Method Article

Physikalische Charakterisierung einzelner metallischer Nanopartikel in hoher Auflösung

DOI:

10.3791/58257

⸱

June 28th, 2019

 ,  ,  , 
1Physical Measurement Laboratory, National Institute of Standards and Technology, 2Department of Chemical Engineering, Columbia University, 3Department of Applied Physics and Applied Math, Columbia University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier stellen wir ein Protokoll zur Detektion diskreter Metallsauerstoffcluster, Polyoxometallate (POMs) an der Grenze zu einzelnen Molekülen, mithilfe einer biologischen Nanoporen-basierten elektronischen Plattform vor. Die Methode bietet einen komplementären Ansatz zu traditionellen analytischen Chemiewerkzeugen, die bei der Untersuchung dieser Moleküle verwendet werden.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Einzelne Moleküle können erkannt und charakterisiert werden, indem sie den Grad messen, durch den sie den ionenförmigen Strom reduzieren, der durch eine einzelne Nanometer-Pore fließt. Das Signal ist charakteristisch für die physikalisch-chemischen Eigenschaften des Moleküls und seine Wechselwirkungen mit der Pore. Wir zeigen, dass die durch das bakterielle Protein-Exotoxin Staphylococcus aureus alpha hämolysin (HL) gebildete Nanopore Polyoxometalate (POMs, anionische Metallsauerstoffcluster) an der Grenze zu einzelnen Molekülen nachweisen kann. Darüber hinaus werden mehrfache Abbauprodukte von 12-Phosphotungstic Acid POM (PTA, H3PW12O40) in Lösung gleichzeitig gemessen. Die Einzelmolekülempfindlichkeit der Nanoporenmethode ermöglicht es, POMs in deutlich niedrigeren Konzentrationen als für die Kernspinresonanzspektroskopie (NMR) zu kennzeichnen. Diese Technik könnte als neues Werkzeug für Chemiker dienen, um die molekularen Eigenschaften von Polyoxometalaten oder anderen metallischen Clustern zu untersuchen, um pom synthetische Prozesse besser zu verstehen und möglicherweise ihre Ausbeute zu verbessern. Hypothetisch könnte mit dieser Methode die Position eines bestimmten Atoms oder die Rotation eines Fragments im Molekül und der Metalloxidationszustand untersucht werden. Darüber hinaus hat diese neue Technik den Vorteil, dass die Echtzeitüberwachung von Molekülen in Lösung ermöglicht wird.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Detektion biomolekularer Analyten auf einzelmolekülebene kann durch Nanoporen und Messung von Ionenstrommodulationen durchgeführt werden. Typischerweise werden Nanoporen aufgrund ihrer Herstellung in zwei Kategorien eingeteilt: biologisch (selbstzusammengesetzt aus Protein oder DNA-Origami)1,2,3, oder Festkörper (z.B.hergestellt mit Halbleiterverarbeitungswerkzeuge)4,5. Während Festkörper-Nanoporen als potenziell physikalisch robuster und über eine Vielzahl von Lösungsbedingungen verwendet werden können, bieten Protein-Nanoporen bisher eine höhere Empfindlichkeit, eine höhere Resistenz gegen Fouling, eine größere Bandbreite, eine bessere chemische Selektivität und ein größeres Signal-Rausch-Verhältnis.

Eine Vielzahl von Proteinionenkanälen, wie z. B. der von Staphylococcus aureus (Hämolysin (HL) gebildete, kann verwendet werden, um einzelne Moleküle zu detektieren, einschließlich Ionen (z.B., H+ und D+)2,3, Polynukleotide (DNA und RNA)6,7,8, geschädigte DNA9, Polypeptide10, Proteine (gefaltet und entfaltet)11, Polymere (Polyethylenglykol und andere)12,13 , 14, gold nanoparticles15,16,17,18,19, und andere synthetische Moleküle20.

