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Methodenartikel

Auswertung der extrazellulären Vesikel Funktion im Malaria-Infektion

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DOI:

10.3791/57067

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14. Februar 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine, University of Fribourg

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Arbeit beschreiben wir Protokolle, um die Rolle der extrazellulären Vesikel (EVs) veröffentlicht durch Plasmodium Falciparum infizierten Erythrozyten zu untersuchen. Insbesondere konzentrieren wir uns auf die Wechselwirkungen von EVs mit Endothelzellen.

Zusammenfassung

Malaria ist eine lebensbedrohliche Krankheit, verursacht durch Plasmodium -Parasiten, mit p. Falciparum als auf dem afrikanischen Kontinent verbreitet und verantwortlich für die meisten Malaria-Todesfälle weltweit. Mehrere Faktoren einschließlich der Parasit Sequestrierung in Geweben, vaskuläre Dysfunktion und Entzündungsreaktionen beeinflussen die Entwicklung der Krankheit bei Menschen mit Malaria infiziert. P. Falciparum-infizierten roten Blutkörperchen (iRBCs) lösen kleine extrazelluläre Vesikel (EVs), enthält verschiedene Arten von Fracht-Moleküle, die Pathogenese und zelluläre Kommunikation zwischen Parasiten und Host zu vermitteln. EVs werden effizient durch Zellen aufgenommen in denen sie ihre Funktion modulieren. Hier besprechen wir Strategien, um die Rolle der EVs in Parasit-Wirt-Interaktionen. Zunächst beschreiben wir eine einfache Methode für die Kennzeichnung und Nachverfolgung EV Internalisierung von Endothelzellen, mit einem grünen Zelle Linker Farbstoff. Zum anderen berichten wir über eine einfache Methode zur Durchlässigkeit über eine Monolage Endothelzellen messen mithilfe von Eindringmittel beschrifteten Dextran. Schließlich zeigen wir, wie die Rolle der kleine nicht-kodierende RNA-Moleküle in Endothelzellen Funktion zu untersuchen.

Einleitung

Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation gab es 212 Millionen neue Fälle von Malaria im Jahr 2015 weltweit und rund 429.000 Menschen starben, vor allem Kinder unter fünf Jahren Alter1. Die Mechanismen, die schwere Krankheit, die oft mit vaskuläre Dysfunktion assoziiert wird, bleiben unklar2. Plasmodium- iRBCs absondern, kleine Bi-Lipidmembran Sphären als extrazelluläre Vesikel (EVs) bekannt. Es ist bekannt, dass diese EVs den Infektionsprozess und die Host-Immunantwort auf eine Infektion potenziell relevant sind; jedoch ist wenig bekannt über die genaue Funktion von diesen kleinen Vesikeln in Malaria-Infektion3. Es ist möglich, dass sie zwei wichtige Rollen spielen: auf der einen Seite könnte sie zur Pathogenese beitragen, durch die Aktivierung von Makrophagen4,5; und auf der anderen Seite könnten sie zellulare Kommunikation zwischen Parasiten und zwischen Parasiten und Host6,7vermitteln. In der Tat können Parasiten Proteinen oder Nukleinsäuren untereinander über EFD übertragen. Z. B. Trypanosomen Trypanosomen Rhodesiense EVs Virulenzfaktor Serum Resistance-Associated (SRA) zu übertragen und kann gezielt andere T. Trypanosomen und Host Erythrozyten-8. Darüber hinaus kommunizieren p. Falciparum- iRBCs zwischen einander durch die Übertragung von Nukleinsäuren im EFD. Dadurch können die Parasiten zu optimieren und das Wachstum zu synchronisieren. In der Tat EVs möglicherweise wichtiger Regulator der Gametocyte Umwandlung, und somit dazu beitragen, die Regelung der Übertragung Stufe7.

