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Methodenartikel

Die perinatale erstickt Lamm-Modell: Ein Modell für die Neugeborenen-Reanimation

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DOI:

10.3791/57553

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15. August 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of California Davis, 2Department of Pediatrics, University at Buffalo

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Invasive Instrumentierung des fetalen Lamms bietet genaue physiologische Messungen der Übergang Zirkulation in einem Modell, das genau das neugeborene Kind imitiert.

Zusammenfassung

Geburt Asphyxie entfallen fast 1 Million Todesfälle weltweit pro Jahr und ist eine der Hauptursachen der frühen neonatale Morbidität und Mortalität. Viele Aspekte der aktuellen Leitlinien Wiederbelebung von Neugeborenen bleiben umstritten angesichts der Schwierigkeiten bei der Durchführung von randomisierten klinischen Studien aufgrund der seltenen und oft unvorhersehbare müssen für die umfangreiche Reanimation. Die meisten Studien zur Wiederbelebung von Neugeborenen ergeben sich aus der Prüfpuppe Modelle, die nicht wirklich physiologische Änderungen oder Ferkel, die ihre Lunge Flüssigkeit gelöscht haben und, dass den Übergang von fetalen neonatale Kreislauf abgeschlossen haben. Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Schritt für Schritt Beschreibung zum Erstellen eines perinatalen deuten fetalen Lamm-Modells. Das vorgeschlagene Modell verfügt über einen Übergang Zirkulation und flüssigkeitsgefüllte Lunge, die imitiert menschliche Neugeborene nach der Lieferung, und ist daher ein ausgezeichnetes Tiermodell Neugeborenen Physiologie zu studieren. Eine wichtige Einschränkung zu Lamm Experimenten ist höhere Kosten.

Einleitung

Perinatale Asphyxie tritt in ungefähr 4 pro 1.000 Geburten der Begriff in den Vereinigten Staaten und ist verantwortlich für etwa 25 % der 4 Millionen neonatalen Todesfälle weltweit1,2. Während der natürlichen Entwicklung des Fötus erfolgen mehrere Anpassungen während der wehen und bei der Geburt für einen nahtlosen Übergang von der Intra - an die extrauterine Umgebung zu ermöglichen, wenn die Rolle der Plazenta als Organ des Gasaustausches der Lunge übernehmen. Nichterfüllung des Neugeborenen, ausreichend Übergang bei der Geburt weitere Kompromisse wiederbelebende Anstrengungen. Fälle, in denen fetalen Lunge Clearance ist unvollständig oder verzögert3,4und Umstände, die zu einem anhaltend hohen pulmonalen Gefäßwiderstand (PVR)5 Auswirkungen führen die Wirksamkeit der Belüftung, die am meisten bleibt wichtige Maßnahme in der Reanimation des Neugeborenen deuten6. Darüber hinaus führt unmittelbaren Spannen der Nabelschnur und Entfernung der Plazenta niederohmige abrupte Änderungen in der Herzleistung zu, die myokardiale Dysfunktion7,8verursachen können.

Aufgrund der selten erforderlichen aggressiven Reanimation (Herzdruckmassage und/oder Adrenalin Verwaltung notwendig)1,9gibt es keine starken Beweise von großen randomisierten klinischen Studien zur Unterstützung des Aktuelles Wiederbelebung von Neugeborenen (NFP) Programmrichtlinien. Viele translationale Forschung in der Wiederbelebung von Neugeborenen sind Studien mit postnatale Tiermodellen (besonders Ferkel), die nicht adäquat abbilden der Umstellung fetalen Kreislauf und flüssigkeitsgefüllte Lunge des Neugeborenen innewohnt, die Lieferung Zimmer. Angesichts der einzigartigen Herausforderungen im Zusammenhang mit Übergang von fetalen Kreislauf neonatale Zirkulation, eignet sich die perinatale deuten Herzstillstand fetalen Lamm Modell Neugeborenen wiederbelebende Physiologie zu studieren.

