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Methodenartikel

Folgenden endokardialen Gewebe Bewegungen über Zelle Ladungszustand des Zebrafish Embryos

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DOI:

10.3791/57290

⸱

20. Februar 2018

 ,  ,  ,  , 
1Institut de Génétique et de Biologie Moléculaire et Cellulaire, 2UMR7104, Centre National de la Recherche Scientifique, 3U964, Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale, 4Université de Strasbourg

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode für den Ladungszustand Kaede fluoreszierenden Proteins in endokardialen Zellen der lebenden Zebrafischembryo, die es die Verfolgung von endokardialen Zellen während der ventrikulären Kanal und ventrikulären Herz-Ventil-Entwicklung ermöglicht .

Zusammenfassung

In der Embryogenese Zellen durchlaufen dynamische Veränderungen der Zelle Verhalten und Entschlüsselung der zellulären Logik hinter diesen Veränderungen ist ein grundlegendes Ziel auf dem Gebiet der Entwicklungsbiologie. Die Entdeckung und Entwicklung von Photoconvertible Proteinen haben unser Verständnis dieser dynamischen Veränderungen durch die Bereitstellung einer Methode auf, um optisch markieren Sie Zellen und Gewebe unterstützt. Jedoch während Ladungszustand, Time-Lapse-Mikroskopie und anschließende Bildanalyse sich sehr erfolgreich bei der Aufdeckung zelluläre Dynamik in Organe wie das Gehirn oder das Auge als haben, diesen Ansatz dient in der Regel nicht in den Entwicklungsländern Herz Herausforderungen durch die schnelle Bewegung des Herzens während der Diastole. Dieses Protokoll besteht aus zwei Teilen. Der erste Teil beschreibt ein Verfahren zur Photoconverting und anschließend tracking endokardialen Zellen (EDZ) im Zebrafisch ventrikulären Kanal (AVC) und ventrikulären Herz-Ventil-Entwicklung. Die Methode beinhaltet zeitlich stoppen das Herz mit einem Medikament in Reihenfolge für genaue Ladungszustand stattfinden. Herzen sind wieder erlaubt schlagen nach dem Entfernen der Drogen- und Embryonalentwicklung wird normal fortgesetzt, bis das Herz wieder für die hochauflösende Darstellung von Photoconverted EDZ einen Zeitpunkt später Entwicklung gestoppt wird. Der zweite Teil des Protokolls beschreibt eine Analysemethode Bild um die Länge einer Photoconverted oder nicht Photoconverted Region in AVC in jungen Embryonen zu quantifizieren, indem Sie das Fluoreszenzsignal aus der dreidimensionalen Struktur auf eine zweidimensionale Karte zuordnen . Zusammen, die beiden Teile des Protokolls ermöglicht zu prüfen, die Herkunft und das Verhalten von Zellen, aus denen der Zebrafisch AVC und ventrikulären Herzklappe und können potenziell studierst Mutanten, Morphants oder Embryonen, die mit behandelt wurden beantragt werden Reagenzien, die AVC und/oder Ventil Entwicklung stören.

Einleitung

Der Zebrabärbling ist derzeit eines der wichtigsten vertebrate Modelle, Zell- und Entwicklungsbiologie Prozesse in Vivozu studieren. Dies ist vor allem wegen der Zebrabärbling optische Transparenz und Hilfsbereitschaft, Genetik, wodurch es ein leistungsfähiges Modell für die Anwendung von optischen Techniken genetisch codierte Photoresponsive Protein Technologien1. Speziell für die Untersuchung der Entwicklung von Herz, Zebrafisch erhalten genügend Sauerstoff durch Diffusion, so dass auch Mutanten ohne Herzschlag durch die ersten Wochen der Entwicklung, überleben können Analysen über die Auswirkungen von Entwicklungsgenen und verstört bei schönem Durchblutung am Herzen Morphogenese in die meisten Wirbeltiere2nicht möglich.

