Ein neuartiger Sättigung Mutagenese Ansatz: Einzelschritt Charakterisierung der regulatorischen Protein Bindungsstellen im RNA mit Phosphorthioate

Genregulation spielt eine wichtige Rolle in der Biologie. Gene reguliert werden können, auf der Ebene der Transkription, Pre-mRNA Spleißen, 3' Ende Bildung, RNA-Export, Übersetzung, mRNA Lokalisierung, Verfall, Post-translationale Modifikation/Stabilität, etc. , die beide DNA und RNA-bindende Proteine Schlüsselrollen in gen spielen Verordnung. Während Molekulare genetische Analysen zahlreiche regulatorische Proteine identifiziert haben, nur eine kleine Teilmenge davon wurden charakterisiert voll und ganz für ihre Zellfunktionen oder verbindliche Sites in Vivo. Phylogenetische Sequenzanalyse und Mutagenese bieten sich ergänzende Ansätze zur Charakterisierung von DNA oder RNA-Protein-Interaktionen.

RNA-bindende Proteine sind wichtig für Entwicklungsprozesse, einschließlich der sexuellen Differenzierung. Der Drosophila -Protein Sex-lethal (SXL) oder die Geschlecht-Hauptschalter Protein fehlt in Männchen, sondern Gegenwart bei Frauen. Es erkennt Uridin-reichen Sequenzen oder Pyrimidine-Traktate neben spezifischen Spleißstellen in nachgeschalteten Pre-mRNA-Ziele (Transformator, Sex-tödlicheund männlich-spezifische lethal2) in somatischen Zellen^{1,2 ,3,4}. Darüber hinaus regelt es polyadenylierungsstelle Wechsel durch die Bindung an Uridin-reiche Polyadenylation Enhancer Sequenzen in die Verstärker der rudimentären (e(r)) Transkript^5,6. SXL wahrscheinlich regelt zusätzliche Ziele in der weiblichen Keimbahn, die noch werden identifiziert,^{1,7,8,9,10,11, 12 , 13}.

Charakterisierung von einer Bindungsstelle umfasst Mutagenese, in der Regel, z. B. durch Löschung oder Ersatz von einzelnen oder mehreren Nukleotiden. Jede mutierte Bindungsstelle gegenüber dem Wildtyp RNA-Sequenz wird dann analysiert, mit einer Reihe von proteinkonzentrationen seine Bindungsaffinität zu bestimmen (K_d oder Gleichgewicht Dissoziation Konstante) für das Protein des Interesses; K-_d ist die Konzentration des Proteins erforderlich um 50 % RNA-bindende zu erhalten. Dieser arbeitsintensive Prozess detaillierte Mutagenese beinhaltet, Erzeugung und Analyse von zahlreichen Mutanten – drei Wild-Typ Nukleotiden für jede Position in die Bindungsstelle. So gibt es eine Notwendigkeit für einen alternativen Ansatz für schnellere, einfachere und preiswerte Sättigung Mutagenese der Protein-Bindungsstellen in der RNS.

Hier beschreiben wir einen One-Step-Ansatz, der Sättigung Mutagenese von einem Protein-Bindungsstelle in RNA ermöglicht. Es geht um doping DNA Schablone mit Wildtyp-Nukleotide in die Bindungsstelle, Synthese von separaten RNAs mit jeder Phosphorothioat Nukleotid und Isolierung von der gebundenen Anteil nach Inkubation mit Protein. Störungen durch Wildtyp-Nukleotiden führt zu ihren bevorzugten Ausschluss aus der Fraktion proteingebundener. Dies wird durch Gelelektrophorese nach selektiven chemischen Spaltung mit Jod Phosphodiester-Anleihen mit phosphorthioate (Phosphorothioat Mutagenese oder PTM) überwacht. Dieser einstufigen Sättigung Mutagenese Ansatz ist anwendbar auf die Charakterisierung der Protein-Bindungsstelle in RNA.

Hinweis: Abbildung 1 gibt einen Überblick über Phosphorothioat Mutagenese und fasst die wichtigsten Schritte im Prozess.