Die Studien von Joseph Barcroft auf fetale Lämmer bereits in den 1930er Jahren den Grundstein für fetale und neonatale Physiologie10. In der zweiten Hälfte des20. Jahrhunderts Geoffrey Dawes innovative und sorgfältige Experimente an fetalen Lamm-Modelle, und später die von Abraham Rudolph enorm zur Erkenntnis der Lungen- und Herz-Kreislauf-Physiologie in den Fötus beigetragen haben 11 , 12. in den letzten Jahren haben Studien über fetale/neonatale Lamm Modelle bereitgestellt, ein besseres Verständnis der Auswirkungen der Lüftung am Hämodynamik13,14, die Auswirkungen der Sauerstoffversorgung am PVR15,16, Neben den Kreislauf während Schnur spannen7,17auftretende Änderungen. Zu guter Letzt hat im vergangenen Jahr das Neugeborene Lamm als neuartige Modell zur Untersuchung der hämodynamischen Auswirkungen während der Reanimation18,19,20serviert. Eine detaillierte Erzählung von dem, was engagiert sich bei der Durchführung von einem Lamm-Experiment, sowie eine detaillierte Beschreibung der chirurgischen Besetzungen und die experimentelle Methodik vorgestellt werden.

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Protokoll

Alle Protokolle wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) von der State University of New York Buffalo genehmigt. Eine Darstellung der Methodik mit invasiven und nicht-invasives monitoring ist in Abbildung 1dargestellt.

(1) Tiere

  1. Einsatz Zeit datiert, q-Fieber seronegative, Schwangere Mutterschafe (gemischt-Rasse, Suffolk Dorset Katahdin Rasse) mit fetalen Lämmer 127-143 Tagen Schwangerschaft.
    Hinweis: Schafe Begriff Schwangerschaftswoche beträgt 145 Tage und 127 Schwangerschaft Lämmer Verhalten sich wie extreme Frühgeburten.

2. präoperative Vorbereitung

  1. Zurückhalten Sie, Essen von der Ewe 12 h vor der Operation.
  2. Beruhigen die Ewe mit intravenöse (IV) Diazepam (0,25 bis 1,5 mg/kg) und Ketamin (4 mg/kg).
  3. Führen Sie die Ewe in seitlichen liegen auf einem Aufzug Wagen.
  4. Verschieben Sie die Ewe, dorsal liegen auf eine V-Top-OP-Tisch.

3. Anästhesie

Hinweis: Vor der Kaiserschnitt ist die Ewe mit Diazepam und Ketamin sediert und intubiert gefolgt von kontinuierlichen Einatmen von Isofluran (1 – 4 %). Angemessenheit der Anästhesie wird durch Auswertung der Muskel Ton und Auge Reflexe sowie die kontinuierliche Überwachung der Blut-Sauerstoff-Niveau mit einem Pulsoximeter und die Herzfrequenz überwacht. Während der Instrumentation Lämmer werden unter dem Einfluss der mütterlichen Anästhesie und erhalten Lokalanästhetikum auf Seiten der Instrumentierung.

  1. Intubation der Ewe mit einer 10,0 mm gefesselt endotracheal Schlauch (ETT). Vorher der ETT durch die Vocal Schnüre 1 – 2 cm über der Manschette. Pumpen Sie die Manschette ETT und binden Sie den ETT um die Schaf Kiefer um es im Ort zu sichern.
    1. Wenn die palpebrale Antwort nicht vorhanden ist, passen Sie die Isofluran (2 – 3 % ist in der Regel ausreichend).
    2. Bieten Sie künstliche Atemzüge durch konventionelle Beatmung (CMV), mit einem Bruchteil der inspiriert Sauerstoff (FIO2) von 0,21. Legen Sie den Ventilator auf bieten tidalvolumina von 10 – 15 mL/kg.
    3. Überwachen Sie die Oxyhemoglobin Sättigung kontinuierlich durch ein Pulsoximeter auf die Schaf Zunge gelegt.
    4. Messen Sie die Ende-Gezeiten Kohlendioxid (Ftmv2) mit einem Capnograph.
    5. Passen Sie die FIO2 und CMV zu Oxyhemoglobin Sättigung zwischen 90-97 % und ausgeatmete CO2 zwischen 35-45 mm Hg, bzw. pflegen.
  2. Sichern Sie die Schaf Glieder zu den OP-Tisch mit chirurgischen Verzurren.
    1. Passen Sie den OP-Tisch um umzukehren Trendelenburg-Position, um den Fötus zu entlasten.
  3. Legen Sie eine orogastraler Rohr zu dekomprimieren und gastrischen Inhalt entleeren.
  4. Ergänzen IV Flüssigkeit (normale Kochsalzlösung oder gesäugt Ringers Lösung) auf 10 mL/kg/h.
  5. Legen Sie eine rektale Temperatursonde um kontinuierliche Kerntemperatur zu erhalten.

