Hier beschriebene Methoden wurden von der Leetown Science Center institutionelle Animal Care und Use Committee genehmigt.
1. die Fischsammlung
- Lebende Fische mit einem Minimum an Stress zu sammeln. Verwenden Sie Boot oder Rucksack elektrobefischung, Haken und Linie oder Netze.
- Halten Sie Fisch in live Brunnen oder belüfteten Behälter bis Probenahme.
Hinweis: The American Fisheries Society veröffentlichte eine Reihe von Leitfäden für Anästhesie/Euthanasie26,27,28, Fischsammlung und Handhabung. Tragen Sie Handschuhe beim Umgang mit Fisch.
(2) Fische Autopsie
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Einschläfern eines Fisches.
- Legen Sie Fisch in der Narkose bis Kiemendeckel Bewegung aufhört und der Fisch Gleichgewicht verliert. Nach einer anderen 2 – 10 min wird der Fisch eingeschläfert werden; Dies kann jedoch auch durch Arten variieren.
Hinweis: Fische können mit einer Reihe von Anästhetika eingeschläfert werden (siehe Tabelle der Materialien für die am häufigsten verwendet). Die Euthanasie-Methode hängt von der Labor-Messungen, die auf dem Gewebe gesammelt29durchgeführt werden.
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Biometrische Merkmale zu messen.
- Wiegen Sie die Fische bis aufs Gramm.
- Messen Sie die Länge der Fische auf den Millimeter.
- Messen Sie die Gesamtlänge von der Spitze der Schnauze mit dem Mund geschlossen bis zum Ende der Rute wenn zusammen geklemmt.
- Messen der Gabellänge von der Gabelung des Schwanzes an der Spitze der Schnauze und der Standardlänge von der Spitze der Schnauze bis zum Ende des Körpers (Anfang der Rute).
- Berechnen Sie den Zustand-Faktor mit folgender Formel:
Zustand-Faktor = (gesamte Körpergewicht - Gonade Gewicht) / Gesamt Länge3.
Hinweis: Gonade Gewicht ist das gesamte Körpergewicht subtrahiert Gonaden deutlich auf das gesamte Körpergewicht, besonders in prespawn Rogner beitragen können.
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Erhalten Sie eine Blutprobe.
Hinweis: Blut wird am häufigsten die Caudale Vene entnommen aber auch aus der dorsalen Aorta zurückgezogen werden oder durch Herzstillstand Punktion30.
- Extrahieren einer peripheren Blutprobe aus der kaudalen Vene mit einer 22 oder 23 G-Nadel auf eine 1 bis 5 mL Spritze, je nach Größe des Fisches. Stechen Sie die Nadel anterior der kaudalen Bereich unterhalb der Seitenlinie (Abbildung 1A und 1 b). Angeln sie nach oben bis auf die Wirbelsäule und dann zurückziehen Sie etwas. Die Vene ist ventral der darüberliegenden Wirbelsäule.
Hinweis: Wenn Blut Abstriche gemacht werden oder Serum erforderlich ist, wird keine Gerinnungshemmer verwendet. In den meisten Fällen Plasma gesammelt werden und somit ein Antigerinnungsmittel wie Natrium Heparin, EDTA oder Lithium wird verwendet, um die Nadel und Spritze Mantel und ist auch in dem Blut Sammelrohr (z.B. Vacutainer).
- Entfernen Sie die Nadel und legen Sie in eine Kleie Entsorgungsbehälter vor der Inbetriebnahme des Bluts in das sammelröhrchen.
Hinweis: Blut auf dem Eis stattfinden kann aber je nach weiteren Analysen sollten so bald wie möglich30zentrifugiert werden.
- Wenn nukleare Anomalien oder differential Blutbild ausgewertet wird, geben Sie einen Tropfen Blut sofort auf doppelte sauberes Glas-Objektträger. Eine zweite Folie in einem 45°-Winkel in die Tropfen, die dann über die Oberfläche durch Kapillarwirkung gezogen wird zurück. 31an der Luft trocknen lassen.
