Method Article

Fraktur Apparat Design und Protokoll-Optimierung für geschlossen-stabilisierten Frakturen bei Nagern

DOI:

10.3791/58186

⸱

August 14th, 2018

 ,  ,  , 
1College of Osteopathic Medicine, Michigan State University, 2Department of Orthopaedic Surgery, University of Michigan Medical School, 3Lymann Briggs College, Michigan State University, 4College of Engineering, Michigan State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Ziel des Protokolls ist die Fraktur Generation Parameter, um konsistente Frakturen führen zu optimieren. Dieses Protokoll entfallen die Variationen in Größe und Morphologie, die zwischen den Tieren bestehen können. Darüber hinaus ist eine kostengünstige, verstellbare Fraktur Apparat beschrieben.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die zuverlässige Generation konsistent stabilisierte Frakturen in Tiermodellen ist unerlässlich für das Verständnis der Biologie der Knochenregeneration und Therapeutika und Geräte zu entwickeln. Allerdings sind verfügbar Verletzungen Modelle von was verlorene Tiere und Ressourcen und unvollständige Daten Inkonsistenz geplagt. Zur Behebung dieses Problems der Fraktur Heterogenität ist der Zweck der hier beschriebenen Methode zur Optimierung der Fraktur Generation Parameter spezifisch für jedes Tier und ergeben eine konsequente Bruch Lage und Muster. Dieses Protokoll entfallen auf Variationen in Größe und Morphologie, die möglicherweise zwischen Mausstämme vorhanden und lässt sich anpassen, konsequente Frakturen bei anderen Spezies, wie z. B. Ratte zu generieren. Darüber hinaus ist eine kostengünstige, verstellbare Fraktur Apparat beschrieben. Im Vergleich zu aktuellen stabilisierte Fraktur Techniken, zeigen die Optimierung Protokoll und neue Fraktur Apparat erhöhte Konsistenz in stabilisierter Fraktur Mustern und Standorte. Mit optimierte Parameter spezifisch für die Art der Probe, die beschriebene Protokoll erhöht die Präzision der induzierten Traumata, Minimierung der Fraktur Heterogenität in der Regel in geschlossen-Fraktur Generation Verfahren beobachtet.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Forschung auf Frakturheilung ist notwendig, ein große klinische und ökonomische Problem anzugehen. Jedes Jahr werden mehr als 12 Millionen Brüche in den Vereinigten Staaten1, kostet $ 80 Milliarden pro Jahr2behandelt. Die Wahrscheinlichkeit, dass eine männliche oder weibliche Leiden eine Fraktur im Laufe ihres Lebens ist 25 % und 44 %, bzw.3. Probleme im Zusammenhang mit Frakturheilung sollen mit erhöhten Komorbiditäten Alterung der Bevölkerung zu erhöhen. Um zu studieren und dieses Problem anzugehen, sind robuste Modelle der Fraktur-Generierung und Stabilisierung erforderlich. Nager-Modelle sind ideal für diesen Zweck geeignet. Sie bieten klinischen Relevanz und Adresse bestimmten Bedingungen (d. h., mehrere Verletzungen, offene, geschlossene, ischämische und infizierten Frakturen) angepasst werden können. Neben klinischen Szenarien zu replizieren, sind tierische Fraktur Modelle wichtig für das Verständnis der Knochenbiologie und die Entwicklung von Therapeutika und Geräte. Versuche die Unterschiede zwischen Interventionen untersuchen können jedoch durch die Variabilität von inkonsistenten Fraktur Generation eingeführt erschwert werden. So ist es wichtig, Bereich der Muskel-Skelett-Forschung, reproduzierbare und konsequent geschlossene Frakturen in Tiermodellen zu erzeugen.

Trotz richtig steuernd für potenzielle Thema Heterogenität durch die Sicherstellung der entsprechenden genetischen Hintergrund, Geschlecht, Alter und Umweltbedingungen, die Produktion von klinisch relevanten konsistente Knochenverletzungen ist eine wichtige Variable beeinflussen Reproduzierbarkeit, die kontrolliert werden müssen. Statistische Vergleiche mit inkonsistenten Frakturen sind mit experimentellen Lärm und eine hohe Variabilität4geplagt; Darüber hinaus führt Bruch Variabilität zu unnötigen tierischen Tod wegen der Notwendigkeit, erhöhen Sie die Größe der Stichprobe oder die Notwendigkeit, Tiere mit zerkleinertem oder fehlgestellte Frakturen einzuschläfern. Der Zweck der hier beschriebenen Methode besteht darin, die Fraktur-Generation-Parameter optimieren, die speziell für Probentyp und ergeben eine konsequente Bruch Lage und Muster.