Kürzlich haben wir gezeigt, dass die 'HL-Nanopore auch metallische Cluster, Polyoxometalate (POMs), auf der Ebene einzelner Moleküle leicht erkennen und charakterisieren kann. POMs sind diskrete nanoskalige anionische Metallsauerstoff-Cluster, die 182621entdeckt wurden, und seitdem wurden viele weitere Typen synthetisiert. Die verschiedenen Größen, Strukturen und elementaren Zusammensetzungen von Polyoxometallen, die jetzt verfügbar sind, führten zu einer Vielzahl von Eigenschaften und Anwendungen, einschließlich Chemie22,23, Katalyse24, Materialwissenschaft25 ,26, und biomedizinische Forschung27,28,29.

Die POM-Synthese ist ein Selbstmontageverfahren, das typischerweise in Wasser durch Mischen der stoichiometrisch erforderlichen Mengen monomerer Metallsalze durchgeführt wird. Einmal gebildet, zeigen POMs eine große Vielfalt an Größen und Formen. Zum Beispiel besteht die Keggin Polyanion Struktur, XM12O40q- aus einem Heteroatom (X) umgeben von vier Sauerstoffn, um ein Tetraeder zu bilden (q ist die Ladung). Das Heteroatom befindet sich zentral in einem Käfig, der durch 12 oktaeder MO 6-Einheiten gebildet wird (wobei M = Übergangsmetalle in ihrem hohen Oxidationszustand), die durch benachbarte gemeinsame Sauerstoffatome miteinander verbunden sind. Während die Struktur von Wolframpolyoxometallaten unter sauren Bedingungen stabil ist, führen Hydroxidionen zur hydrolytischen Spaltung von Metall-Sauerstoff-Bindungen (M-O)30. Dieser komplexe Prozess führt zum Verlust einer oder mehrerer MO6 Oktaeder-Untereinheiten, was zur Bildung von monovacantn und trivacant Arten und schließlich zur vollständigen Zersetzung der POMs führt. Unsere Diskussion wird sich hier auf die partiellen Zersetzungsprodukte von 12-Phosphotungssigsäure bei pH 5,5 und 7,5 beschränken.

Ziel dieses Protokolls ist es, diskrete Metallsauerstoffcluster an der Grenze zu einzelnen Molekülen mithilfe einer biologischen nanoporenbasierten elektronischen Plattform zu erkennen. Diese Methode ermöglicht die Detektion von metallischen Clustern in Lösung. Mehrere Arten in Lösung können mit einer größeren Empfindlichkeit als herkömmliche Analysemethoden diskriminiert werden33. Damit können feine Unterschiede in der POM-Struktur aufgeklärt werden und bei Konzentrationen deutlich niedriger als bei der NMR-Spektroskopie. Wichtig ist, dass dieser Ansatz sogar die Diskriminierung von isomerischen Formen von Na8HPW9O341ermöglicht.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hinweis: Das folgende Protokoll ist spezifisch für das Electronic BioSciences (EBS) Nanopatch DC System. Es kann jedoch leicht an andere elektrophysiologische Apparate angepasst werden, die verwendet werden, um den Strom durch planare Lipid-Doppelschichtmembranen (Standard-Lipid-Doppelschichtmembrankammer, U-Rohr-Geometrie, gezogene Mikrokapillaren usw.)zu messen. Die Identifizierung kommerzieller Materialien und ihrer Quellen dient der Beschreibung der experimentellen Ergebnisse. In keinem Fall impliziert diese Identifizierung eine Empfehlung des National Institute of Standards and Technology, noch impliziert sie, dass die Materialien die besten verfügbaren sind.