Nicht nur tun EVs regulieren die Parasiten, sie vermitteln auch Parasit-Wirt-Interaktionen. Wir haben kürzlich entdeckt, dass EVs aus iRBCs Host-abgeleitete Micro-RNAs (MiRNAs; kleine RNA-Spezies im Bereich von 21-25 Nukleotide9) enthalten, die von menschlichen Endothelzellen aufgegriffen wurden. Die MiRNAs in der EVs bilden eine stabile komplexe mit Ago2 (ein Mitglied des RNA-induced silencing complex), die einmal an den Empfängerzellen geliefert ist in der Lage, gezielt Genexpression zum Schweigen zu bringen und die Auswirkungen auf die Barriereeigenschaften der Zellen10. Standard-Protokolle wurden entwickelt, um die Funktion des EFD zu untersuchen. Hier beschreiben wir zunächst ein Protokoll, das fluoreszierende Kennzeichnung von EVs zu untersuchen, deren Aufnahme durch Empfängerzellen ermöglicht. Mithilfe einer confocal Mikroskop ist es darüber hinaus möglich, die EV Schicksal innerhalb der Zelle zu verfolgen. Einige Leuchtstofffärbungen können verwendet werden, um EVs zu verfolgen. Die Amin-Reaktivfarbstoffen, 5-(and-6)-Carboxyfluorescein Diacetat Succinimidyl Ester (CFSE-) und Calcein-AM werden Leuchtstoffröhren einmal im Inneren der Bläschen. Wir bevorzugen die amphiphile Label, PKH, weil es ein heller und gleichmäßiger Signal gibt. Dieser Ansatz bietet wichtige Informationen, um die Wechselwirkungen zwischen EVs und Empfängerzellen verstehen. Während in einigen Fällen EVs an der Oberfläche der Zellen zu binden, werden einige Bläschen schnell aufgegriffen. Nach Aufnahme liefern EVs ihre Fracht an den Zellen, in denen sie ihre regulatorische Funktionen ausüben.

Hier beschreiben wir ein Protokoll, um die Barriere-Funktion der Endothelzellen in-vitro- messen durch die Übertragung von einem fluoreszierenden Dextran durch eine zelluläre Monolage zu quantifizieren. Empfindlicher Tracer können z. B. radioaktiven Marker verwendet werden. Sie erfordern jedoch besondere Sicherheitsvorkehrungen für den Einsatz. Andere Tests bestehen, um die in-vitro- Barriere-Funktion wie Transendothelial elektrischen Widerstand (TEER), zu messen, die engen Kreuzung Integrität misst. Schließlich visualisieren ZO-1, eine tight Junction Proteins durch Immunfluoreszenz ermöglicht Beurteilung der Widerstandsfähigkeit gegen enge Kreuzung als gut10. Da die EVs komplexen und heterogenen Entitäten enthält mehrere Ladungen mit möglichen regulatorischen charakteristisch sind, ist es sinnvoll, eine spezifische RNA um seine Wirkung auf die Empfängerzelle studieren overexpress. Deshalb definieren wir auch eine Protokoll, die darauf abzielt, stabilen Zelllinien mit dem Ausdruck der MiRNA Interesse10zu generieren.

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Protokoll

Menschlichen Erythrozyten stammen aus dem Blut von gesunden Spendern, gemäß den Richtlinien des AGEK (swissethics.ch).

Hinweis: P. Falciparum Parasit Kulturen (3 7) und EV Produktion waren zuvor beschrieben in Mbagwu, Et Al. 11 da p. Falciparum ein menschlicher Erreger handelt, wenden Sie sich an die örtlichen Vorschriften Handhabung. Die Kulturen aufbewahrt werden sterile die gesamte Zeit.