(4) Chirurgie

Hinweis: Den Kaiserschnitt und fetalen Verfahren akute Operationen gelten als in denen die Tiere eingeschläfert werden, durch die Gabe von Natrium Pentobarbital 100 mg/kg IV. Mutterschafe werden eingeschläfert, nach der Lieferung der Lämmer und die Lämmer werden nach Abschluss der Experimente eingeschläfert. Sterbehilfe wird durch Asystolie bestätigt. Eine sekundäre Methode der bilateralen Thorakotomie oder Entbluten wird auch eingesetzt. In diesem Fall ist die aseptische Technik nicht während der Operation praktiziert. Mitarbeiter müssen noch während Tierkontakt schützende Kleidung zu tragen.

  1. Rasieren Sie die Wolle aus dem ventralen Bauch.
  2. Verwenden der Cautery zu einem 15 – 18 cm Bauchschnitt oberflächlich über die Linea Alba, die Faszie verfügbar zu machen.
    1. Erstellen Sie eine kleine Öffnung in die Bauchhöhle mit einem stumpfen Spitzen Gefäßklemme Druck.
    2. Pflegen Sie diese Öffnung während der Bauchwand eine stumpfe Spitzen Schere schieben.
    3. Verwenden Sie die Schere um den Einschnitt der Linea abzuschließen Alba.
  3. Suchen Sie und exteriorize der fetalen Kopf innerhalb der Gebärmutter aus dem Bauch.
    1. Halten Sie die fetale Kopf mit einer Hand und verwenden Sie die Cautery, um einen 10 cm Schnitt durch die Gebärmutterwand (über das Lamm Stirn) zu machen. Sicherstellen Sie, dass um Keimblätter zu vermeiden.
    2. Verwenden Sie Babcock Zange, um die Schichten der Gebärmutter und der Plazenta an vier gegenüberliegenden Ecken zusammen Klemmen.
    3. Setzen Sie das Lamm Kopf durch die Gebärmutter und außerhalb der Ewe Bauch.
    4. Verlassen der Babcock fasszange Verlegung außerhalb der Bauch während der fetalen Chirurgie.

5. fetale Airway

  1. Intubation teilweise ausgesetzten fetalen Lamm mit einem 3,5-4,5 mm gefesselt ETT. Vorab die ETT durch die Stimmbänder 1 cm über der Manschette.
    1. Pumpen Sie die Manschette und sichern Sie den ETT eine Nabelschnur Band um das Rohr und dann um den Kopf binden.
    2. Flüssigkeiten Sie überschüssige fetalen Lunge in den ETT passiv abtropfen lassen, indem Sie den Kopf zur Seite kippen. Dies simuliert Egress der Lunge Flüssigkeit während der wehen.
    3. Verdecken Sie den ETT um Gasaustausch während keuchend in den asphyktisch Zeitraum zu verhindern.