Aktuelle Modelle der Fraktur-Generation fallen in zwei Hauptkategorien, jede mit ihren eigenen Stärken und Schwächen. Open-Fraktur (Osteotomie) Modelle operiert um den Knochen verfügbar zu machen, nach dem eine Fraktur induziert wird, von den Knochen schneiden oder Schwächen und dann brechen es manuell5,6,7,8. Die Vorteile dieser Methode sind die direkte Visualisierung der frakturstelle konsequenter Bruch Lage und Muster. Die physiologischen und klinischen Relevanz des Ansatzes und Mechanismus der Schädigung ist jedoch begrenzt. Darüber hinaus erfordern offene Methoden der Fraktur-Generation ein chirurgisches Vorgehen und Verschluss mit einen längeren Zeitraum, während, die die Nagetiere zu einem erhöhten Risiko einer Kontamination ausgesetzt sind.

Geschlossene Techniken behandeln viele der offenen Technik Beschränkungen. Geschlossene Techniken erzeugen Frakturen mit ein extern Krafteinwirkung stumpfen Trauma die Schädigung der Knochen und das umliegende Gewebe, mehr ähnlich denen im menschlichen klinischen Verletzungen induziert. Die am häufigsten verwendete Methode wurde von Bonnarens und Einhorn in 19849beschrieben. Sie beschrieben eine gewichtete Guillotine vermitteln stumpfes Trauma um die Knochen zu brechen, ohne irgendwelche externen Hautwunden verwendet wird. Diese Methode hat verbreitet zur Untersuchung der Wirkung von Genetik10,11, pharmakologische Therapie12,13,14,15, Mechanik16, 17, und Physiologie18,19,20 auf Knochenheilung bei Mäusen und Ratten. Während der Vorteil der geschlossenen Methoden physiologisch relevanten Frakturen ist, sind experimentelle Reproduzierbarkeit und Genauigkeit durch Bruch Heterogenität begrenzt. Die inkonsistente Fraktur-Generation führt eine begrenzte Differenzierung zwischen-Gruppe, verlorene Exemplare und eine Zunahme der Tiere, um statistische Signifikanz zu erreichen.

Controlling der Variabilität in der Fraktur-Generierung und Stabilisierung ist unerlässlich um sinnvolle Ergebnisse zu erzielen. Um die Biologie der Fraktur Reparatur ordnungsgemäß zu studieren, braucht man eine einfache, aber robuste Fraktur-Modell. Das Modell sollte übersetzbar Nagetierarten, Knochen-Typen (Femur oder Tibiae, zum Beispiel), und über Variable Maus genetische Hintergründe und induzierte Mutationen. Darüber hinaus sollte das ideale Verfahren werden technisch einfache und konsistente Ergebnisse zu produzieren. Zur Adresse Fraktur Heterogenität die hier beschriebene Methode ist der Bau ein kontrolliertes Fraktur-Gerät, das dann verwendet werden kann, um Parameter zu optimieren und generieren konsequent geschlossene Frakturen unabhängig von Alter, Geschlecht oder Genotyp.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um sicherzustellen, dass Tiere nicht unnötig verwendet werden und sind alle unnötige Schmerzen und Qualen verschont; Es hält sich an alle geltenden Gesetze von Bund, Ländern, lokalen und institutionelle und Richtlinien für Tierversuche. Das Protokoll wurde unter der Leitung eines universitätsweiten Labors entwickelt spezialisierte Tier Medizin-Programm unter der Regie von Tierärzten auf tierische Labormedizin. Das Protokoll wurde überprüft und genehmigt durch die institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC).

1. Fraktur Turmbau

Hinweis: Alle Teile werden unter "Materialien" (Table of Materials) aufgeführt. Detaillierte technische Zeichnungen werden die bearbeiteten und 3D-gedruckten Teile in ergänzenden Zahlen 1-12. Die Unterbaugruppe technische Zeichnungen enthalten Verschluss Details für alle Anbauteile (ergänzende Abbildungen 1, 2, 7 und 9).