Die Zebrafisch Herz Röhre wird durch 24 Stunden Post Düngung (hpf) gebildet. Kurz nach ihrer Gründung fängt das Herz Rohr aktiv zu schlagen. Von 36 hpf, eine deutliche Einschnürung trennt das Atrium aus dem Ventrikel. Diese Region der Verengung ist ventrikulären Kanal (AVC) und Zellen in dieser Region Änderung von einem Plattenepithelkarzinom Morphologie zu einem quaderförmigen Morphologie3genannt. Zebrafisch ventrikulären Ventil Morphogenese beginnt etwa 48 h post Düngung. Durch 5 Tage nach Befruchtung, zwei Klappensegel erstrecken sich in der AVC und verhindern den Rückfluss des Blutes aus dem Ventrikel in den Vorhof während der Diastole4. Tracking-Zellen bei AVC und Ventil Bildung ist anspruchsvoll, da die schnellen Schläge des Herzens es schwierig macht, Zellen über traditionelle Zeitraffer Mikroskopie5,6folgen. Dieses Protokoll, adaptiert von Ross Et Al., 20167, beschreibt eine Methode, die Tg (Fli1a:gal4FFUbs, UAS:kaede)8 Zebrafisch transgene Linie, in der das Photoconvertible Protein Kaede in ausgedrückt wird Endothelzellen, einschließlich des Endokards. Die Droge 2,3-Butanedione-2-Monoxime (BDM) wird verwendet, um das Herz zu schlagen, so dass genaue Ladungszustand des EDZ zwischen 36 und 55 hpf und hochauflösende Bildgebung des Photoconverted EDZ an bestimmten Entwicklungszeit stellen vorübergehend zu stoppen. Es hat bisher gezeigt, dass EDZ Photoconverted mit dieser Methode für mindestens fünf Tage nach dem Zeitpunkt der Ladungszustand7unterscheidbar von den Unbekehrten Nachbarn bleiben kann. Dieses Protokoll beschreibt auch eine Methode für die Bildanalyse der Photoconverted EDZ in Embryonen, die jünger als 48 hpf, die erfolgreich verwendet wurde, um Gewebe Bewegungen während AVC Entwicklung (Boselli Et Al., im Druck)9folgen. Wir hoffen, dass die Leser dieses Protokoll nützlich finden würde, für AVC und Ventil Entwicklung in normalen Embryonen und Mutanten, Morphants oder Medikament behandelten Embryonen zu studieren. Lesen Sie für eine allgemeinere Protokoll in Bezug auf Zelle Tracking mit Photoconvertible Proteinen während der Zebrafisch-Entwicklung bitte den Artikel von Lombardo Et Al., 2012-10.

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Protokoll

1. Vorbereitung Formen und Montage agarose

  1. Erstellen Sie eine Form mit den Maßen, die in Abbildung 1 mit einem 3D Drucker oder traditionelle mechanische Werkstatt Werkzeuge dargestellt.
  2. Pipette ca. 1,5 mL geschmolzene 1 % Agarose in eine Schale 35 mm Kunststoff Montage. Legen Sie den Kunststoff-Formenbau in die flüssige Agarose, kümmert sich um Trapping Luft zwischen der Form und der Agarose zu vermeiden. Legen Sie die Schale bei 4 ° C, warten Sie, bis die Agarose härtet (Dies dauert ca. 5 min.), dann entfernen Sie die Kunststoff-Formenbau.
  3. Um die Montage Schüssel für die spätere Verwendung zu speichern, bedecken Sie die Schüssel mit dem Deckel, dann wickeln Sie die Schale und den Deckel mit Parafilm fest. Die Montage-Schüssel kann dann gespeichert werden Deckel Seite nach unten bis zu 5 Tage bei 4 ° C.
  4. Bereiten Sie im Voraus 1 mL Aliquots von 0,7 % niedriger Schmelzpunkt Agarose in 1,5 mL Eppendorf-Röhrchen, am Tag der Montage zu verwenden.
    Hinweis: Die Agarose-Brunnen der Montage Schale werden im Laufe der Zeit verformen, wie Wasser verdunstet, wenn Parafilm nicht die Gerichte fest gewickelt ist.