(6) Hals Schiff Instrumentierung

  1. Die Wolle zu rasieren und 1 – 2 mL subkutan Bupivacain Hydrochlorid (0,25 %) an allen Standorten der Inzision zu infiltrieren.
    1. Machen zwei Hautschnitte von 3 cm auf jeder Seite des Halses (ca. 6 cm distal zum Kopf) neben der Luftröhre. Die Inzisionen sollten quer am Hals.
    2. Führen Sie den Schnitt mit der Cautery beim Zelten der Haut, um zu vermeiden, zerfleischte die Tiefenmassage.
  2. Die Faszie mit gebogenen Kelly oder Moskito Pinzette zu trennen.
  3. Isolieren Sie den richtigen internen Halsschlagader und rechts gemeinsame Halsschlagader.
    1. Platz zwei 20 cm, 0 seidenen Fäden unter beide Schiffe.
    2. Lassen Sie 1 cm zwischen den seidenen Fäden (proximal nach distal) Platz.
    3. Heben Sie vorsichtig jede Naht, rund um das Schiff, oberflächlich, die Durchblutung zu beschränken und machen einen 1 – 2 mm quer Schnitt in das Gefäß mit Iris Chirurgische Schere.
  4. Legen Sie für die Halsschlagader ein vorab gespült Katheter (15-17 G) in der rechten Halsschlagader kaudal in Richtung der Aortenbogen zur Blutdruckmessung und Blutabnahme.
    1. Verwenden Sie die proximale Krawatte, um die Arterie vollständig zu verbinden.
    2. Wiederholen Sie die Schritte 6.3.2 - 6.3.3.
    3. Legen Sie die vorab gespülten Karotis arteriellen Katheter und verwenden Sie den distalen Seiden Faden, um die Arterie und die Katheter mit 3 Knoten zu binden.
  5. Einsatz einer ähnlichen Technik, ein vorab gespült Katheter (14 – 16 G) in die Halsschlagader, wiederholen Sie die Schritte 6.3.2–6.3.3 einfügen zu fördern 7 – 10 cm kaudal ruhelagerung innerhalb der thorakalen Einlass (in Richtung der rechten Vorhof). Dies dient zur Verwaltung Flüssigkeit und Medikamente sowie venösen Druckmessungen.
    1. Überprüfen Sie den Katheter für Durchgängigkeit mit heparinisierten Kochsalzlösung und schließen Sie die Naht-Krawatte mit Hilfe rund um das Schiff und Katheter (mit den proximalen Naht nur) 2 – 3 Knoten.
    2. Legen Sie den zweiten Katheter (14 – 16 G) ca. 5 cm Rostral, Blut von der zerebralen Durchblutung zu sammeln. Verwenden Sie den gleichen Schnitt für die Platzierung der beiden Kathetern.
    3. Wiederholen Sie Schritt 6.5.1 betrifft die distalen Naht und Katheter und dann binden Sie die seidenen Fäden rund um die gegnerischen Linien der Katheter zu verhindern verdrehen sichern.
  6. Erweitern Sie den zuvor erstellten Schnitt in T-Form (1 – 2 cm) auf der linken Seite.
    1. Die linke Halsschlagader mit geöffneten gebogene futterzange zu erheben.
    2. Legen Sie eine 2 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde um das Schiff um den Blutfluss zu messen.
    3. Decken Sie die Durchfluss-Sonde mit einer 1 cm flexible Polymer-Hülse, die Sonde in die Lage zu stabilisieren.
    4. Legen Sie die Durchfluss-Sonde kabellinie in der t-förmigen Schnitt, so dass das Kabel mit dem Schiff parallel laufen.
    5. Schließen Sie den Hautschnitt. Binden Sie, um das Kabel, und um eine Schleife des Kabels, um zu vermeiden, den Fluss zu beschränken, wenn gezogen.