  1. Unterbaugruppe zu unterstützen
    Hinweis: Für eine technische Zeichnung der Unterstützung Unterbaugruppe, siehe ergänzende Abbildung1.
    1. Legen Sie die Breite Unterstützung--Kiefer Abschnitt in der Mitte des Balkens Support--Horizontalschnitt.
    2. Die obere Fläche des Strahls Support--Kiefer Abschnitt2 in von der Strahl Support--Horizontalschnitt Strahl Support--vertikale 1 zuordnen.
    3. Die obere Fläche des Strahls Support--Horizontalschnitt am Mittelpunkt (7 vom Ende) der Strahl Support--vertikale 2 zuordnen.
    4. Befestigen Sie den Strahl, Support--Platte montieren am Ende Strahl Support--vertikale 1 und Strahl Support--vertikale 2. Das Ende der Platte Unterstützung sollte bündig mit der Rückseite des Strahl unterstützen--vertikale 2sein.
  2. RAM-Unterbaugruppe
    Hinweis: Für eine technische Zeichnung der Ram-Unterbaugruppe, siehe ergänzende Abbildung2.
    1. Maschine der Block zu stoppen und die Block-Guide (ergänzende Abbildung 3); die Rute Ram (ergänzende Abbildung 4); die Schraube Ausrichtung (ergänzende Abbildung 5); und die Montage der Platte (ergänzende Abbildung 6).
    2. Legen Sie die Platte Montage auf den Strahl unterstützen--Platte montieren , der Unterstützung Unterbaugruppe.
    3. Schieben Sie in der folgenden Reihenfolge die erste Lineare Ärmel tragen; der Block Guide; die zweite Lineare Ärmel tragen; und der Block zu stoppen , auf dem Stab Ram. Legen Sie die Führer und die Blöcke auf die Platte zu montieren.
    4. Legen Sie drei ⅜-in Nüssen auf gewindeabschnitt Rod Ram. Man sollte bündig mit dem Ende des Stabes, mit den Elektromagneten zu engagieren. Die anderen 2 wird verwendet um die Fraktur Tiefe anzupassen.
    5. Richten Sie den Hain im Rod Ram nach vorne und legen die Ausrichtung Schraube in die Gewindebohrung des Block-Guide.
  3. Magnet-Unterbaugruppe
    Hinweis: Für eine technische Zeichnung der Magnet-Unterbaugruppe, siehe ergänzende Abbildung 7.
    1. Lot den Elektromagneten zu den Draht führt (Polarität ist kein Faktor für den Elektromagneten-Betrieb). Lassen Sie genügend Länge bis zum Boden reichen, wo die Fraktur-Gerät positioniert wird. Kabelbinder Verwendung oder eine andere Form der Anlage betonen entlasten den Draht.
    2. Streifen Sie die Stromversorgungdes Ende und verbinden Sie es mit dem Fußpedal. Schließlich verbinden Sie das Kabel auf das Fußpedal in einer Konfiguration "off" (normalerweise offen). Testen Sie die Schaltung um sicherzustellen, dass die Elektromagneten eingeschaltet, wenn der Fuß-Schalter nicht gedrückt wird. Dies hält den Ram, vor dem Bruch ist.
    3. Drucken der Mount Magnet (ergänzende Abbildungen 8A und 8 b) Einsatz eines Additiven Fertigung Gerät oder Maschine Teil aus Aluminium.
    4. Legen Sie den Elektromagneten auf Mount Magnet.
    5. Die Breite Unterstützung--Magnet2 Eckverbinder zuordnen.
    6. In der folgenden Reihenfolge thread der Stabmagnet durch die obere Eckwinkel und fügen eine ¼-in Nuss; der Mount Magnet; zwei ¼-Nüsse; und unten Eckwinkel. Sichern Sie die Assembly mit zwei ¼-Muttern an beiden Enden.
  4. Komplette Montage
    Hinweis: Für eine technische Zeichnung die Komplettmontage, siehe ergänzende Abbildung 9.
    1. Die obere Fläche der Strahl, Support--Platte montierender Magnet Unterbaugruppe zuordnen.
    2. Stellen Sie die Ausrichtung des Strahls Support--Magnet , so engagiert sich der Magnet mit dem Stab, Ram.
      Hinweis: Wenn der Stab nicht freigegeben werden, wenn das Fußpedal betätigt wird, reduzieren Sie die Kontaktfläche zwischen den Elektromagneten und den Stab durch Verschieben der Strahl Support--Magnet.
    3. Maschine, die Klammern Bein Kiefer (ergänzende Abbildung 10).
    4. Die Breite Unterstützung--Kiefer Abschnittzwei Klammern Bein Kiefer zuordnen. Wenn gelöscht, sollte die Spitze des Ram in gleicher Entfernung von jedem Kiefer.
    5. Legen Sie die Plattform-Fraktur (ergänzende Abbildungen 11A und 11 b) über die Backen.
    6. Drucken der Jig Positionierung Fraktur (Ergänzende Figuren 12A und 12 b) und die Jig Pin Gauge (Ergänzende Figuren 13A und 13 b) Einsatz eines Additiven Fertigung Gerät oder Maschine die Teile aus Aluminium.
      Hinweis: Die Abmessungen der Vorrichtungen werden in den in Schritt 2 beschriebenen Optimierungsschritte berechnet.
    7. Legen Sie die Jig Positionierung Fraktur auf der Plattform Fraktur.
    8. Bestätigen Sie, dass die Tiefe der Auswirkungen mit den zwei-Stopp-Muttern auf dem Stab Rameingestellt werden kann.
    9. Bestätigen Sie, dass die Geschwindigkeit der Wirkung eingestellt werden kann, durch Verschieben der Mount Magnet rauf und runter.
    10. Bestätigen Sie, dass die Breite der Fraktur durch Verschieben der Klammern Bein Kiefer näher oder weiter Weg von der Rute Rameingestellt werden kann.