2. Gewinnung Embryonen für den Ladungszustand

  1. Incross Tg (Fli1a:gal4FFUbs, UAS:kaede) Linie und wachsen etwa 200 Embryonen im Embryo Medium im Dunkeln bei 28,5 ° C. Weitere Informationen zum Zebrafisch Linien kreuzen finden Sie in der Jupiter Science Education Database11.
  2. Nach 5 h, aber vor 24 h behandeln Embryonen mit 1-Phenyl-2-Thioharnstoff (PTU) Pigmentbildung verhindern (0,003 % PTU im Embryo Medium).
  3. Ca. 1 h vor dem Start der Ladungszustand, Bildschirm Embryonen unter einem fluoreszierenden Stereoskop und wählen Sie 5 gesunde Embryonen angezeigt, die die hellsten grün fluoreszieren zum Ausdruck bringen. Niedriger Intensität Licht bei der Visualisierung von Embryonen wird empfohlen, um die Embryonen zu Umgebungslicht zur Vermeidung von Photoconverting Kaede in unspezifischen Zellen vermeiden.

3. einbetten

  1. 10 mL Montage Medien vorbereiten: 0,02 % Tricaine und 50 mM BDM Embryo Medium.
  2. Die Montage-Schale 2 mL Eindeckmedium hinzu und lassen Sie 15-30 min für die Lösung in der Agarose verbreiten.
  3. In der Zwischenzeit schmelzen Sie eine 1 mL-aliquoten von 0,7 % niedriger Schmelzpunkt (LMP) Agarose indem man das Rohr in einem Heizblock 70 ° C für ca. 5 Minuten.
    1. Warten auf die LMP-Agarose etwas abkühlen lassen, dann das Rohr des niedrigen Schmelzpunktes Agarose 25 µL 8 mg/mL Tricaine Lösung und 40 µL 1M BDM-Lösung hinzufügen. Mix von oben und unten, Pipettieren übertragen dann das Rohr auf 38 ° C Hitze Block die LMP-Agarose in seinem flüssigen Zustand zu halten.
  4. In einer Petri dish mit Embryo Medium, sorgfältig Dechorionate der vorgewählten Embryos unter dem Stereomikroskop mit Pinzette, kümmert sich nicht um die Embryonen zu beschädigen.
  5. Übertragen Sie die Embryonen auf eine separate Schale mit 2 mL Montage Medien.
    1. Wenn das Herz des Embryos gestoppt werden (dauert ca. 5-10 min.), Transfer der Embryonen, die Montage-Speise- und arrangieren Embryonen in den Vertiefungen mit Pinzette, so dass sie in einem Winkel von 25 Grad liegen tails in Richtung der tiefere Teil des Brunnens, Eigelb nach oben zeigt.
    2. Wenn Embryonen sind etwa vorhanden, entfernen Sie das Medium, die Embryonen in ~ 200 µL 0,7 % LMP Agarose, Tricaine und BDM enthält einbetten und Nachjustieren der Embryonen Positionen, kippen die Embryonen nach links oder rechts als notwendig.
  6. Warten Sie, bis die LMP-Agarose-Sets (dauert ca. 5 min.), dann das Gericht fügen Sie Eindeckmedium hinzu. Die Embryonen sind jetzt bereit, Photoconverted zu sein.
    Hinweis: Die Tricaine und das BDM sind die Embryonen zu betäuben und die Embryonen Herz bzw. stoppen verwendet. Montage-Medien können am Vortag Bildgebung vorbereitet werden, aber achten Sie darauf, die Medien vor Licht zu schützen.
    Hinweis: Die korrekte Positionierung der Embryonen ist wichtig, einen freie Laser-Pfad zu den Zellen zu erlauben, die man zu Photoconvert wünscht. Positionieren Sie den Kopf des Embryos in der Nähe der Start des Brunnens, so dass Laserlicht nicht weit reisen, um den Embryo zu erreichen und damit die Embryonen nach Ladungszustand leicht ausgehängt werden können.