(7) große Schiff Instrumentierung

  1. Extrahieren der fetalen Lamm um die Brust freizulegen, und bedecken die exponierte Haut mit Polyethylen Wrap um Wärmeverluste zu vermeiden.
  2. Geben Sie das Lammfleisch in rechts seitlich liegen.
  3. Positionieren Sie den linken Vorderbein um den Hals an der Operationsstelle aussetzen.
  4. Infiltrieren Sie 3 mL Bupivacain Hydrochlorid (0,25 %) entlang der 4th intercostalneuralgie Raum zu und machen Sie einen 6 cm Hautschnitt über der Cautery.
    1. Vorsichtig durchbohren des intercostalneuralgie Muskels mit stumpfen gebogenen Pinzette, Kreis unter der Rippe 3rd und zwischen dem nächsten intercostalneuralgie Raum herauskommen. Achten Sie darauf, nicht die Lunge oder das Herz zu verletzen.
    2. Öffnen Sie die Halterung für eine vorgeschnittenen Stück 0 Seide und bringt es durch die Rippe einzukreisen.
    3. Wiederholen Sie die Schritte 7.4.1–7.4.2 um die Naht unter der 4th Rippe zu sichern.
    4. Klemmen Sie die Bande um jede Rippe. Behutsam hochziehen und einen Baumwoll-gespitzten Applikator in der Brust unter den 4th intercostalneuralgie Raum einfügen.
    5. Verwenden Sie den Applikator-Stick, um die Brust Inhalt zu schützen, während der Cautery intercostalneuralgie Raum in 1 cm für eine endgültige Öffnung von 6-8 cm. Achten Sie darauf, öffnen die Lunge nicht mit in die Rippe Bande gefangen.
    6. Setzen Sie eine Rippe Streuer in die Brust-Öffnung. Die Truhe öffnet, wird die linken oberen Lappen der Lunge, die wichtigsten Pulmonalarterie (PA) und der Ductus Arteriosus offenbaren.
  5. Verwenden Sie 2 x 2 Zoll Gazen umhüllen die Lunge und schieben Sie alle exponierten Gewebe Weg von der OP-Bereich.
    1. Verwenden Sie eine kleine manuelle Aufrollvorrichtung, um das Sichtfeld (falls erforderlich) zu verbessern.
    2. Ort eine Nabelschnur Klebeband (1/4 Zoll Breite, 6 Zoll Länge) eingeweicht in Amnion rund um die großen Gefäße. Einweichen der Nabelschnur Bandes verringert Reibung (und Verletzungen) auf die Gefäßwände.
  6. Mit Pinzette, heben Sie das Perikard und entlang der wichtigsten Lungenarterie, kümmert sich nicht um den Vagusnerv Schneiden Schneiden. Verwenden Sie einen Applikator-Stick weiterhin den rechten Vorhof, von störenden mit einem seitlichen Schnitt das Perikard entlang der Vagusnerv.
  7. Mit Gemini Pinzette, bewegen Sie sich die Zange langsam von duktalen/PA Kerbe um und hinter der linken PA "einzukreisen" und entstehen auf der anderen Seite der linken PA. Viele empfindliche Gewebe laufen unter diesem Bereich und gehen Sie nur, wenn es keinen Widerstand.
    1. Wenn die Spitze der Zange beobachtet wird, öffnen Sie nur weit genug zu einem Ende des vorbefeuchteten Nabelschnur Bandes greifen. Klemmen Sie mit nur 1 Position im Ort angeklickt zu haben. Es ist möglich, dass umliegendes Gewebe in der Zange auch erwischt werden könnte und wenn fest eingespannt, dass Gewebe mit der Nabelschnur Band Schiff Verletzungen gefangen werden könnten.
    2. Vorsichtig wieder heraus die Zange, das Band in Position zu ziehen. Dies dient dazu, einen Raum für die Durchfluss-Sonde öffnen und hilft, um die Einfügung der Fluss Sonden (Abbildung 2) zu lenken. Maßnahmen zum Schutz Ihrer Kerbe Teil des Schiffes ist zwingend erforderlich, da dies den empfindlichsten Teil des Gewebes.
  8. Legen Sie 4 – 6 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde durch sanft heben die Nabelschnur Band und Führung des (L-Halterung) Metall Teils der Sonde um das Schiff entlang der etablierten Öffnung.
    1. Richten Sie das Band im hinteren Bereich der Sonde zu helfen, setzen Sie das Schiff an Ort und am Ende der L-Halterung ermöglicht die gleitende Schließung zu sichernden zu visualisieren.
    2. Stellen Sie sicher, dass das Schiff > 75 % der Sonde Größe eine enge Passform und genaue Messungen gewährleisten.
    3. Schneiden Sie vorsichtig die Nabelschnur Bandende in der Nähe der Sonde und ziehen Sie das andere Ende um das Band aus dem Behälter zu entfernen. Das Band wird mit Messungen stören, wenn Sie nicht entfernt werden.
    4. Tragen Sie Ultraschallgel auf und passen Sie die Position der Sonde und Kabel Signalstärke und Qualität zu verbessern.
  9. Wiederholen Sie die Schritte 7,6 – 7.7.4, wie es um die Platzierung einer 6-8 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde um den Ductus Arteriosus betrifft.
  10. Schützende 2 x 2-Gaze aus der Brust und der Lungenkrebs neu positionieren.
  11. Legen Sie eine neue 2 x 2 Gaze um jede Metallbügel der Durchfluss-Sonde die Lunge schützen.
  12. Schließen Sie die Brust in Schichten mit einer konischen Nadel und 2.0 synthetische Monofile Faden. Sichern Sie die Kabel der Flow-Sonden der Außenhaut mit einer Schleife mit einer Nadel schneiden und 2.0 Seide Naht.