1. Lösungs- und Analytenvorbereitung

  1. Bereiten Sie alle Elektrolytlösungen mit 18 M-cm-Wasser aus einem Wasserreinigungssystem Typ-1 vor, um Spuren organische Arten zu entfernen, und filtern Sie dann alle Elektrolytlösungen durch einen 0,22 m-Vakuumfilter unmittelbar vor Ionenkanalaufzeichnungen.
    Hinweis: Die Wasserqualität ist ein entscheidender Faktor für die Stabilität und Langlebigkeit des Membran-Nanoporensystems.
  2. Wild-Typ -HL.
    1. Befolgen Sie die Vorsichtsmaßnahmen von MSDS beim Umgang mit dem Protein "HL-Toxin".
    2. Mischen Sie lyophilisiertes monomeres S. aureus-Hemolysinpulvermit 18 M-cm-Wasser bei 1 mg/ml. 10 bis 30 L Aliquots der Probe in kryosichere Zentrifugenrohre verteilen, schnell in flüssigem Stickstoff einfrieren und dann bei -80 °C lagern. Alternativ können Sie auch gereinigte vorgeformte heptamische HL31verwenden.
  3. Das Lipid 1,2-Diphytanoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholin (DPhyPC) auf 0,2 mg/ml in n-Decan in einer 4 ml Glasszintillationsdurchstechflasche mit einer mit Polytetrafluorethyleneflon beschichteten Kappe auflösen. Bewahren Sie die Lösung bei 4 °C für den wiederholten Gebrauch bis zu einem Monat auf.
  4. Bereiten Sie Phosphotungstiksäure-Lösungen vor.
    1. Befolgen Sie die Vorsichtsmaßnahmen des MSDS beim Umgang mit dem Phosphotungsticacid-Pulver und bereiten Sie eine 2 mM Phosphotungssäure-Stammlösung vor, indem Sie 57,6 mg H3PW12O40 in 10 ml eines 1 M NaCl und 10 mM NaH2PO4 auflösen. Lösung, die die Lagerlösung darstellt.
    2. Nehmen Sie 5 ml dieser Lösung und stellen Sie den pH-Wert auf 5,5 mit 3 M NaOH ein. Stellen Sie den pH-Wert der anderen 5 ml der Lagerlösung auf 7,5 mit 3 M NaOH ein.
      Hinweis: Bei pH 5,5 zersetzt sich 12-Phosphotungsticacid (PTA, H3PW12O40) in erster Linie in das monofreie Anion [PW11O39]7-.

2. Testzellenbaugruppe

  1. Montieren Sie die Testzelle gemäß den Anweisungen des Herstellers.
  2. Ein Ag/AgCl-Draht in Bleichmittel (Natriumhypochlorit) 10 Minuten nach dem Abschleifen mit 600 Körnungspapier einweichen. Positionieren Sie die Elektrode in der Quarz-Nanoporenmembran (QNM).
  3. Legen Sie eine zylindrische AgCl-Pelletelektrode in einen Silberdraht außerhalb des QNM ein.
  4. Sobald die Testzelle eingerichtet ist, schalten Sie das Netzteil- und Datenerfassungsprogramm ein. Stellen Sie sicher, dass der DC-Stromwert 0 pA beträgt, wenn in der Testzelle keine Lösung gefunden wird.
  5. Verwenden Sie eine Spritze, die über eine Fluidleitung mit der Testzelle verbunden ist, um eine gepufferte Elektrolytlösung über der Fläche des QNM hinzuzufügen und sicherzustellen, dass der Ionenstrom den Verstärker sättigt. Ist dies nicht der Fall, ist das QNM möglicherweise verstopft. Wenden Sie eine Pop-Spannung (ca. 1 V) und/oder einen Druck größer als 300 mm Hg an, um sie zu löschen. Wenn das funktioniert, reduzieren Sie die Spannung und den Druck.