4. Ladungszustand

  1. Auf eine aufrechte confocal Mikroskop (wie Leica SP8) ausgestattet mit einem 405 nm, 488 nm und 561 nm Laserquelle, lokalisieren den Embryo ist weißes Licht (Hellfeld) und einem Objektiv übertragen mit Herz (wie Leica HCX IRAPO L, 25 × N.A 0,95 Ziel). Suchen Sie nach roten Kaede Fluoreszenz mit dem 561 nm Laser (d.h. 561 DPSS Laser, bei ~ 5 % Intensität, Detektor bei 589-728 nm eingestellt). Dann visualisieren des Endokards mit 488 nm-Laser (d.h. 30 mW mehrzeilige Argon-Laser bei ~ 5 % Intensität, Detektor auf 502-556 nm eingestellt).
  2. Geben Sie "FRAP" Modus auf das Mikroskop-Datenerfassungs-Software. Wählen Sie ~ 1 % Laserleistung für beide 488 nm und 561 nm Laser.
  3. Konzentrieren Sie sich auf der Ebene von Interesse, wählen Sie eine Region of Interest (ROI) aus, dann auf 25 % Laserleistung, Scannen über den ROI dreimal Photoconvert Zellen unter Verwendung von 405 nm-Diode laser. Unzureichende Kaede Photoconverted im ROI sein sollte, wiederholen Sie den Scanvorgang 405 nm-Laser über die Fläche dreimal. Wiederholen Sie diesen Schritt für alle ROIs.
  4. Die Software in den Modus "TCS SP8" Rendite und erwerben einen Z-Stack, mit Hilfe der 561 nm und 488 nm Laser gegenüber dem Vorquartal. Achten Sie darauf, wählen Sie die Option "bidirektionale" bildgebende Geschwindigkeit zu erhöhen.
    Hinweis: Wie lange es dauert, um Photoconvert und Bild jedes Embryo variiert. Herzschlag ist bekannt für normale Herz-Ventil Entwicklung wichtig sein, so vermeiden halten das Herz für mehr als 30 min beendet, auch wenn es bedeutet, dass Sie keine Zeit zum Photoconvert haben alle 5 Embryonen.
    Hinweis: Bei der Ladungszustand Verwendung PMT-Detektoren, während nach Ladungszustand, empfiehlt es, Hybrid-Detektoren setzen auf 'zählen' Modus zu verwenden. Dies ist da die Hybrid-Detektoren empfindlicher sind und sind in der Lage, bessere Bildqualität, aber werden leicht durch übermäßige beschädigt.

5. Demontage Photoconverted Embryonen

  1. Verwenden Sie nach Ladungszustand eine Glaspipette, um nach unten zu drücken, nur leicht über dem Kopf des Embryos zu brechen die LMP-Agarose, dann sanft saugen auf den Embryo.
    1. Auswerfen des Embryos aus der Glaspipette in einer 35-mm-Petrischale mit Embryo Medium mit PTU (um abzuwaschen BDM mit Medium).
    2. Übertragen Sie den Embryo zu einem Brunnen in einem 6-Well-Platte mit Embryo Medium mit PTU. Während dieses Schrittes geht achten Sie darauf, die Kenntnis von dem Embryo zu halten in die nun, wie dies wichtig ist, die Position der Photoconverted Zellen in später Entwicklungsstadien korrelieren.
  2. Nun, da die Embryonen aus dem BDM enthaltenden Medium entfernt sind, sollten ihre Herzen fangen schlagen und wieder in ca. 5 min. Return Embryonen an die Dunkelheit bei 28,5 ° C erlauben Embryonen weiterhin normal entwickeln.

6. Bildgebung Photoconverted Zellen später embryonalen Stadium

  1. Zum gewünschten Zeitpunkt stoppen Sie das Herz zu und erneut Betten Sie die Embryonen wie unter Schritt 3 dieses Protokolls ein, mit dem entscheidenden Unterschied, dass Embryonen mit BDM in separaten, markierte Gerichte zu verfolgen Embryonen behandelt werden müssen.
  2. Für Embryonen bis zu 62 hpf, erwerben Z-Stapel des Endokards mit 561 nm und 488 nm für Rot und grün fluoreszierenden signalisiert, beziehungsweise. Für Embryonen in Phasen älter als 62 hpf, verwenden Sie einen Multiphoton laser-Satz auf 940 nm grün Kaede anstelle von 488 nm Laser Image.

(7) Bildanalyse für Embryonen unter 48 hpf

Bemerkung: Gewebe Bewegungen von der AVC kann schwierig, aufgrund seiner komplexen dreidimensionalen Struktur zu analysieren. Um die Länge einer Photoconverted Region in AVC zwischen zwei nicht-Photoconverted-Regionen oder die Länge einer nicht-Photoconverted-Region in der AVC zwischen beiden Photoconverted Regionen zu quantifizieren, es kann wünschenswert sein, die dreidimensionale Struktur auf Karte ein zweidimensionale Karte. Bilder von Photoconverted Embryonen gewonnen vor 48 hpf kann mithilfe der folgenden Methode analysiert werden.