8. nicht-invasive Messung

  1. Befestigen Sie EKG führt am rechten Achselhöhle, linke Achselhöhle und rechts inguinalen Bereich (drei-Kanal-EKG). Pre- und Post-duktale arteriellen Oxyhemoglobin Sättigung (SpO2) wird mit einem Pulsoximeter bzw. auf dem rechten Vorderbein und entweder Megalosauridae gestellt überwacht. Einen Nah-Infrarot-Spektroskop (NIRS) Monitor über die Stirn mit Fäden und eine undurchsichtige Dressing zu sichern.

9. die Datenerhebung

  1. Sammeln und Aufzeichnen von Daten mithilfe einer Datenerfassungs-Software. Abbildung 1 illustriert invasiven und nichtinvasiven Parameter einschließlich: arterielle und zentralen venösen Blutdruck, linke gemeinsame Halsschlagader, linke Lungen- und duktale arterielle Blutfluss, EKG, SpO2, NIRS, FTMV2.
    Hinweis: Die Software und Ausrüstung Set-up für die Datensammlung kann variieren und sprengt den Rahmen dieses Artikels.

10. experimentelles Protokoll

  1. Verdecken schneiden Sie die Nabelschnur und verschieben Sie das Lamm aus dem mütterlichen Bauch in einem Wärmestrahler.
  2. Zur Zeit der asphyktisch einfügen eine Nabelschnur Venenkatheter für Adrenalin-Verwaltung (0,01 – 0,03 mg/kg IV / NFP Empfehlungen).
  3. Legen Sie einen Nabelschnur arteriellen Katheter um Post-duktale arteriellen Blutgase zu sammeln.
  4. Überwachen Sie das Lamm für bevorstehende Asystolie, definiert als die Abwesenheit von erkannten Karotis Durchfluss und Druck.
  5. Stellen Sie sicher, dass ausreichend Personal zur Verfügung und jede Person, die folgenden Aufgaben widmen: (1) verwalten Lüftungs- und der Atemwege, (2) Herzdruckmassage durchführen, (3) verabreichen Medikamente, (4) zeichnen Sie Blutproben, (5) führen Sie den Code.
  6. Beginnen Sie Reanimation durch die Bereitstellung von Überdruckbeatmung (PPV) mit einem T-Stück-Beatmungsbeutel bei Drücken von 35/5 cm H2O. Einleitung der 20 min-Timer für experimentelle Reanimation Protokoll.
  7. Nach 30 s der Lüftung, beginnen Herzdruckmassage indem man den Daumen und Fingern einer Hand auf gegenüberliegenden Seiten der Brust.
    1. Bieten Sie Herzdruckmassage durch Quetschen der Finger und des Daumens zusammen bis zu einer Tiefe von ca. 1/3.
  8. Verwalten Sie Adrenalin in 3-Minuten-Intervallen.
  9. Reanimation Bemühungen fortsetzen, bis die Rückkehr der spontanen Zirkulation oder bis zu 20 Minuten.
  10. Bei Rückkehr der spontanen Zirkulation, kontinuierliche Infusionen (5 cc/kg/h) und Fentanyl (0,5-2,0 Mcg/kg/h; betitelten Wirkung), werden durch den vorher festgelegten Vena venösen Katheter gegeben. Nach 20 min Reanimation Periode ist das Tier eingeschläfert. Wenn Lämmer nicht ROSC von 20 min erreichen, fahren Sie mit Euthanasie.