2. Fraktur Optimierung

  1. Fraktur-Lage
    1. Erhalten Sie Röntgenaufnahmen des Gliedes (Femur und Tibia), in einer repräsentativen Stichprobe von 5 euthanasierten Tiere gebrochen werden.
      Hinweis: Die Probe sollte auf die Proben abgestimmt werden im experimentellen Protokoll basierend auf Alter, Genotyp und Geschlecht derer. Auch wenn nur einem gebrochenen Bein Schlussprotokolls fordert, werden beide Probe Gliedmaßen verwendet werden.
    2. Positionieren Sie das Glied tangential zu den Röntgenstrahl, True-seitliche und vordere/hintere Ansichten bis auf die Knochen zu erwerben. Platzieren Sie ein Objekt der bekannten Dimension auf der Abbildungsebene auf eine Skala zur Analyse zur Verfügung zu stellen.
    3. Hinweis: Wenn Oberschenkelknochen imaging, sicherzustellen Sie, dass das Glied in voller Streckung ist, wo das Femur in der gleichen axialen Ebene als die Tibia.
    4. Markieren Sie die gewünschte Lage des Bruchs auf der Röntgenaufnahme des Glieds zu gebrochen (Abbildung 1A - gestrichelte Linie). Messen Sie von der schließen-tibiale Gelenk auf das Niveau der markierten Fraktur (Abb. 1A). Berechnen Sie die mittlere Bruch Länge (FL) für alle Studie Proben. Messen Sie von der interkondylären Kerbe für Femur-Frakturen.
  2. Fraktur-Positionierung jig
    1. Messen Sie den Abstand von der äußeren Oberfläche der Support für one Amboss in die Mitte der Guillotine Auswirkungen (CGI) (Abbildung 2). Subtrahieren Sie die CGI aus der FL, beschrieben im Schritt 2.1.4, um die Fraktur-Positionierung Jig Tiefe (JD) berechnen. Maschine oder 3D-Print einen u-förmigen Kanal mit einer Höhe und einer Breite gleich der Amboss und eine Tiefe gleich der JD (Abbildung 3). Eine Probe technisches Zeichnen und CAD-Datei gehören Ergänzende Figuren 12A und 12 b.
      Hinweis: Wenn das Glied in der Vorrichtung befindet, sollte der Rücken des Fußes gegen die Oberfläche am weitesten von der Guillotine Auswirkungen liegen. Ändern Sie die u-förmigen Kanal, wenn zusätzliche Freigabe für das Glied erforderlich ist.
    2. Positionieren Sie die Probe in der Fraktur-Apparatur in Bauchlage für Femur-Frakturen oder in der Rückenlage für Tibia Frakturen (Abbildung 4). Drücken Sie den Handrücken des Fußes gegen Ende der Fraktur-Positionierung Jig. Manuell drücken Sie die Guillotine bis die Extremität Frakturen. Erhalten Sie eine Röntgenaufnahme des gebrochenen Glieds um den Jig Größe und Fraktur-Standort (Abbildung 2B) bestätigen.
    3. Erhöhen Sie JD zu, wenn die Fraktur zu distalen am Knochen liegt, oder verringern Sie JD zu, wenn die Fraktur zu proximal am Knochen liegt.
  3. Stabilisierung der Pin-Parameter
    1. Pin-Länge: Mit den Röntgenaufnahmen in Schritt 2.1 erhaltenen, Messen Sie die Länge der Gliedmaßen (LL) vom Tibia Plateau auf das Niveau von der hinteren Malleolus für Tibia Frakturen oder der interkondylären Kerbe auf den Trochanter Major für Femur-Frakturen. Multiplizieren Sie die Länge der Knochen von 0,9 bis die Pin-Länge (PL) (Abbildungen 1A und 3 b) berechnen.