  1. Importieren Sie die aufgenommenen Bilder in Matlab oder ähnliche Software.
  2. Valencianischen Sie manuell den ROI, d. h. die Endokards und tragen Sie eine Maske um das Signal außerhalb dieser Region zu entfernen.
  3. Tragen Sie einen Schwellenwert für die Intensität auf das Bild, um die Punkte auf den Endokards zu identifizieren und Plotten sie in drei Dimensionen. Isolieren Sie die Punkte entsprechend der schmalste und am geraden Teil der AVC durch Löschen manuell kein Sehenswertes auf das Atrium und die Herzkammer mit dem Löschbefehl in der Software.
  4. Verwenden Sie einen Zylinder um die Punkte, die den so erhaltenen AVC passen.
  5. Definieren Sie ein Bezugssystem um mehrere Proben zu vergleichen. Beispielsweise übernehmen Sie den Massenmittelpunkt der AVC-Punkte als der Ursprung des Bezugssystems und die Achse des Zylinders als die z-Achse ausgestattet.
    1. Stellen Sie sicher, dass die positive Z-Positionen immer auf der gleichen Seite des Herzens (ventrikuläre oder Vorhofflimmern) entsprechen.
    2. Die AVC Projektpunkte auf der X-y-Ebene und verwenden Sie eine Ellipse zu ihnen passen.
    3. Drehen Sie die endokardialen Punkten um die z-Achse, so dass die Hauptachse der Ellipse und die y-Achse des Bezugssystems sind parallel und positive y-Werte der inneren Seite des AVC in Bezug auf den Embryo entsprechen.
  6. Um die AVC zu segmentieren, schneiden Sie das dreidimensionale Dataset mit einige Flugzeuge erhalten durch Drehen der Halbebene {y = 0, X > 0} in Z-Richtung.
    1. Projizieren Sie die Intensität der benachbarten Pixel auf diese Ebenen und definieren Sie das Endothel in konsistenter Weise zu. Z. B. manuell eine Linie aus dem Vorhofflimmern ventrikuläre neben der AVC auf halbe Stärke des Endothels.
    2. Interpoliert die Punkte der Linien repräsentieren das Endothel mit einer dreidimensionalen Spline mit der Spline Toolbox AVC mit einer Oberfläche dargestellt.
      Hinweis: Die Anzahl der die Schnittebenen bestimmt sowohl die Genauigkeit der Segmentierung und den Verbrauch von diesem Schritt. 8 Flugzeuge sind in der Regel genug, um gute Ergebnisse zu erzielen.
  7. Legen Sie die azimutale Position jedes Punktes auf der AVC-Oberfläche unter Verwendung von zylindrischen Koordinaten.
    1. Definieren Sie an jede azimutale Position eine parametrische Kurve entlang der Oberfläche der AVC durch die Berechnung der Bogenlänge auf der Oberfläche zwischen aufeinander folgenden Punkten.
    2. Definieren Sie für jede parametrische Kurve den Punkt auf der Kurve am nächsten an der Mitte der AVC auf Null. Die Punkte der AVC sind somit vollständig durch ihre azimutale Position und ihre Position auf die parametrische Kurve beschrieben.
  8. Entfalten Sie die AVC in ein zweidimensionales Bild mithilfe der parametrischen Position der Punkte.
  9. Finden Sie die Kanten der Region, wie die Kanten der Schnittstellenüberwachung binäres Bild das Verhältnis der Intensitäten von der Photoconverted und der nicht-Photoconverted-Kanäle zu quantifizieren. Korrigieren Sie das Ergebnis bei Bedarf manuell.
  10. Berechnen Sie die Bogenlänge zwischen den Kanten die Länge des Gewebes als Funktion der azimutale Position berechnen.

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Ergebnisse

Ein Beispiel für ein Embryo Photoconverted um 48 hpf und wieder bei 80 hpf ist in Abbildung 2, Filme 1 und 2dargestellt. Kaede irreversibel 405 nm Licht aussetzen in Bezug auf ihre differentiell farbigen Konvertiten aus dem Protein aus seiner fluoreszierende grüne Form, fluoreszierende rote Form, damit das Verhalten von Zellen mit entweder grün oder ihre rote Form mit einzuhaltenden beschriftet Nachbarn bei Ventil-Bildung. Es...