(1) Fluoreszenz Kennzeichnung des EFD

Hinweis: Das folgende Verfahren nutzt die Kennzeichnung Technologie, einen grünen Fluoreszenzfarbstoff (PKH67) stabil zu integrieren mit großen aliphatischen Schwänzen in der Lipid-Region der EV-Membran. Die Reaktion erfolgt in einem 200 µL letzte Band mit einer Endkonzentration von 20 µM von PKH67 Färbung. Führen Sie alle Schritte bei Raumtemperatur (20-25 ° C)

  1. Platz 100 µg des EFD in 1 mL PBS in einem Microcentrifuge Schlauch.
  2. Zentrifugieren der EVs in einem Microcentrifuge Schlauch mit maximaler Geschwindigkeit (20.000 x g) für 7 min zu Pellets.
    Hinweis: Da im Rahmen des EFD Hemozoin vorliegt, ist ein rot-dunkel bräunlicher Pellet hinzuweisen. Wenn der Überstand rötlich ist, haben die EVs lysiert.
  3. Aspirieren Sie nach Zentrifugation überstand sorgfältig, um zu vermeiden, entfernen EVs.
    Hinweis: Minimieren Sie die Menge der verbleibenden Puffer vorhanden ist, bevor resuspending EVs im Verdünnungsmittel C um Reproduzierbarkeit und Effizienz der Färbung zu erhöhen.
  4. Aufschwemmen EV Pellet in 100 µL Verdünnungsmittel C (2 X EV Suspension) und sanft pipettieren, komplette Dispersion zu versichern.
  5. Bereiten Sie einen neuen Microcentrifuge Schlauch und 100 µL des Verdünnungsmittels C. Vortex gut mischen fügen Sie 4 µL der PKH67 ethanolische Farbstofflösung hinzu. Bereiten Sie diese 2 X Farbstofflösung (40 µM) unmittelbar vor der Färbung.
    Hinweis: Um zu vermeiden, heterogene Färbung, fügen Sie die PKH67 ethanolische Farbstofflösung direkt zum EV Pellet.
  6. Kombinieren Sie schnell, die 100 µL 2 X EV Suspension (Schritt 1.4) mit 100 µL 2 X Farbstofflösung (Schritt 1.5). Dann mischen Sie die Probe durch Pipettieren nach oben und unten 10 Mal.
  7. Inkubieren Sie die EV/Farbstoff Suspension aus Schritt 1.6 für 5 min geschützt vor Licht und Mischung von vortexen 3-4 Mal während der Inkubation 5 min.
    Hinweis: Inkubation der EV/Farbstoff Suspension für längere Zeiten bietet keinen Vorteil, denn die Färbung so schnell.
  8. Stoppen Sie die Färbung Reaktion durch Zugabe von ein gleiches Volumen (200 µL) des Serums zu und inkubieren Sie für 1 min zur Bindung von überschüssigen Farbstoff zu ermöglichen.
    Hinweis: Vor dem Anhalten der Färbung, zum Abbau des Serums von EVs durch Zentrifugation bei 20.000 x g für 20 min.
  9. 3 Mal mit PBS waschen und Spin-down bei 20.000 x g für 5 min. Aufschwemmen der EVs in 100 µL PBS, eine Endkonzentration von 1 µg/µL zu erreichen.

2. visualisieren Sie Aufnahme des EFD konfokalen Mikroskopie

Hinweis: Das folgende Protokoll beschreibt die Verfolgung von EV Internalisierung von Endothelzellen auf Glasdeckgläser angebaut. Die Endothelzellen sind semi-verewigt menschlichen Knochenmark Endothelial Zellen wie in12beschrieben.