    2. Pin-Breite: Mit den Röntgenaufnahmen in Schritt 2.1 erhalten, Messen der medulläre Mindestdurchmesser (MD) in den gebrochenen Gliedmaßen (Abb. 1A). Wählen Sie einer Nadel mit einem Messgerät ungefähr gleich der medulläre Durchmesser und einer Länge mehr als 1,5 X PL.
      Hinweis: Eine ungefähre Pin-Größe für ein 14 Wochen altes Baby C57BL/6J Maus beträgt 22 G, 1½ in und 27 G 1¼ in Femur und Tibia, beziehungsweise.
  4. PIN-schneiden-Messgerät
    1. 2.4.1. Maschine oder 3D-Print ein Messgerät mit einer Länge gleich PL abzüglich der Nadel Länge (CGL) (Abbildung 3B; Ergänzende Abbildungen 13A und 13 b). Einem Ende sollte einen Überhang gegen die Nabe der Nadel ruhen und andererseits sollten angeben, wo der Stift geschnitten werden sollte. Eine Probe technisches Zeichnen und CAD-Datei gehören ergänzende Abbildungen 13A und 13 b.
  5. Intramedullären Pin Fraktur Stabilisierung
    1. Mit der nicht gebrochen Testversionen Proben aus Schritt 2.1 Haar mit einem elektrischen Haarschneider oder Enthaarungscreme von Mitte des Schienbeins auf Mitte des Femur, Freilegung des Kniegelenks entfernen.
    2. Tibia anheften: stechen Sie die Nadel der Patella Ligamentum perkutan lateral. Einfahren Sie der Patella Ligamentum medial und richten Sie die Spitze der Nadel, um die Achse der Tibia. Mit rannehmen Bewegungen, sanft gegen Sie die tibiale Plateau und führen Sie die Nadel nach unten die Markhöhle.
    3. Femur anheften: stechen Sie die Nadel der Patella Ligamentum perkutan lateral. Einfahren Sie der Patella Ligamentum medial und richten Sie die Spitze der Nadel, um die Achse des Femur in der interkondylären Kerbe. Mit rannehmen Bewegungen, sanft gegen Sie die Gelenkfläche der interkondylären Kerbe und führen Sie die Nadel nach unten die Markhöhle.
    4. Verwenden das Messgerät in Schritt 2.4 hergestellt, Ries, bis die freiliegende Nadel die Spurweite Länge gleich ist. Zurückziehen der Nadel bieten genug Platz (~ 3 mm) zum Schneiden Sie der Nadelöhrs auf der Ebene, die durch das Messgerät angezeigt.
      Hinweis: Achten Sie darauf, das proximale (Kunststoffe) Ende der Nadel zu halten während des Schneidens, damit es nicht zu einem gefährlichen Geschoss.
    5. Crimp-0,3 mm des distalen Endes des Stiftes mit einer Pin-Cutter und schneiden Sie dann die Pin auf der Ebene des Messgeräts. Sinken Sie die Pin auf der Gelenkfläche mit einem Stab mit einem Durchmesser 1,5 x größer als der Durchmesser der Nadel.
      Hinweis: Crimpen Drehung der Nadel und Migration verhindert, indem man die Nadel-Knochenkontakt.
    6. Erhalten Sie Röntgenbilder zur Bestätigung die Nadel erstreckt sich die Länge des medullären Kanals der Extremität und nicht ragen aus der proximalen oder distalen Ende (Abbildung 1C).