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Ergebnisse

Nach Besetzung der fetalen Lämmer hämodynamische Variablen können aufgezeichnete (Abbildung 3 und Abbildung 4), dann analysiert und interpretiert werden (Abbildung 5). Häufige Blutproben gesammelt werden können, und Abbildung 6 zeigt den pH-Wert und PaCO2 Daten aus einem der Experimente. Gelegentlich, Katheter oder Sonden Strömung können zu Fehlfunktionen oder...

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Diskussion

Das Lamm-Modell ist vergleichbar mit menschlichen Neugeborenen und ermöglicht einfache Instrumentierung, invasivere hämodynamische Variablen zu messen. Die fetalen/Neugeborenes Lamm-Modell wurde eine unschätzbare Recherche-Tool, das Reich zum Verständnis der Übergang Zirkulation sowie das Neugeborene Lungen- und Herz-Kreislauf-Physiologie beigetragen hat. Verschiedene experimentelle Lamm-Modelle wurden im Laufe der Jahre zu studieren eingerichtet optimale Beatmungsstrategien in Frühgeborenen Lämmer13

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Babcock-ZangeMiltex16-44
BlutdruckwandlerBecton DickinsonP23XL-1Wird mit Kochsalzlösung gefüllt Zwerchfellkuppeln
Miltex98SCS50-56
KapnographPhilips7900Verwendet mit Neugeborenen-Durchflusssensoren
KauterstiftValley Lab 287879
KautereinheitValley LabSSE2K
Gebogene PinzetteEverost711714
DatenerfassungssoftwareBiopac Systems Inc.
EKGBiopac Systems Inc.
Endotrachealtubus mit ManschetteRusch111780035 Flow-Modulator
Transonic Systems Inc. T403
DurchflusssondeTransonic Systems Inc. MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA
MagensondeJorgensen Labs Inc.J0106LEZur Dekompression und Entwässerung des Mutterschafmagens
HaarschneiderAndis Company65340 # 40 Clipper Blade
Strahlungswärmer für SäuglingeGE healthcare7810
Intravenöse KatheterBecton Dickinson381234
Iris chirurgische ScherePatterson510585
Kelly ForecepsPatterson
MückenzangeRICA Surgical Products INC1-74
NahinfrarotspektroskopieNonin Medical Inc. X-100MSensmart Equanox & PureSAT
RSO2 SensorNonin Medical Inc. 8004CB-NANeugeborene
Skalpellgriff und KlingeEverost707203
Nähte -Seide 2-0CovidienSS-695Zum Binden von Kathetern an Gefäße
Nähte -vicryl  2-0EthiconJ269HWird zum Verschließen der Thorakotomie verwendet 
T-Stück BeatmungsbeutelNeo-TeeMCM1050812
NabelschnurJorgensen Labs Inc.
Weitlander RetraktorMiltex11-625
verwendet ACK100WECG100C510535J0025UA