  1. Arbeiten in einer sterilen Umgebung, Mantel Deckgläsern mit einem Überschuss von 0,01 % Poly-L-Lysin für 10 min bei Raumtemperatur (RT).
  2. Aspirieren Sie die Poly-L-Lysin-Lösung und lassen Sie Deckgläsern vollständig trocknen.
  3. Führen Sie eine tragfähige Endothelzellen Zählung verwenden Trypan blau Ausgrenzung und eine Hemocytometer.
  4. 1 x 105 Endothelzellen in 1 mL der komplette Endothelial Zelle Wachstumsmedium, enthält die Ergänzung-Mischung, um die Poly-L-Lysin-beschichtete Deckgläsern und lassen die Zellen wachsen zu einem monomolekularen Film zu übertragen.
    Hinweis: Das Medium enthält Wachstumsfaktoren, die Zellen zu einem monomolekularen Film bilden und tight Junctions bilden können.
  5. Sobald die Zellen einer monomolekularen Film bilden, sorgfältig aspirieren Sie das Medium und 1 mL frisches Medium, die Zellen zu waschen. Wiederholen Sie noch einmal waschen. Fügen Sie 50 µg des EFD PKH67 beschriftet und 4 h inkubieren.
    Hinweis: Um den optimalen Zeitpunkt für die Aufnahme zu finden, kann ein zeitlichen Verlauf erfolgen.
  6. Aspirieren Sie nach 4 h das Medium, und waschen Sie die Zellen 3 Mal mit PBS, Exzess und ungebundenen EVs zu entfernen. Befestigen Sie die Zellen mit 3 % Paraformaldehyd Lösung mit PBS-Puffer für 15 Minuten.
    Hinweis: Methanol kann bei der Fixierung Aktin stören; Daher empfiehlt es sich, jede Methanol, Fixiermittel oder andere Lösungsmittel Fixiermittel enthalten zu vermeiden. Es empfiehlt sich, frei von Methanol Formaldehyd als Fixiermittel verwenden.
  7. Waschen Sie die Zellen 3 Mal mit PBS. Fügen Sie sorgfältig 250 µL von 0,1 % Triton x-100 mit PBS-Puffer für die Zellen permeabilize. 5 min bei RT inkubieren.
  8. Waschen Sie 3 Mal mit PBS. Fügen Sie 400 µL blocking-Puffer (5 % BSA mit PBS-Puffer) für 30 min bei RT, unspezifischen Bindung zu blockieren.
  9. Waschen Sie die Zellen einmal mit PBS. Bereiten Sie die Färbelösung durch Verdünnung 5 µL der Phalloidin Vorratslösung in 200 µL PBS/1% BSA pro jedes Deckglas. Pipettieren 200 µL der Färbelösung auf das Deckglas und 20 min bei RT inkubieren
  10. Waschen Sie 3 Mal mit PBS. Counterstain die DNA für 30 s mit Hoechst 33342 auf eine Endkonzentration von 2 µg/mL in 200 µL PBS.
  11. Waschen Sie 2 x das Deckglas durch Zugabe von 400 µL PBS. Vorsichtig das Deckglas mit Zange greifen und auf der Oberseite einen Tropfen Antifade Montage Medien auf einen Objektträger zu invertieren. Entfernen Sie vorsichtig die überschüssige Medien mit einem Tuch und versiegeln Sie jede Seite mit Nagellack.
  12. Lagern Sie die Folien bei 4 ° c lichtgeschützt
  13. Visualisieren Sie die Zellen mit einem confocal Mikroskop am Laser Erregungen 405, 488 und 543 nm und einer 63 X 1,3 NA Öl Ziel mit fluoreszierenden Emissionen bei 450-470 nm (blau), 505-530 nm (grün) und 620 nm.
    Hinweis: Typische F-Aktin Färbung Ergebnisse sind in Abbildung 1gezeigt.

(3) Endothelzellen Durchlässigkeit

Hinweis: Endothelzellen Durchlässigkeit wird durch die Messung der Übertragung von Rhodamin B erfolgt-Dextran (durchschnittliche MW 70.000) über die Endothelzellen Monolage beurteilt. Dextran bietet ein ausgezeichnetes Werkzeug zur vaskulären Permeabilität zu studieren.