  6. Tiefe Auswirkung
    1. Messen Sie mit Hilfe der Röntgenbilder in Schritt 2.1 erhalten, den Durchmesser des Kortex auf der Ebene der gewünschten Fraktur (Abb. 1A). Berechnen Sie die mittleren kortikalen Durchmesser (CD) für alle Studie Proben.
    2. Positionieren Sie eine angeheftete Testversion Probe aus Schritt 2.5 in der Fraktur-Gerät mit der Fraktur-Positionierung Jig in Schritt 2.2 hergestellt. Ruhen Sie die Auswirkungen-Ram auf der unverletzten Extremität.
      Hinweis: Lassen Sie nicht den Ram zu fallen; der Knochen sollte während dieser Optimierungsschritt intakt bleiben.
    3. Wenden Sie genug nach unten gerichtete Kraft auf den Ram zu weiches Gewebe zu komprimieren, aber nicht die Knochen brechen. Stellen Sie die Auswirkung Tiefe (ID) auf 0,75 X CD (Abbildung 2).
      Hinweis: Die ideale Wirkung Tiefe beträgt 0,5 X CD beim Bruch eines Knochens ohne irgendwelche Weichteile. Verwendung von 0,75 Konten für die zusätzliche Kompression der Weichgewebe.
  7. Amboss-Breite
    1. Legen Sie die Amboss-Breite (AW) bis 0,4 cm für die Maus Tibia und Femur (Abbildung 2).
      Hinweis: Eine größere Breite empfiehlt sich für größere Exemplare wie Ratten.
  8. RAM-Gewicht
    1. Ein Mindestgewicht von 250 g empfiehlt sich für murinen Proben.
      Hinweis: Zusätzliche Gewicht kann auf den Ram für größere Exemplare (Abbildung 2) eingefädelt werden.
  9. Aufprallgeschwindigkeit
    1. Legen Sie die Fallhöhe (DH) bis 2 cm (Abbildung 2). Positionieren Sie den Ram in seiner Ausgangslage durch den Anschluss an die aktivierten Elektromagneten.
    2. Positionieren Sie eine Testversion Glied in der Fraktur-Vorrichtung. Drücken Sie den Handrücken des Fußes gegen den Bruch-Positionierung Jig in Schritt 2.2 hergestellt. Kurz drücken Sie den Fußschalter um den Ram zu lösen und dann in die Ausgangsposition zurückgesetzt.
    3. Röntgenbild der betroffenen Testversionen Extremität. Analysieren Sie das Glied für Hinweise auf eine Fraktur (Abbildung 1D).
      Hinweis: Dies kann subtil sein, bei niedrigen Geschwindigkeiten mit einer kontrollierten Auswirkung Tiefe.
    4. Wenn kein Bruch entsteht, wiederholen Sie die Schritte 2.9.1 - 2.9.3 und erhöhen Sie der Fallhöhe von 2 cm zu.
    5. Wenn eine Fraktur generiert wird, zeichnen Sie die Fallhöhe, und 1,1 multiplizieren. Dies ist die neue DH.
    6. Mit Hilfe der DH aus Schritt 2.9.5, Bruch der nächsten Studie Extremität.
    7. Wenn kein Bruch entsteht, wiederholen Sie die Schritte 2.9.1 - 2.9.6 und erhöhen Sie der Fallhöhe von 2 cm zu.
    8. Wenn eine Fraktur generierten, wiederholen Sie Schritte 2.9.6 - ist dienen 2.9.7 bis alle Proben testen. Notieren Sie die endgültige DH und alle Parameter (FL, CGI, JD, PL, MD, PS, CGL, CD, ID, AWund RW) von der Optimierung. Notieren Sie die Testversion Exemplare Alter, Geschlecht, Genotyp und Gewicht.