1. Generation aus einer Bibliothek von Mutanten-Doping DNA Schablone mit Wild-Typ Nukleotide

1. Synthetisieren T7 Primer (5'-GTAATACGACTCACTATAG-3 ") durch chemische Synthese auf einem DNA-Synthesizer.
2. Durch chemische Synthese auf einem DNA-Synthesizer, die Protein-Bindungsstelle entspricht einem dotierten Oligonukleotid (komplementäre Strang) zu synthetisieren. Verwenden Sie eine geeignete Mischung von Phosphoramidites bei der chemischen Synthese für jeden Standort von doping (X unten) mit einem Verhältnis von 90 % A als der Wildtyp Nukleotid und 10 % T als Wild-Typ Nukleotid (siehe repräsentative Ergebnisse für weitere Einzelheiten über dieses Verhältnis).
   Hinweis: Hier ist die Reihenfolge des dotierten Oligonukleotids 5'-GTTCACTACACTXGAXAXAXAXCAXCXAXAXGXTGCCCTATAGTGAGTCGTATTAC-3 ". Die unterstrichene Sequenz ist die umgekehrte Ergänzung SXL-Protein-Bindungsstelle, plus zusätzliche Nukleotide außerhalb der Bindungsstelle, die bieten nützliche Kontrollen bestätigt wird, dass nicht jede Änderung in der RNA wirkt sich verbindlich, als laden-Steuerungen für Vergleich und Normalisierung der Nukleotide in die Bindungsstelle. Die SXL-Bindung Seite Reihenfolge UUUUUGUUGUUUUUUUU, die im Transformator Pre-mRNA^14,15,16,17vorhanden ist, wurde verwendet, um die vorgeschlagene Methodik zu entwickeln. Die Reihenfolge in Kursivschrift ist komplementär zu der T7 Primer Sequenz und ist der T7-Promotor für in-vitro- Transkription.

2. Synthese von RNA

1. RNA in einer 20 µL Transkription Reaktion, wie zuvor beschrieben¹⁸zu synthetisieren.
   1. Mix-T7 Transkription Puffer und 1 µM T7 Oligonukleotid, 1 µM dotierten Oligonukleotid, 10 mM Dithiothreitol (DTT), 2 mM GTP, 1 mM ATP, CTP, und UTP (Adenosin, Guanosin, Cytidin und Uridin Triphosphat) und 2 U/µL T7 RNA-Polymerase.
   2. Fügen Sie in zwei separaten Mikrozentrifugenröhrchen 0,167 mM α-Thio ATP oder 0,05 mM α-Thio UTP, RNAs phosphorthioate (siehe Schaltpläne in Abbildung 2) einzubringen.
      Hinweis: Für alternative Protokolle fügen Sie 0,2 mM α-Thio CTP oder 0,2 mM α-Thio GTP zu einer entsprechenden Transkription Reaktion mit einer dotierten Oligonukleotid um die beiden verbleibenden Nukleotid Substitutionen zu testen hinzu.