  1. Graf tragfähige Endothelzellen mit 0,4 % Trypan blau Ausgrenzung und eine Hemocytometer.
  2. Platte die Endothelzellen bei einer Dichte von 0,6 x 105 Zellen bis Mündung in 24-Well-Zellkultur-Einsätze (0,4 µm Porengröße) und lassen Sie ungestört für mindestens 5 Tage, differenzierte Monolagen zu bilden. Aktualisieren Sie das Medium jeden zweiten Tag.
  3. Sobald die Zellen einer Monoschicht erreichen, laden die EVs (50 µg in 1 mL) auf die obere Kammer. Fügen Sie die Rhodamin-Dextran zum oberen Brunnen in einer Endkonzentration von 20 mg/mL. Inkubation der Zellen bei 37 ° C mit 5 % CO2.
  4. Überwachen Sie die Übertragung von fluoreszierenden Dextran nach unten gut durch Messung der Fluoreszenzemission von 40 µL Medium Aliquote. Richten Sie den Multilabel Mikrotestplatte Leser auf 544 nm Anregung und 590 nm Emission für Messungen.
    Hinweis: Die Menge an diffusen Dextran kann mit Kalibrierkurven gegründet mit der Stammlösung quantifiziert werden. Darüber hinaus können kinetische Experimente durchgeführt werden, durch das Entfernen von kleiner Proben des Mediums Außenkammer in einen zeitlichen Verlauf (Abbildung 2). Auch ohne Behandlung wird die Dextran durch die Zelle Monolage diffundieren.

4. bestimmen Sie Puromycin Empfindlichkeit

Hinweis: Vor transducing die Zelllinien mit Lentivirus, ist es wichtig, die Kill-Kurve eines ausgewählten Arzneimittels für diese bestimmte Zelle Zeile zu bestimmen. Zur Bestimmung des Mindestbetrag der Wirkstoffkonzentration notwendig, alle Zellen zu töten, eine Dosis-Antwort-Experiment mit inkrementellen Dosen des Medikaments ausgewählten durchführen. Weil jede Zeile Säugetier-Zelle verfügt über eine andere Empfindlichkeit vor dem experimentieren, sollte die optimale Konzentration des Antibiotikums bestimmt werden, durch die Entwicklung der Kill-Kurve-Titration wie unten aufgeführt.

  1. Zählen Sie die Zellen mit den Hemocytometer. Aufschwemmen der Endothelzellen in einer Konzentration von 1 x 105 Zellen/mL in komplette Endothelial Zelle Wachstum-haltigem Medium der Supplement-Mix.
  2. Platte 1 x 104 LiPo-Zellen in einer 96-Well-Platte in einem Endvolumen von 100 µL des Mediums Endothelial Zelle Wachstum.
  3. 100 µL der Antibiotika zu einer Konzentration von 0,1-10 µg/mL-haltigem Medium hinzufügen (siehe Abbildung 3).
  4. Die Zellviabilität alle 2 Tage unter einem Lichtmikroskop mit einem 20 X Objektiv zu prüfen. Kultur der Zellen für 10-14 Tage und das Medium mit Puromycin alle 2-3 Tage je nach Zellwachstum zu ersetzen.
  5. Fügen Sie 10 µL/Well MTS Reagenz in jede Vertiefung, Mischung, und 4 h bei 37 ° C im standard Kulturbedingungen inkubieren.
  6. Schütteln Sie die Platte kurz in einen Shaker geben und Messen Extinktion von behandelten und unbehandelten Zellen mit einem Teller Reader auf 490 nm (Abbildung 3).