(3) geschlossen-stabilisierten Fraktur-Generation

  1. Set-up
    1. Alle Geräte und Instrumente über Autoklaven, heiße Perle eintauchen oder äquivalenten zu sterilisieren.
    2. Legen Sie ein Heizelement auf dem OP-Tisch und setzen Sie ihn auf die optimale Temperatur. Das Element mit einem chirurgischen Tuch abdecken. Bereiten Sie 3 x 3 in2 op-Tuch mit einem 0,75-Kreis in der Mitte ausgeschnitten.
    3. Bestätigen Sie die Einstellung des Turmes Fraktur vor jeder Prüfung (Abbildung 2). Setzen Sie die ID, AW, RWund DH auf die Werte abgeleitet aus der Optimierung protokollspezifisch, Geschlecht, Alter und Genotyp für die Probe untersucht werden.
    4. Weigh und nimmt das Gewicht des Tieres.
  2. Chirurgie
    1. Hinreichend beruhigen die Maus mit Schnüffelstoffen Anästhetika (Isofluran: 4-5 % für Induktion; 1-2 % für Wartung) oder ein etablierter Laborprotokoll Anästhesie. Die Atemfrequenz sollte 55-100 Atemzüge/min sein. Das Tier sollte nicht auf eine Hirschkuh-Limb Zehe Prise einzugehen.
    2. Verwalten die erste Dosis von postoperativen Analgesie Buprenorphin (0,1 mg/kg subkutan).
    3. Wenden Sie okuläre Schmierung um Hornhaut Austrocknen zu verhindern.
    4. Entfernen Sie das Tier Haare mit einer elektrischen Haarschneidemaschine aus Mitte des Schienbeins auf Mitte des Femur, Freilegung des Kniegelenks. Ortsbild des überschüssige Haare mit nicht-reaktiven Klebeband zu reinigen. Vorbereiten der pinning Site mit einem nassen Wattestäbchen, befeuchtet mit 70 % EtOH. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis alle Haare aus dem Schnitt-Bereich entfernen.
    5. Vorbereiten und Reinigen der pinning Bereich mit alternativen Abstriche von Povidon-Jod und 70 % EtOH. Verwenden Sie zwei alternative Tupfer Sequenzen, um Sterilität zu gewährleisten.
    6. Ein Tuch wird dann um die Operationsstelle platziert, nachdem die Haut entsprechend desinfiziert wurde.
    7. Heften Sie das Glied zu gebrochen werden unter Verwendung des Protokolls im Schritt 2.5 beschrieben. Röntgenbilder zur Bestätigung die Pin erstreckt sich die Länge des medullären Kanals aber nicht ragen aus der proximalen oder distalen Ende zu erwerben.
    8. Schalten Sie den Elektromagneten und verbinden Sie die Auswirkungen Ram um es in die Ausgangsposition zu platzieren.
    9. Positionieren Sie die Probe in der Fraktur-Apparatur indem man es in Bauchlage für Femur-Frakturen oder in Rückenlage für Tibia Frakturen. Die angeheftete Extremität sollte über die Ambosse und in der Fraktur-Positionierung Spannvorrichtung mit der Dorsum des Fußes gedrückt gegen die Außenseite der Jig platziert werden.
    10. Während der Fuß mit einer Hand drücken und sicherstellen, dass nur das Glied in der Wirkung ist Zielgebiet ram, kurz drücken Sie den Fußschalter um den Arbeitsspeicher freizugeben. Ersetzen Sie den Ram in die Ausgangsposition.
    11. Erwerben Sie Röntgenbilder zu und bestätigen Sie der Fraktur Lage und Art.
  3. Die Nachbehandlung
    1. Überwachen Sie das Tier alle 15 min während seiner Genesung von Anästhesie bis das Tier ist bewusst, können pflegen sternalen liegen und ambulante. Bestätigen Sie, dass das Tier über einen Zeitraum von 72-h ambulate kann.
    2. Haus das Tier einzeln, bis es vollständig erholt hat.
    3. Analgesie über einen 48-Stunden-Zeitraum mit Buprenorphin halten (0,1 mg/kg subkutan) verwaltet alle 12 h.
    4. Überwachen und Aufzeichnen des Gesundheitszustands des Tieres täglich 7-10 d oder bis Euthanasie.
  4. Post-Fraktur-Analyse