- Zentrifugieren Sie Blut bei 1.500-2.500 X g für 15 min zu sedimentieren die Zellen. Plasma/Serum mit einer sterilen transferpipette, aliquoten in kryogenen Fläschchen zu entfernen und speichern bei-80 ° C.

Abbildung 1 : Eine Blutprobe von einem Fisch erhalten. (A) A vor kurzem eingeschläfert Fisch ist auf seiner Seite und die Seitenlinie befindet sich gelegt. (B) ein Nadel ist eingefügten Ventral, lateral Line (Pfeil), schräg nach oben bis Nadel berührt das Rückgrat. Er zieht sich dann leicht zurück, und Saug initiiert, um Blut zu entziehen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Durchführung einer Autopsie-basierte Diagnostik auf jeden Fisch.
Hinweis: Eine Reihe von Publikationen zur Veranschaulichung und Beschreibung von Läsionen und Anomalien sind verfügbar32,33,34,35.
- Dokumentieren Sie externe Störungen einschließlich Läsionen an Körperoberfläche und Flossen (Abbildung 2), Augen und Kiemen (Abbildung 3), äußere Parasiten wie Blutegel (Abb. 2D), Larven oder Trematode Metacercarial Zysten (Abb. 2D, 3 b) und gill Parasiten (Abbildung 3D). Wenn möglich auch als fotografisch, Art, Lage und Größe der beobachteten Anomalien auf Datenblätter, dokumentieren.
- Öffnen der Bauchhöhle (Abb. 4A) mit einer Schere durch Schneiden aus dem Analbereich auf die Kiemendeckel und entfernen dann die Klappe des Muskels, um die inneren Organe verfügbar zu machen.
Hinweis: Wenn die vorderen Niere gesammelt werden für Immune Funktion (siehe Schritt 5 unten) oder Proben für Bakteriologie und Virologie, die äußere Körperoberfläche sollte mit 70 % Alkohol desinfiziert werden und diese Proben gesammelt werden, bevor die Autopsie durchgeführt. Wenn Gewebe nur zur visuellen Beobachtungen, Plasma-Analysen dienen und Histopathologie steriler Technik nicht notwendig ist.
- Dokuments interne Anomalien (Abbildung 4) einschließlich allgemeine oder fokale Verfärbungen der verschiedenen Organe (Abbildung 4 b-4D), Vorhandensein von angehoben (Abb. 4E), Zysten, die Parasiten und Anomalien (Größe vergrößert, verkümmert).

Abbildung 2 : Beispiele für sichtbare Läsionen auf Körperoberfläche und die Flossen des Fisches beobachtet. (A) A kleine, leicht erodierten Läsion (Pfeil) an der seitlichen Körperoberfläche. (B) ein großer geröteten Bereich (Pfeil) unter Einbeziehung der kaudalen Körperoberfläche. (C) erhaben, schwarzen Läsionen (Pfeile) auf der Oberfläche des Körpers und die Flossen. (D) Blutegel (weißer Pfeil) und kleinen schwarzen Flecken (Schwarze Pfeile) auf der Flosse. Maßstabsleiste = 3 mm. (E) A angehoben, multilobed, blasse Läsion (Pfeil) auf der Oberfläche des Körpers. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 3 : Beispiele für sichtbare Läsionen der Kiemen und Augen der Fische. (A) A pale Bereich (Pfeil) innerhalb der Linse des Auges. Maßstabsleiste = 5 mm. (B) weiße Zysten (weisse Pfeile) und kleine schwarze Flecken (Schwarze Pfeile) verursacht durch Trematode Parasiten auf die Kiemendeckel über die Kiemen (a). Maßstabsleiste = 1 cm. (C) A blasse, erodierte Bereich (Pfeil) auf die Kieme (a). Maßstabsleiste = 5 mm. (D) ein Gill, der entfernt wurde mit Parasiten (Pfeile) an die Gill-Filamente. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 4: Beispiele für eine Autopsie und interne Anomalien der Fische. (A) während einer Autopsie der Fische ist aufgeschnitten (entlang der weiße Pfeil) und eine Klappe des Muskels (schwarzer Pfeil) entfernt, um die Gonade (a) und der Milz, von Pinzetten und Scheren verfügbar zu machen. (B) fleckige Leber (a), Hoden (b), Darm, umgeben von adipösen Fett (c) und Magen (d). Maßstabsleiste = 5 mm. (C) (a) mit einem dunklen roten Bereich (Pfeil), Eierstock (b) und (c) Darm Leber. Maßstabsleiste = 5 mm. (D) Leber mit grünlich verfärbte Bereiche (Pfeile). Maßstabsleiste = 1 cm. (E) Beispiel (a) eines normalen und abnormalen (b) Hoden mit angehoben Knötchen. Maßstabsleiste = 1 cm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Hepatosomatic Index (HSI) erhalten.