(5) Transduktion von Endothelzellen mit Lentivirale Vektor

  1. Platte 1 x 105 Endothelzellen in 1 mL der kompletten Medium am Vortag Transduktion. Führen Sie Transduktion, wenn die Zellen 50-80 % Konfluenz erreicht haben.
  2. Tauen Sie die Lentivirus auf Eis auf, und machen Sie Aliquote der viralen Bestände, Frost-Tau-Zyklen zu vermeiden. Spin-down das Material bei 200 X g für 30 s in Röhren vor dem öffnen um Verschütten zu vermeiden.
  3. Die Zellen in einer Endkonzentration von 8 µg/mL Hexadimethrine Bromid hinzufügen.
    Hinweis: Hexadimethrine Bromid hilft die Transduktion Effizienz, jedoch in einigen Fällen für die Zellen giftig sein könnte. Daher sollte die optimale Konzentration bestimmt werden, durch die Durchführung einer Tötung Kurve vor der Transduktion.
  4. Schwenken Sie die Platte vorsichtig mischen. Fügen Sie die entsprechende Menge der Viruspartikel (zwischen 0,5-2 x 106 Teilchen) am geeignet Multiplizität der Infektion (MOI) und wirbeln die Platte vorsichtig für 30 s zu mischen.
  5. Zentrifugieren der Zelle-viralen Partikel Mix in der Zentrifuge bei RT für 45 min bei 300 X g zur Steigerung der Effizienz der Transduktion. Über Nacht inkubieren Sie die Zelle Viruspartikel Mischung bei 37 ° C.
  6. Entfernen Sie vorsichtig das virale Partikel-haltigen Medium und entsprechend entsorgen. Ersetzen Sie es mit frischen, vorgewärmten komplette Kulturmedium.
  7. Starten Sie die Auswahl mit Puromycin am zweiten Tag: das Medium zu entfernen und ersetzen es durch frisches Medium mit der richtigen Konzentration von Puromycin wie zuvor im Abschnitt 4 (Abbildung 3).
  8. Zellen nach Puromycin Auswahl zu ernten und RNA mit einer RNA Isolierung Kit nach den Anweisungen des Herstellers zu isolieren.
  9. Ausführen cDNA Synthese mit dem ausgewählten MiRNAs mit Hilfe einer reversen Transkription kit (siehe die Tabelle der Materialien).
  10. Die qPCR-Reaktion nach der zitierten Protokoll13eingerichtet.

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Ergebnisse

Hier beschreiben wir Protokolle untersuchen die Wechselwirkungen des EFD mit Wirtszellen. Die Aufnahme von Eindringmittel beschrifteten EVs wird durch konfokale Mikroskopie (Abbildung 1) überwacht. Endotheliale Zellen nehmen effizient EVs, aber die Inkubationszeit mit EVs optimiert werden kann, um die Aufnahme zu verfolgen. Färben Sie für eine bessere Lokalisierung der EVs in den Zellen Actin mit Phalloidin. Als Nächstes verwenden wir eine Filtermembran, auf ...

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Diskussion

Einige Parasiten, einschließlich Toxoplasma, Trypanosomen und Leishmanien Trichomonas auslösen die Freigabe der EVs von der infizierten Wirtszelle. Je nach Erreger können freigegebene EVs vermitteln zelluläre Kommunikation zwischen den Parasiten6bzw. der Host Immunantwort modulieren. Jedoch gibt es wenig Hinweise darauf, wie diese kleinen Bläschen zu Malaria Krankheit beitragen. Hier haben wir mehrere Möglichkeiten, um die Funktion des EFD bei Plasmodium Infektion untersuchen beschrieben....

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Studie wurde von der Novartis-Stiftung für medizinische und biologische Forschung (um PYM), der Gottfried und Julia Bangerter-Rhyner-Stiftung (für MW und PYM) und den Forschungspool der Universität Freiburg (um PYM) teilweise finanziell unterstützt. Weitere Beihilfen gehören die Schweizer Regierung Excellence Scholarships für ausländische Wissenschaftler (zur KAB und SM). Wir danken Isabelle Fellay und Solange Kharoubi Hess für technischen Support.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
PKH67 Grün fluoreszierender Zellverlinker Mini KitSigma-AldrichMINI67-1KT
Verdünnungsmittel CSigma-AldrichG8278
Poly-L-LysinSigma-AldrichP8920
PBSThermoFisher - Gibco10010023
Phalloidin CF594Biotium#00045
Hoechst 33342ThermoFisherH3570
ProLong Gold EindeckmittelThermoFisherP36934
Rhodamin B Isothiocyanat– DextranThermoFisherR9379-250MG
Einsatz mit PET-Membran transparent Falcon  für Platte 24 VertiefungenFalcon353095
Endothelial Cell Growth  Medium MVPromocellC-22020
Puromycin-DihydrochloridSigma-AldrichP9620-10ML
MTS Zellproliferation Kolorimetrisches Assay-KitBiovisionK300-500
HexadimethrinbromidSigma-Aldrich107689-10G
MISSION  Lenti microRNA, humane has-miR-451aSigma-AldrichHLMIR0583
MISSION Lenti microRNA, ath-miR416, Negativkontrolle 1 TransduktionspartikelSigma-AldrichNCLMIR001
MISSION  Lenti microRNA, HumanSigma-AldrichNCLMIR0001
Leica TCS SP5Leica Microsystems
miRNeasy mini KitQiagen217004
TaqMan MicroRNA Reverse Transkription Kit 1000 ReaktionenThermoFisher4366597
has-mir-451a  RT/750 PCR rxnsThermoFisher001141
U6 snRNAThermoFisher001973
TaqMan Universal Master Mix II, mit UNGThermoFisher4440038
StepOnePlus Real-Time PCR SystemThermoFisher4376600