Referenzen

  1. Wyckoff, M. H., Berg, R. A. Optimizing chest compressions during delivery-room resuscitation. Semin Fetal Neonatal Med. 13 (6), 410-415 (2008).
  2. Black, R. E., et al. Global, regional, and national causes of child mortality in 2008: a systematic analysis. Lancet. 375 (9730), 1969-1987 (2010).
  3. Guglani, L., Lakshminrusimha, S., Ryan, R. M. Transient tachypnea of the newborn. Pediatr Rev. 29 (11), e59-e65 (2008).
  4. Brown, M. J., Olver, R. E., Ramsden, C. A., Strang, L. B., Walters, D. V. Effects of adrenaline and of spontaneous labour on the secretion and absorption of lung liquid in the fetal lamb. J Physiol. 344, 137-152 (1983).
  5. Lakshminrusimha, S., Saugstad, O. D. The fetal circulation, pathophysiology of hypoxemic respiratory failure and pulmonary hypertension in neonates, and the role of oxygen therapy. J Perinatol. 36 Suppl 2, S3-S11 (2016).
  6. Wyckoff, M. H., et al. Part 13: Neonatal Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 suppl 2), S543-S560 (2015).
  7. Bhatt, S., et al. Delaying cord clamping until ventilation onset improves cardiovascular function at birth in preterm lambs. J Physiol. 591 (Pt 8), 2113-2126 (2013).
  8. Katheria, A. C., Brown, M. K., Rich, W., Arnell, K. Providing a Placental Transfusion in Newborns Who Need Resuscitation). Front Pediatr. 5 (1), (2017).
  9. Kapadia, V. S., Wyckoff, M. H. Drugs during delivery room resuscitation--what, when and why? Semin Fetal Neonatal Med. 18 (6), 357-361 (2013).
  10. Barcroft, J. Researches on Pre-natal Life. 1, Blackwell Scientific Publications. 292(1946).
  11. Dawes, G. S. Foetal and Neonatal Physiosolgy. A Comparative Study of the Changes at Birth. , Yeark Book Medical Publishers. (1968).
  12. Rudolph, A. Congenital Diseases of the Heart: Clinical-Physiological Considerations. , Wiley-Blackwell. 1-24 (2009).
  13. Sobotka, K. S., et al. An initial sustained inflation improves the respiratory and cardiovascular transition at birth in preterm lambs. Pediatr Res. 70 (1), 56-60 (2011).
  14. Polglase, G. R., et al. Positive end-expiratory pressure differentially alters pulmonary hemodynamics and oxygenation in ventilated, very premature lambs. J Appl Physiol (1985). 99 (4), 1453-1461 (2005).
  15. Lakshminrusimha, S., et al. Oxygen concentration and pulmonary hemodynamics in newborn lambs with pulmonary hypertension. Pediatr Res. 66 (5), 539-544 (2009).
  16. Lakshminrusimha, S., et al. Pulmonary hemodynamics in neonatal lambs resuscitated with 21%, 50% and 100% oxygen. Pediatr Res. 62 (3), 313-318 (2007).
  17. Hooper, S. B., et al. Cardiovascular transition at birth: a physiological sequence. Pediatr Res. 77 (5), 608-614 (2015).
  18. Vali, P., et al. Evaluation of Timing and Route of Epinephrine in a Neonatal Model of Asphyxial Arrest. J Am Heart Assoc. 6 (2), (2017).
  19. Vali, P., et al. Continuous Chest Compressions During Sustained Inflations in a Perinatal Asphyxial Cardiac Arrest Lamb Model. Pediatr Crit Care Med. , (2017).
  20. Vali, P., et al. Hemodynamics and gas exchange during chest compressions in neonatal resuscitation. PLoS One. 12 (4), e0176478(2017).
  21. Tana, M., et al. Determination of Lung Volume and Hemodynamic Changes During High-Frequency Ventilation Recruitment in Preterm Neonates With Respiratory Distress Syndrome. Crit Care Med. 43 (8), 1685-1691 (2015).
  22. Morin, F. C. Ligating the ductus arteriosus before birth causes persistent pulmonary hypertension in the newborn lamb. Pediatr Res. 25 (3), 245-250 (1989).
  23. Morin, F. C., Egan, E. A. Pulmonary hemodynamics in fetal lambs during development at normal and increased oxygen tension. J Appl Physiol (1985). 73 (1), 213-218 (1992).
  24. Morin, F. C., Egan, E. A., Ferguson, W., Lundgren, C. E. Development of pulmonary vascular response to oxygen. Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).
  25. Rawat, M., et al. Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. , (2015).
  26. Chandrasekharan, P. K., et al. Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs. Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).
  27. Lakshminrusimha, S., et al. Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).
  28. Meuli, M., et al. In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida. Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).
  29. Meuli, M., et al. Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep. J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).
  30. Adzick, N. S., et al. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis. J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).
  31. Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth. Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).
  32. Turley, K., et al. Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model. Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).
  33. Reddy, V. M., et al. In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs. Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).
  34. Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).
  35. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M. Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins. Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).
  36. Solevåg, A. L., et al. Chest compressions in newborn animal models: A review. Resuscitation. 96, 151-155 (2015).

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