   3. Inkubieren Sie die RNA-Synthese Reaktionsgemisch für 2 h bei 37 ° c
2. Die RNA-Probe 2,5 µL Hitze-labile alkalische Phosphatase und 2,5 µL 10xphosphatase-Puffer hinzufügen. Inkubieren Sie diese 25 µL Reaktion für 10-30 min bei 37 ° C, 5' Phosphate zu entfernen.
3. Inaktivieren Sie das Enzym alkalische Phosphatase durch Erhitzen auf 80 ° C für 2 – 5 min.
4. Radiomarkierung 5'-Ende der rezeptorsignals RNA (5 Pmole) mit 1 µL T4-Polynukleotid-Kinase und 1 µL γ -³²P ATP in eine 10 µL Reaktionsvolumen. Inkubieren Sie die Reaktion Mischung für 30 – 60 min bei 37 ° c
5. Deaktivieren Sie das T4 Polynukleotid Kinase Enzym durch Erhitzen bei 65 ° C für 20-30 min.
6. Gel reinigen die RNA durch Elektrophorese in einer 10 % denaturierenden Polyacrylamid-Gel. Suchen Sie RNA auf das Gel durch Autoradiographie. Verbrauchsteuern die Gel-Scheibe mit radioaktiven RNA, Zerkleinern in einem Microcentrifuge Schlauch durch Drücken gegen die Wände mit einer Pipettenspitze und Proteinase K (PK) Puffer (100 mM Tris, pH 7.5, 12,5 mM EDTA, 150 mM NaCl, 1 % Sodium Dodecyl Sulfat) einziehen. Drehen Sie das Rohr bei Raumtemperatur von 2 h über Nacht.
7. Zentrifugieren Sie die Gel-Gülle, entsorgen Sie das Gel und Sammeln der Pufferlösung.
8. Die Lösung zweimal in gleicher Lautstärke von Phenol-Chloroform und einmal mit Chloroform extrahiert und die wässrige Phase zu sammeln.
9. Hinzufügen der wässrigen Phase 0,1 Volumen von 3M Natriumacetat, pH 5,2, Träger tRNA oder Glykogen und 2,5 Volumen Ethanol. Halten Sie die Probe bei-80 ° C für 1 h.
10. Zentrifugieren Sie die Probe für 5 – 10 min in ein high-Speed-Microcentrifuge 16.873 x g. Entfernen Sie die Puffer/Ethanol-Lösung ohne störende RNA Pellet vorsichtig.
11. Waschen Sie die Pellets mit 70 % Ethanol und Zentrifugieren für 2 – 5 min. entfernen Ethanol sorgfältig. Das Pellet in Luft zu trocknen.
12. Das Pellet in 20 – 50 µL Diethyl Pyrocarbonate (DEPC) aufzuwirbeln-behandeltem Wasser. Bei-20 ° C bis zur Verwendung aufbewahren.
    Hinweis: Führen Sie alle Schritte mit radioaktiven RNA mit entsprechenden Vorsichtsmaßnahmen und Plexiglas Schild zum Schutz vor Radioaktivität. Derzeit sind Spin Spalten häufig verwendeten und bequemer zu entfernen nicht inkorporierten Radioaktivität, als Alternative zu Gel-Reinigung von RNA.