    1. FL, PL, CD, MD, und die Fraktur-Muster zu messen. Die Messungen in einer master-Daten-Datei aufnehmen.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Guillotine, die früher in unserem Labor wurde im Jahr 2004 entwickelt und stützte sich auf Modelle von Einhorn21veröffentlicht. Das Design hat es nicht erlaubt Anpassungen der Unterschiede in der Morphologie der Knochen ausreichend berücksichtigt und erlaubte nicht, eine reproduzierbare Positionierung der Gliedmaßen. Darüber hinaus benötigt der früheren Apparat zwei Personen zu bedienen. Daher wir entworfen, entwickelt und errichtet einen neuen Bruch-Apparat. D...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Fraktur Optimierung und Generierung Protokoll sieht Forscher mit einer effizienten Methode bei Fraktur Parameter ableiten und ausführen ein minimal-invasives Verfahren, das genaue, wiederholbare, Quere Frakturen produziert. Dieses Protokoll stellt darüber hinaus einen gemeinsamen Satz von Fraktur Generation Parametern, die Methode Konsistenz unter den Wissenschaftlern fördert. Dieser Parameter ermöglicht die Schaffung einer gemeinsamen Datenbank der Fraktur, Fraktur-Standards, basierend auf einer Vielzahl von Param...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Forschung in dieser Publikation berichtet wurde vom National Institute of Arthritis und Muskel-Skelett unterstützt und Hauterkrankungen von den National Institutes of Health unter Award Nummer F30AR071201 und R01AR066028.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Support UnterbaugruppeErgänzende Abbildung 1
Träger, Support - Backenquerschnitt 80/201003 x 9.00mit #7042 bei A, C, im linken Endträger
, Stütze - Horizontaler Querschnitt80/201002 x 14.00
Träger, Stütze - Vertikal 180/201050 x 10.50w/ #7042 bei A im linken Ende und bei A im rechten Ende
Träger, Stütze - Vertikal 280/201010 x 10,50mit #7042 bei D, B am linken Ende und bei A am rechten Ende
Träger, Halterung - Plattenhalterung80/201030 x 8,00 mit #7036 am linken Ende
Träger, Halterung - Magnet80/201010 x 13,50 & nbsp;mit #7042 bei A, C, am rechten Ende
Anker (3)80/203392
Doppelanker (3)80/203091
Bolzenbaugruppe (6)80/2033861/4-20 x 3/8"
Zylinderschraube mit Innensechskant (6)80/2036041/4-20 x 3/4"
Ram BaugruppeErgänzend Abbildung 2
Block, AnschlagBenutzerdefinierteErgänzung Abbildung 3
Block, FührungBenutzerdefinierteErgänzung Abbildung 3
Stange, StößelBenutzerdefinierteErgänzung Abbildung 4
AusrichtungsschraubeBenutzerdefinierteErgänzung Abbildung 5
Platte, MontageBenutzerdefinierteErgänzung Abbildung 6
Lineares Gleitlager (2)McMaster-Carr8649T2
Sechskantmutter (3)McMaster-Carr92673A1253/8-16 UNC
Innensechskantschraube (8)McMaster-Carr92196A1084/40 x 3/8"
Innensechskantschraube (6)McMaster-Carr92196A0324/40 x 1 1/8"
Innensechskantschraube (1)McMaster-Carr92196A267 10/32 3/8"
Magnet SubassemblyErgänzend Abbildung 7
Halterung, MagnetCustomErgänzend Abbildung 8
NetzteilMcMaster-Carr70235K23
FußschalterMcMaster-Carr7376k2
ElektromagnetMcMaster-Carr5698k111
Draht - 10 FußMcMaster-Carr9936k12
Stange, MagnetMcMaster-Carr95412A5661/4" Gewindestange x 7"
Eckhalterung (6)80/204108
Innensechskantschraube (1)McMaster-Carr92196A70510/32 1 1/4"
Sechskantmutter (4)McMaster-Carr92673A1131/4-20 UNC
Komplette MontageErgänzend Abbildung 9
Halterung, Beinbacke (2)CustomSupplementary Figure 10
Plattform, FrakturCustomSupplementary Figure 11
Jig, Positioning-FractureCustomSupplementary Figure 12
Other
Pin CutterMedizinischer Bedarf und Ausrüstung150S
NadelnSigmaZ192430, Z192376 23 g x 1,5" - Oberschenkelknochen der Maus, 27 g x 1,25" - Schienbein der Maus

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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