- Entfernen Sie Leber durch Durchtrennung der leberarterie und das Bindegewebe der vorderen Ende. Heben Sie vorsichtig heraus beim Trimmen Verwachsungen und andere Verbindungen in Darm und adipösen Fett. Achten Sie darauf, keine Punktion die Gallenblase. Wiegen Sie die Leber.
Hinweis: Einige Fische, wie z. B. Cypriniden, keine diskrete Leber eher hepatischen Gewebe umwickelt Darm und anderen Organen haben. Für diese Arten möglicherweise es nicht möglich, Leber Gewichte zu erhalten.
- Berechnen Sie Hepatosomatic Index (HSI) mit der Formel:
HSI = Körpergewicht Leber Gewicht/gesamt
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Den Gonadosomatic-Index zu berechnen.
- Entfernen der Keimdrüsen und wiegen es.
- Berechnen Sie Gonadosomatic Index (GSI) mit der Formel:
GSI = Körpergewicht Gonade Gewicht/gesamt
3. bewahren Sie Gewebe für mikroskopische Pathologie
Hinweis: Eine Reihe von Fixiermittel einschließlich 10 % neutral gepuffertem Formalin und Z-Fix, Formalin-basierte Fixiermittel mit Zink, für die Erhaltung des Gewebes im Bereich einsetzbar. Letzteres wird bevorzugt, wenn Methoden wie in Situ Hybridisierung oder fluoreszierende Antikörper Färbung verwendet werden können.
- Sorgfältig geschnitten sondern Gewebeproben nicht herausziehen. Halten einzelner Gewebe Stücke < 2 cm groß und < 5 mm Dicke für die ordnungsgemäße Fixierung. Als Faustregel gilt verwenden Sie ca. 10 x mehr Fixiermittel nach Volumen als das Gewebe für Pflege und Bewahrung. Legen Sie alle Gewebeproben aus einem Fisch in einem auslaufsicheren Behälter der entsprechenden Größe, abhängig von der Größe der Fische wird abgetastet.
- Legen Sie keine externen Auffälligkeiten im Fixativ Container. Darüber hinaus enthalten Sie eine angrenzende Stück des normalen Gewebes.
Hinweis: Unsachgemäße Handhabung wie Kompression oder andere mechanische Beschädigungen, Langzeitbelichtung, Luft oder Sonnenlicht, und Einfrieren können Artefakte verursachen.
- Mindestens fünf 3 – 4 mm Dicke Stücke Leber aus verschiedenen Regionen und in den Fixativ Behälter. Sind normal und abnormal, wenn beobachtet.
- Je nach Größe legen Sie eine ganze Gonade oder mehrere Stücke entlang eine Gonade in Fixativ Container.
- Legen Sie entweder ganze Organe, wenn kleine, oder Stücke von allen anderen Organen (Milz, vordere und hintere Niere, Kiemen, Herz, Darm und Magen) in den Fixativ Behälter. Wenn krankhaftes Gewebe beobachtet wird, erhalten Sie eine angrenzende Stück des normalen Gewebes sowie.