3. Verbindliche Reaktion und Trennung von gebundenen RNA protein

1. Das rekombinante Protein in Express und Reinigen von E. Coli.
2. Rekombinantes Protein-Konzentration durch Spektralphotometrie oder durch die Trennung in einem SDS-Polyacrylamid-Gel neben einem bekannten Protein standard, bovine Serum-Albumin (BSA) zu schätzen. Visualisieren Sie das Protein des Interesses und der BSA standard durch die Färbung des Gels mit Coomassie Brilliant Blue R-250. Das Protein im Vergleich zu bekannten Größen der BSA Verdünnungen auf dem gleichen Gel quantitate.
   Hinweis: Bewahren Sie rekombinantes Protein bei - 80 ° C bis zur Verwendung und verdünnt in 20 mM 4-(2-Hydroxyethyl) piperazin-1-Ethanesulfonic Säure (HEPES), pH 8.0, 1 mM Dithiothreitol (DTT), 0,2 mM Ethylenediaminetetraacetic Säure (EDTA), 0,05 % NP-40, 20 % Glycerin. Verwendung von 0,5-1,0 mM Protease-Inhibitor Phenylmethane Sulfonyl Fluorid (PMSF) ist optional.
3. Führen Sie RNA-bindende Reaktion (20 – 100 µL) in 10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 1 mM DTT, 50 mM KCl, 0,5 Einheiten/µL RNase-Inhibitor, 0,09 µg/µL acetyliert Rinderserumalbumin, 1 mM EDTA, 0,15 µg/µL tRNA, 5'-Ende radioaktiv RNA und 6 µL (eine entsprechende Konzentration Konzentration auf die ~ 50 % der RNA an Protein bindet) des Proteins.
   Hinweis: Dieser Bindung Puffer arbeitet für drei RNA-bindende Proteine (SXL, U2AF⁶⁵, und PTB), aber für ein Protein des Interesses standardisiert werden muss. Schätzen die Proteinkonzentration empirisch mit verschiedenen Verdünnungen für ein gegebenes Protein-Vorbereitung, die erforderlich ist, um ca. 50 % erzielen RNA-bindende. Dieser Zustand oder K_d stellt den empfindlichsten Teil der RNA-bindende Kurve.
4. Inkubieren Sie Protein verbindliche Reaktion für 20-30 min bei 25 ° C (oder auf Eis).
5. Der ungebundene Anteil mit einer der beiden Ansätze trennen Sie den proteingebundenen RNA Bruch:
   1. Nitrozellulose Filtern Bindung
      1. Auftragen Sie die verbindliche Reaktion (20 – 100 µL) auf einen Nitrozellulose-Filter angeschlossen, vielfältige Vakuum bei Raumtemperatur.
         Hinweis: Nur der RNS-Protein-Komplex wird auf dem Filter beibehalten und ungebunden RNA fließt durch den Filter. Die verbindliche Perspektiven Filter ermöglicht höhere Wiederherstellung der gebundenen RNA und ist schneller und einfacher, im Vergleich zu Gel Mobilität Verschiebung Assay. Durch die Platzierung einer DEAE Membran unterhalb der Nitrozellulose-Filter ist es auch möglich, sammeln den ungebundenen RNA-Bruch oder freie RNA zum Vergleich mit dem gebundenen Bruch.
      2. Schneiden Sie den Teil der Nitrozellulose-Filter, enthält die einbehaltenen radioaktiven RNA in kleinere Stücke zu einem Microcentrifuge Schlauch passt in ausreichend PK Puffer (300 – 500 µL mit 10 – 20 µg (PK), die Filter-Stücke einzutauchen einweichen und eluieren RNA aus dem filter für 2 – 3 h oder über Nacht.
      3. Mit Phenol-Chloroform, Chloroform, extrahieren und wässrigen Phase zu sammeln. Hinzufügen von Natriumacetat und Ethanol und, nach der Inkubation in Gefrierschrank, Zentrifugieren, waschen, Trocknen und RNA in DEPC-behandeltem Wasser aufschwemmen. Gehen Sie folgendermaßen vor wie in Schritten 2.10, 2.14 oben beschrieben.
   2. Gel-Mobilität-Verschiebung
      1. Vorbereiten und polymerisieren eine 5 % native Polyacrylamid-Gel (60:1 Acrylamide:bis-Acrylamid) in 0,5 X TBE (standard Tris-Borat-EDTA Puffer) vor Beginn der verbindliche Reaktion, als Alternative zur Bindung Filtermethode.
      2. Pre-führen Sie das Gel für 15 min bei 250 V in einem kalten Zimmer (4 ° C).
      3. Laden Sie jede verbindliche Reaktion (siehe oben) in separaten Brunnen von oben vor dem Rechenlauf Gel.
         Hinweis: Der Protein-Speicher-Puffer bietet ausreichend Glycerin für probenbeladung in Vertiefungen.
      4. Trennen Sie die Protein-gebundenen RNA durch Gelelektrophorese in einem kalten Raum bei 250 V für 1 bis 2 h, je nach Größe der RNA und spezifisches Protein.
      5. Platzieren Sie die RNS-Protein-Komplex auf dem Gel durch Autoradiographie. Verbrauchsteuern Sie die Gel-Scheibe mit der RNS-Protein-Komplex. Eluieren Sie die RNA von der Gel-Scheibe durch Zerkleinerung des Gel-Slices und Einweichen in der PK-Puffer.
      6. Mit Phenol-Chloroform, Chloroform, extrahieren und wässrigen Phase zu sammeln. Hinzufügen von Natriumacetat und Ethanol nach der Inkubation in Gefrierschrank, Zentrifugieren, waschen, Lufttrocknen, und RNA in DEPC-behandeltem Wasser aufschwemmen. Gehen Sie folgendermaßen vor wie in Schritten 2.10, 2.14 oben beschrieben.