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Diskussion

Timing der Ladungszustand: Obwohl Kaede bleibt hell ausgedrückt im EDZ sogar bei 96 hpf, ist anzumerken, dass der Embryo wächst, Laser-Licht mehr diffundiert bevor es die AVC, erschweren die engen Ladungszustand der Kaede erreicht. Bei embryonalen Stadien spätestens 55 hpf, Ballonfahren der Ventrikel und Atrium bedeutet auch, dass die violetten Laserstrahl verwendet für Ladungszustand AVC Zellen ohne ersten Durchgang durch die Atrium oder Ventrikel erreichen kann. Dies bedeutet, dass über 55 hpf, um zu Photoconv...

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Offenlegungen

Kein Interessenkonflikt erklärt.

Danksagungen

Wir möchten danken Anne-Laure Duchemin, Denise Duchemin, Nathalie Faggianelli und Basile Gurchenkov für die Hilfe, konstruieren und fertigen die Form, die in diesem Protokoll beschrieben. Diese Arbeit wurde von der Europäischen Gemeinschaft, ERC CoG N ° 682938, EMBO Young Investigator Program, die ANR (ANR-15-CE13-0015-01, ANR-12-ISV2-0001-01), FRM (DEQ20140329553) unterstützt Evalve und geleitet durch den Zuschuss ANR-10-LABX-0030-INRT, ein französischer Staatsfonds die Agence Nationale De La Recherche unter dem Rahmen Programm Investissements Avenir beschriftet ANR-10-IDEX-0002-02.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Materials
Notwendige Ausrüstung für die Aufzucht von Fischen und das Sammeln von Eiern (siehe Zebrafish Book22 für Details).
Stereomikroskop
Aufrechtes konfokales Mikroskop (Ausgestattet mit Lasern bei 488 nm, 561 nm und 405 nm, einem durchstimmbaren Multiphotonenlaser und einem Leica HCX IRAPO L, 25 >, N.A. 0,95 Objektiv)LeicaLeica SP8
WärmeblockThermoScientific88870001
35 mm x 10 mm GewebekulturschaleFalcon353001
6-Well-PlatteFalcon353046
Petrischale
Pinzette
Glaspipette
Form
Reagenzien
8 mg/ml Tricain-Stammlösung 
1 M BDM-Stammlösung
UltraPure Agarose mit niedrigem SchmelzpunktInvitrogen16520-050
AgaroseLonza50004
PTU (1-Phenyl-2-thioharnstoff)Sigma AldrichP7629
Embryomedium: 30x Stammlösung
Software
Matlab ausgestattet mit den Toolboxen Image Analysis, Curve Fitting, Bio-FormatsMathWorks
8 mg/mL Tricain-Stammlösung
(Ethyl-3-aminobenzoat-Methansulfonsäure)Sigma-AldrichE10521
25 mL Danieau
Auf pH 7 einstellen, aliquotieren und bei -20 & Grad lagern; C 
1 M BDM Stammlösung
1 g BDMSigma-Aldrich112135
10 mL ddH2O
Aliquot und lagern bei -20 &de; C
Embryo medium: 30x Stammlösung50,7
g NaClSigma-Aldrich7647-14-5
0,78 g KClSigma-Aldrich7447-40-7
1,47 g MagnesiumsulfatSigma-Aldrich  7487-88-9
2,1 g Calciumnitrit-TetrahydratSigma-Aldrich13477-34-4
19,52 g HEPES (4-(2-Hydroxyethyl)-1-piperazinethansulfonsäure)Sigma-Aldrich7365-45-9
pH 7,2 einstellen und bei Raumtemperatur
Mold
PlasCLEAR HarzAsiga
Plus 39  Freiform-Pico 3D-DruckerAsiga
200 mg Tricainpulver Auf lagern