4. entfernen Sie die Otolithen für Alter Analysen
Hinweis: Alter kann eine wichtige Variable in Fisch Krankheit/Fische Gesundheitsstudien sein. Während eine Reihe von Strukturen, einschließlich Skalen und Stacheln, für Altersbestimmung verwendet wurden, haben die meisten Studien zum Vergleich der Strukturen der Otolithen geben die besten Resultate36,37gefunden. Teleost Fische haben drei Paare der Otolithen - Lapilli, Sagitta und Asteriscus. Im Allgemeinen sind die sagittalen oder Lapilli Otolithen für das Altern gesammelt, obwohl die Arten variieren. Entfernung und Alterung Techniken wurden zuvor beschriebenen38.
- Schnitt durch den Isthmus Gill und den Kopf nach hinten beugen. Streifen entfernt Binde- und muskulären Gewebe um die minderwertige Teile des Neurocranium, Prootic Bullae, einen erhöhten knöchernen Bereich zu finden.
- Punkten Sie oder mit Knochen Messer geschnitten Sie und knacken Sie, die Otolithen aussetzen. Sie können mit dem bloßen Auge gesehen werden.
- Legen Sie Otolithen in einem beschrifteten Fläschchen oder eine Münze Umschlag und bei Raumtemperatur bis auf Alter analysiert durch zählen der Ringe oder Schritten38lagern. Wenn Platzierung in einer Durchstechflasche einmal zurück an das Labor den Verschluss öffnen und lassen Sie gründlich trocknen Sie vor der Lagerung.

Abbildung 5 : Entfernung von Otolithen. (A) die Landenge wird geschnitten und das Bindegewebe und Muskulatur zog Weg, um die Basis der Wirbelsäule und Neurospinal Bereich setzen. (B) der Knochen ist gebrochen, um die Otolithen verfügbar zu machen. (C) Lapillar Otolithen werden entfernt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
(5) Gewebe für Immunfunktion Assays erhalten
Hinweis: Die vordere Niere ist die wichtigen blutbildenden Organ, die Quelle der Lymphozyten und Makrophagen für funktionelle Assays und aseptisch entfernt werden, wenn Zellen für funktionelle Assays, wie mitogenese, phagocytic und Tötung Fähigkeit kultiviert wird Makrophagen39,40.
- Sprühen Sie die äußere Oberfläche des Fisches mit 70 % Ethanol. Verwenden Sie sterile Schere und eine Pinzette und Skalpell Öffnen der Bauchhöhle und Entfernen der vorderen nierengewebe, die eine dunkle rote Orgel anterior der Schwimmblase ist.
- Legen Sie die vorderen Niere Probe in Medien (z. B. Leibovitz L-15), die Zellen lebendig zu halten. Niere Proben mit einem sterilen Handheld Gewebe Schleifer (z. B. Tenbroeck Gewebe Grinder) in einzelne Zellsuspensionen zu homogenisieren. Halten Sie auf nassem Eis bis zum Labor zurückgegeben.
6. bewahren Sie Gewebe für Nukleinsäure-Analysen
Hinweis: Wenn nachgeschaltete molekulare Analyse durchgeführt werden, z. B. Genexpression mit Transkript Fülle41 oder quantitative PCR42 (Polymerase-Kettenreaktion), legen Sie die Stücke des Gewebes in einem geeigneten Konservierungsmittel ( beurteilt werden z.B., RNAlater Stabilisierung Lösung) so bald wie möglich.
- Legen Sie für RNA-Konservierung zwei bis drei klein (2 – 3 mm) Stücke in den entsprechenden Konservierungsmittel im Verhältnis 10:1 Konservierungsmittel Volumen an Gewebe.
Hinweis: Proben sollten geschützt vor Sonneneinstrahlung und Hitze und auf nassem Eis transportiert werden.
- Legen Sie für DNA-Konservierung zwei bis drei kleine Stücke des Gewebes in 95 % igem Ethanol (10:1 Ethanol zu Gewebe nach Volumen). Halten Sie dann die Proben auf nassem Eis und dann speichern bei-20 ° C.