4. Analyse der Jod gespalten Phosphorothioat Produkte für die Erkennung von mutierten Nukleotid-Positionen

1. Fügen Sie 1 mM Jod in einer 20 µL DEPC-behandeltem Wasser mit bis zu 10 µg Träger tRNA, RNAs (gefesselt und total RNAs) an den Standorten der Phosphorothioat Gründung zu Spalten. In 5 min bei Raumtemperatur inkubieren.
   Hinweis: Weitere Informationen über Jod Spaltung mit leicht unterschiedlichen Bedingungen — 7 % (V/V) Iodoethanol, Heizung bei 95 ° C für 3 min — Gish & Eckstein 1988¹⁹entnehmen.
2. Niederschlag abgespalten RNA durch Zugabe von Natrium Acetat/Ethanol, wie oben beschrieben. In einem Laden Farbstoff für Denaturierung Gele aufzuwirbeln. Erhitzen Sie und laden Sie die Probe um RNA-Fragmente durch Elektrophorese in einem 15 – 20 % denaturierenden Polyacrylamid-Gel zu trennen.
3. Setzen Sie das Polyacrylamid-Gel auf einem Röntgenfilm.
4. Erkennen Sie Bands in der gebundenen Anteil gegenüber total Pool mit Autoradiographie.
   Hinweis: Führen Sie alle Schritte mit Jod in einer Dunstabzugshaube. Für RNA-Trennung hier gezeigt ist eine keilförmige Gel eingesetzt, das wird erreicht durch eine Verdoppelung der Dicke der beiden Abstandhalter am unteren Rand der Gel-Platten durch das Einfügen einer extra langen Abstandshalter an der Unterseite des Gels. Diese Form ermöglicht mehr einheitliche oder engeren Abstand zwischen kürzeren RNA-Fragmente. Alternativ kann ein Phosphorimager anstatt Röntgenfilme für die Erkennung und Quantifizierung von Radioaktivität verwendet werden.

Das Prinzip der Sättigung Mutagenese mit doping:

Verwenden Sie für eine entsprechende Molverhältnis von Wildtyp und andere Nukleotide eine gleiche Mischung von allen vier Nukleotide, wenn nur eine Position soll analysiert werden. Jedoch, wenn mehrere Positionen gleichzeitig analysiert werden, das Verhältnis zwischen wilden Typ Wildtyp Nukleotide muss angepasst werden, d. h. reduziert. Ansonsten neben einzelnen Ersetzungen, die gewünscht wird, werden es auch Vorlagen mit mehreren Wild-Typ Nukleotide in einem Molekül, Analyse der Wirkung von Einzel-Nukleotid-Substitutionen entgegensteht. So als Faustregel, verwenden Sie eine Verhältnis wilde Art Wildtyp Nukleotide von 1/n, wo n ist die Anzahl der Positionen analysiert werden. Hier, wir 10 Positionen gleichzeitig analysiert und verwendet ein Gemisch mit 90 % der Wildtyp Nukleotid und 10 % des Wild-Typ Nukleotids für doping-das DNA-Template. Separate Transkription Reaktionen erfolgen, in denen ist jede Transkription Reaktion mit einem der vier phosphorthioate durchgeführt. So überwacht jede Reaktion eine spezifische Nukleotid an den dotierten Positionen.

Das Prinzip der Partitionierung aufgrund von Störungen:

Im hier vorgestellten Ansatz Mutagenese haben RNAs im Durchschnitt weniger als ein Phosphorothioat Rückstand pro Molekül. Während des Prozesses der Bindung, RNA-Moleküle Trennwand zwischen der proteingebundene Anteil und der ungebundene Anteil. Da eine bestimmte Nukleotid, eine Phosphorothioat-Verbindung verbunden ist, ist Spaltung der Phosphorothioat Rückgrat Verlinkung ein Auslesen der das Vorhandensein eines bestimmten Nukleotids an dieser Position. Es wird erwartet, dass in jeder Position, wenn ein Nukleotid geändert wird es möglicherweise entweder keinen Einfluss auf Bindung oder es verbindlich,, teilweise oder vollständig hemmen kann. Wenn die Anwesenheit eines bestimmten Nukleotids hat keinen Einfluss auf Bindung wird es ebenso zwischen den Protein-gebundenen und ungebundenen Fraktionen partitionieren. Jedoch wenn eine spezifische Nukleotid an einer bestimmten Position Proteinbindung stört wird sie bevorzugt aus der proteingebundene Fraktion ausgeschlossen. Der Grad der Störung kann quantitativ für jede der Positionen in die gleiche Reaktion nach Gelelektrophorese überwacht werden. Dieses Konzept wird in einem Schaltplan (Abbildung 3) dargestellt. In total RNA Bruchteil (Spur T) ist die Band Intensität ungefähr gleich für alle dotierten Positionen (Bänder 1, 3 – 7). In proteingebundener RNA Bruchteil (Weg B) an den Positionen 1, 4 und 7 hat das Nukleotid keinen Einfluss auf die Bindung. Jedoch an den Positionen 3 und 6, mischt sich mit Bindung und somit aus der gebundenen Fraktion ausgeschlossen ist. An Position 5 ist Störungen teilweise. So erlauben Vergleiche von gekoppelten vierspurig, T und B für jedes Nukleotid für die Analyse von allen vier Nukleotide. Es sei darauf hingewiesen, dass Wildtyp Nukleotid für eine bestimmte Position den Effekt, wenn überhaupt, der Schwefel in den RNA-Backbone auf Proteinbindung spiegelt.

Die begleitenden Autoradiograph (Abbildung 4) zeigt zwei Paar Gassen von einem denaturierenden Gel (T für insgesamt Pool) und B für gebundene Bruchteil (α-Thio A und α-Thio-U). Mehrere Beobachtungen können durch den Vergleich der Intensitäten der Bänder in jeder Position zwischen jeweils zwei Fahrspuren (T und B). Erstens ist die Mehrheit des Signals an der Spitze des Gels, d. h. uncleaved Produkt für beide α-Thio eine Lane und α-Thio U-Gasse. Zweitens sind mehrere Bands (Jod-Spaltprodukte) für α-Thio A paar Gassen, zwischen der Grenze und die total RNA Brüche z. B. Bänder oberhalb von 1 identisch; relevanten Bands in die Bindungsstelle für die α-Thio eine Gasse sind als Referenz nummeriert. Drittens sind die Bänder an der Unterseite des Gels mehr eng angeordnet (z. B. Bänder unter 6) als für eine Sequenzierung Gel üblich ist. Viertens: mehrere Bänder sind vorhanden in der gesamten RNA-Fraktion aber abwesend oder signifikant reduziert in der gebundenen RNA-Anteil (z. B. Bänder, 1, 2, 3 und 5). Fünfte, während die meisten Bands vergleichbar zwischen den Gesamt- und gebundenen Lanes sind für das α-Thio U Bahn paar einige Bands relativ weniger intensiv in der gebundenen Anteil (z. B. Bänder 7 und 8).