Referenzen

  1. WHO. WHO Malaria Report 2015. , (2015).
  2. Miller, L. H., Baruch, D. I., Marsh, K., Doumbo, O. K. The pathogenic basis of malaria. Nature. 415 (6872), 673-679 (2002).
  3. Mantel, P. Y., Marti, M. The role of extracellular vesicles in Plasmodium and other protozoan parasites. Cell Microbiol. 16 (3), 344-354 (2014).
  4. Couper, K. N., et al. Parasite-derived plasma microparticles contribute significantly to malaria infection-induced inflammation through potent macrophage stimulation. PLoS Pathog. 6 (1), e1000744(2010).
  5. Schofield, L., Grau, G. E. Immunological processes in malaria pathogenesis. Nat Rev Immunol. 5 (9), 722-735 (2005).
  6. Mantel, P. Y., et al. Malaria-infected erythrocyte-derived microvesicles mediate cellular communication within the parasite population and with the host immune system. Cell Host Microbe. 13 (5), 521-534 (2013).
  7. Regev-Rudzki, N., et al. Cell-cell communication between malaria-infected red blood cells via exosome-like vesicles. Cell. 153 (5), 1120-1133 (2013).
  8. Szempruch, A. J., et al. Extracellular Vesicles from Trypanosoma brucei Mediate Virulence Factor Transfer and Cause Host Anemia. Cell. 164 (1-2), 246-257 (2016).
  9. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  10. Mantel, P. Y., et al. Infected erythrocyte-derived extracellular vesicles alter vascular function via regulatory Ago2-miRNA complexes in malaria. Nat Commun. 7, 12727(2016).
  11. Mbagwu, S., Walch, M., Filgueira, L., Mantel, P. Y. Production and Characterization of Extracellular Vesicles in Malaria. Methods Mol Biol. 1660, 377-388 (2017).
  12. Schweitzer, K. M., et al. Characterization of a newly established human bone marrow endothelial cell line: distinct adhesive properties for hematopoietic progenitors compared with human umbilical vein endothelial cells. Lab Invest. 76 (1), 25-36 (1997).
  13. Wong, W., Farr, R., Joglekar, M., Januszewski, A., Hardikar, A. Probe-based Real-time PCR Approaches for Quantitative Measurement of microRNAs. J Vis Exp. (98), (2015).
  14. Mulcahy, L. A., Pink, R. C., Carter, D. R. Routes and mechanisms of extracellular vesicle uptake. J Extracell Vesicles. 3, (2014).
  15. French, K. C., Antonyak, M. A., Cerione, R. A. Extracellular vesicle docking at the cellular port: Extracellular vesicle binding and uptake. Semin Cell Dev Biol. 67, 48-55 (2017).
  16. Montecalvo, A., et al. Mechanism of transfer of functional microRNAs between mouse dendritic cells via exosomes. Blood. 119 (3), 756-766 (2012).
  17. Idro, R., Jenkins, N. E., Newton, C. R. Pathogenesis, clinical features, and neurological outcome of cerebral malaria. Lancet Neurol. 4 (12), 827-840 (2005).
  18. Jambou, R., et al. Plasmodium falciparum adhesion on human brain microvascular endothelial cells involves transmigration-like cup formation and induces opening of intercellular junctions. PLoS Pathog. 6 (7), e1001021(2010).
  19. Zhou, W., et al. Cancer-secreted miR-105 destroys vascular endothelial barriers to promote metastasis. Cancer Cell. 25 (4), 501-515 (2014).

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