Referenzen

  1. Chow, R. W., Vermot, J. The rise of photoresponsive protein technologies applications in vivo: a spotlight on zebrafish developmental and cell biology. F1000Res. 6, (2017).
  2. Sehnert, A. J. Cardiac troponin T is essential in sarcomere assembly and cardiac contractility. Nat Genet. 31, 106-110 (2002).
  3. Peal, D. S., Lynch, S. N., Milan, D. J. Patterning and development of the atrioventricular canal in zebrafish. J Cardiovasc Transl Res. 4, 720-726 (2011).
  4. Boselli, F., Freund, J. B., Vermot, J. Blood flow mechanics in cardiovascular development. Cell Mol Life Sci. 72 (13), 2545-2559 (2015).
  5. Steed, E., Boselli, F., Vermot, J. Hemodynamics driven cardiac valve morphogenesis. Biochim Biophys Acta. , (2015).
  6. Boselli, F., Vermot, J. Live imaging and modeling for shear stress quantification in the embryonic zebrafish heart. Methods. , (2015).
  7. Steed, E. klf2a couples mechanotransduction and zebrafish valve morphogenesis through fibronectin synthesis. Nat Commun. 7, 11646(2016).
  8. Herwig, L. Distinct cellular mechanisms of blood vessel fusion in the zebrafish embryo. Curr Biol. 21 (22), 1942-1948 (2011).
  9. Boselli, F., Steed, E., Freund, J., Vermot, J. Anisotropic shear stress patterns predict the orientation of convergent tissue movements in the embryonic heart. Development. , (2017).
  10. Lombardo, V. A., Sporbert, A., Abdelilah-Seyfried, S. Cell Tracking Using Photoconvertible Proteins During Zebrafish Development. J. Vis. Exp. (67), (2012).
  11. JoVE Science Education Database. Biology II: Mouse, Zebrafish, and Chick. Zebrafish Breeding and Embryo Handling. , JoVE. Cambridge, MA. (2017).
  12. Watanabe, Y. Inhibitory effect of 2,3-butanedione monoxime (BDM) on Na(+)/Ca(2+) exchange current in guinea-pig cardiac ventricular myocytes. Br J Pharmacol. 132 (6), 1317-1325 (2001).
  13. Jou, C. J., Spitzer, K. W., Tristani-Firouzi, M. Blebbistatin effectively uncouples the excitation-contraction process in zebrafish embryonic heart. Cell Physiol Biochem. 25 (4-5), 419-424 (2010).
  14. Pestel, J. Real-time 3D visualization of cellular rearrangements during cardiac valve formation. Development. 143 (12), 2217-2227 (2016).
  15. Swinburne, I. A., Mosaliganti, K. R., Green, A. A., Megason, S. G. Improved Long-Term Imaging of Embryos with Genetically Encoded alpha-Bungarotoxin. PLoS One. 10 (8), e0134005(2015).
  16. Kaufmann, A., Mickoleit, M., Weber, M., Huisken, J. Multilayer mounting enables long-term imaging of zebrafish development in a light sheet microscope. Development. 139 (17), 3242-3247 (2012).
  17. Marchant, J. S., Stutzmann, G. E., Leissring, M. A., LaFerla, F. M., Parker, I. Multiphoton-evoked color change of DsRed as an optical highlighter for cellular and subcellular labeling. Nat Biotechnol. 19 (7), 645-649 (2001).
  18. Dempsey, W. P. In vivo single-cell labeling by confined primed conversion. Nat Methods. 12 (7), 645-648 (2015).
  19. Mohr, M. A., Pantazis, P. Single neuron morphology in vivo with confined primed conversion. Methods Cell Biol. 133, 125-138 (2016).
  20. Mohr, M. A., Argast, P., Pantazis, P. Labeling cellular structures in vivo using confined primed conversion of photoconvertible fluorescent proteins. Nat Protoc. 11 (12), 2419-2431 (2016).
  21. Mohr, M. A. Rational Engineering of Photoconvertible Fluorescent Proteins for Dual-Color Fluorescence Nanoscopy Enabled by a Triplet-State Mechanism of Primed Conversion. Angew Chem Int Ed Engl. 56 (38), 11628-11633 (2017).
  22. Dempsey, W. P., Fraser, S. E., Pantazis, P. PhOTO zebrafish: a transgenic resource for in vivo lineage tracing during development and regeneration. PLoS One. 7 (3), e32888(2012).
  23. Dempsey, W. P., Qin, H., Pantazis, P. In vivo cell tracking using PhOTO zebrafish. Methods Mol Biol. 1148, 217-228 (2014).

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