Diese Beobachtungen liefern Beweis für die erfolgreiche Entwicklung dieser neuen Methode und führen zu folgenden Schlussfolgerungen: Erstens für α-Thio A paar Gassen und α-Thio U Bahnen, koppeln, weil die meisten der RNA uncleaved es nachweist, dass nur ein winziger Teil die RNA enthält geändert oder Phosphorothioat Rückstände. Dies ist wichtig, weil es feststellt, dass RNA-Moleküle nicht mehr als ein Phosphorothioat Reste enthalten. Zweite, identische oder ähnliche Intensitäten für mehrere Bands außerhalb der Bindungsstelle zwischen die zwei Fahrspuren für α-Thio A und α-Thio U, zeigen, dass Belastung für beide Fahrspuren, erlaubt einfachen Vergleich zwischen Gassen vergleichbar ist. Drittens: mehr eng beieinander liegenden Bänder sind für α-Thio A und α-Thio U, durch die Keilform des Gels (an der Spitze dünner und dicker an der Unterseite), also so dass Analyse der längeren Sequenz liest und bietet höheren Auflösung erreicht. In der Regel sind kürzere Fragmente in einem Gel mit gleichmäßiger Dicke mehr weit auseinander. Viertens, verschwinden oder reduzierter Intensität bestimmter Bands in der gebundenen Anteil gibt, dass der Wildtyp-Nukleotid bevorzugt aus der gebundenen Anteil (α-Thio A) ausgeschlossen ist. Relative Intensitäten der verschiedenen Bands innerhalb der gebundenen Spur bieten auch quantitative Angaben über das Ausmaß der Störungen durch Wild-Typ Rückstände an verschiedenen Standorten. Das heißt, stören der Mutant oder Wild-Typ Nukleotide an bestimmten Positionen Proteinbindung. Testen die Wirkung der Rückgrat Schwefel Substitution (Phosphorothioat) in einem nicht-bridging Sauerstoffatome (α-Thio-U), zeigt schließlich, dass drei Positionen geringe Effekte von Rückgrat sulfure (z. B. 6, 7 und der darunter 7) zeigen. Unsere kombinierten Ergebnisse zeigen, dass verschiedene Positionen innerhalb der Bindungsstelle bevorzugte verschwinden zeigen oder Intensität der Banden in den gebundenen Bruchteil reduziert. Dies ist aufgrund der Basis eher als Rückgrat Substitution, Protein-Wechselwirkungen mit bestimmten Basen in die Bindungsstelle (α-Thio A) anzeigt. Unterdessen zeigt Einbeziehung der α-Thio-C ein Interferenzmuster vergleichbar mit α-Thio A. Nur 3 – 4 α-Thio G Substitutionen zeigen kleine aber nachweisbaren Störungen im Mittelpunkt, zum Beispiel Positionen Nummern 2 und 3 (Daten nicht gezeigt). Diese Methode wurde verwendet, um Unterschiede in wie Spleißen Repressor SXL und die allgemeine Spleißen Faktor U2 SnRNP Auxiliary Factor (U2AF65) an eine identische Pre-mRNA Spleißen Signalsequenz (Polypyrimidine-Darm-Trakt) auf unterschiedliche Weise15 binden .

Abbildung 1: Flussdiagramm des Schlüssels Schritte in Phosphorothioat Mutagenese (PTM). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 2: Schematische eine Phosphorothioat Verbindung zwischen zwei Nukleotide, die durch Jod chemisch gespalten werden kann. Schwefel ersetzt eine nicht-bridging Phosphat Sauerstoffatome. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 3: Prinzip der Partitionierung aufgrund von Störungen. Hypothetische RNA enthält repräsentative α-Thio Nukleotide an sechs Positionen, einschließlich eine Protein-Bindungsstelle. Nach Proteinbindung, ist RNA an Standorten von Phosphorothioat Aufnahme von Jod abgespalten. Positionen 1 – 7 in und um die Bindungsstelle sind willkürlich als Referenz im Text nummeriert. Position 2 oder fehlende Band stellt keine Phosphorothioat Aufnahme oder undotierten Nukleotid. Lane T Gesamt-RNS und Spur B proteingebundene RNA. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 4: Phosphorothioat Mutagenese (PTM) Ansatz ermöglicht Sättigung Mutagenese eines Polypyrimidine-Darm-Trakt/3 ' splice Stelle in den Transformator Pre-mRNA vorhanden. Lane T Gesamt-RNS und Spur B proteingebundene RNA. Α-Thio eine RNA stellt im Beisein von α-Thio ATP synthetisiert und identifiziert dotierte Positionen mit α-Thio Adenosines in der Sequenz. Drei starke Bänder entsprechen Adenosines in der Sequenz an diesen Positionen. Α-Thio U vertritt RNA synthetisiert im Beisein von α-Thio UTP und identifiziert alle Uridines, einschließlich dotierte Positionen in der Sequenz. Vertikale Linie auf der linken Seite markiert die SXL-Bindungsstelle. 1 – 8 Positionen innerhalb der Bindungsstelle sind nummeriert, zu Referenzzwecken und zur Vereinfachung der Beschreibung im Abschnitt "Ergebnisse". Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Der Autor erklärt keinen finanziellen Interessenkonflikt.