology, viability, and vascularization of ovarian tissue in Japanese quail (Coturnix japonica). Anim. Reprod. Sci. 134 (3-4), 197-202 (2012).
  13. Lee, S., Yoshizaki, G. Successful cryopreservation of spermatogonia in critically endangered Manchurian trout (Brachymystax lenok). Cryobiology. 72 (2), 165-168 (2016).
  14. Marques, L. S., et al. Viability of zebrafish (Danio rerio) ovarian follicles after vitrification in a metal container. Cryobiology. 71 (3), 367-373 (2015).
  15. Lujić, J., et al. First successful vitrification of salmonid ovarian tissue. Cryobiology. 76, 154-157 (2017).
  16. Bono-Mestre, C., Cardona-Costa, J., García-Ximénez, F. Effects on cell viability of three zebrafish testicular cell or tissue cryopreservation methods. CryoLetters. 30 (2), 148-152 (2009).
  17. Marinović, Z., et al. Cryosurvival of isolated testicular cells and testicular tissue of tench Tinca tinca and goldfish Carassius auratus following slow-rate freezing. Gen. Comp. Endocrinol. 245, 77-83 (2017).
  18. Pšenička, M., Saito, T., Rodina, M., Dzyuba, B. Cryopreservation of early stage Siberian sturgeon Acipenser baerii germ cells, comparison of whole tissue and dissociated cells. Cryobiology. 72, 119-122 (2016).
  19. Lee, S., Iwasaki, Y., Shikina, S., Yoshizaki, G. Generation of functional eggs and sperm from cryopreserved whole testes. Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 110 (5), 1640-1645 (2013).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Zebrafisch HodenNadel ImmersionsvitrifikationLagerung von SpermatogonienKeimzelltransplantationkryoprotektive MedienAbk hlung in fl ssigem StickstoffErw rmungsl sungenZellviabilit tsassay
Kryokonservierung von Zebrafisch-Spermatogonien durch ganze Hoden Nadel eingetaucht, ultra-schnelle Abkühlung
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.