3. Lipid Bilayer Formation

  1. Füllen Sie die Lösung in der Testzelle, sodass die Lösungsebene deutlich über dem Gesicht des QNM liegt. Senken Sie dann den Lösungspegel über eine Spritze unter das Gesicht, so dass der Strom auf Null abnimmt.
  2. Tauchen Sie eine 10-L-Pipettespitze in die Lipid-Durchstechflasche. Drücken Sie auf das hintere Ende der Pipettenspitze und tippen Sie auf die Seite der Durchstechflasche, um alle sichtbaren Lipide zu entfernen.
  3. Berühren Sie die Pipettenspitze auf die Luft-Wasser-Schnittstelle der Lösung in der Testzelle, wenn der Lösungsgrad über dem QNM-Gesicht liegt, und warten Sie zwei bis fünf Minuten, bis sich das Lipid gleichmäßig ausbreitet.
  4. Senken Sie den Lösungspegel unterhalb der Fläche des QNM langsam, bis der Strom gesättigt ist, und erhöhen Sie dann langsam den Lösungspegel über das Gesicht des QNM hinaus, um eine Lipid-Bilayer-Membran zu bilden.
    1. Sobald sich ein Doppelschichtwert zu bilden scheint(d. h., wenn der Strom auf Null geht), versuchen Sie es mehrmals, indem Sie den Druck erhöhen und sicherstellen, dass das QNM nicht verstopft ist. Um die Lipid-Doppelschichtmembran zu reformieren, senken Sie den Lösungspegel unterhalb des QNM und heben Sie ihn langsam an.
  5. Wenn sich die Lipid-Bilayer-Membran nicht zum ersten Mal bildet, senken Sie die Lösung unter dem Gesicht und heben Sie sie erneut an. Wenn es sich nach 3 Studien nicht bildet, fügen Sie weitere Lipide hinzu, wie in 3.2 und 3.3 beschrieben.
  6. Legen Sie nach dem Bilden einer Membran den Stromversatz auf Null fest, wenn das angewendete Potential Null ist.

4. HLPorenbildung

  1. Fügen Sie der Testzelle 2,5 ng der gereinigten vorgeformten HL-häptameren Proteinprobe (oder 250 ng monomere HL) hinzu, um die Kanalbildung zu ermöglichen.
  2. Erhöhen Sie den Druck auf die Bilayer mit einer gasdichten Spritze (Abbildung1), nachdem eine Bilayergebildet eingehnt wurde, um die Membran aus dem QNM zu erweitern und das Einsetzen von Nanoporen zu erleichtern. Erhöhen Sie den aufgebrachten Gegendruck in der Regel zwischen 40 und 200 mmHg, je nach QNM.
    Hinweis: Die EBS-Software verfügt über eine automatisierte Einfügefunktion, die eine höhere Verzerrung (in der Regel 200 bis 400 mV) anwendet, um die Porenbildung zu induzieren, und dann automatisch die gewünschte Spannung auf die Messverzerrung reduziert, sobald sich ein einzelner Kanal bildet.
  3. Nach einer Nanopore-Form den Gegendruck auf etwa 1/2 des Einfügedrucks reduzieren. Wenn mehrere Kanäle beobachtet werden, entfernen Sie sie, indem Sie den Druck deutlich reduzieren.

5. Metallische Cluster-Partitionierung in der Nanopore

  1. Um Elektrodenungleichgewichte zu berücksichtigen, stellen Sie die DC-Offsetspannung so ein, dass, wenn das angelegte Potential auf Null eingestellt ist, kein gemessener Strom vorhanden ist.
  2. Führen Sie vor dem Hinzufügen der POM-Probe ein Kontrollexperiment durch, um sicherzustellen, dass sich keine Verunreinigungen(z. B.Nachverfolgen von POMs aus einem vorherigen Experiment) im Reservoir befinden. Insbesondere erwerben Sie eine ionenstromförmige Spur unter einem angewandten Potential von +120 mV bis -120 mV, wenn keine POMs vorhanden sind, um zu überprüfen, ob keine spontanen Stromblockaden vorhanden sind.
    Hinweis: Aufgrund der asymmetrischen Struktur des HL-Kanals (Abbildung 1) unterscheidet sich die Magnitut des Ionenstroms für positive und negativ aufgebrachte Potentiale. Das Verhältnis des gemessenen Stroms über dieser angelegten Spannung ist bezeichnend für die Ausrichtung des HL-Nanoporens in der Membran.
  3. Fügen Sie die POM-Probe hinzu, indem Sie das Reservoir mit einer metallischen Clusterlösung bei 1 bis 5 mM Konzentration spülen. Alternativ können Sie die Probe vor der Zellbaugruppe in die Kapillare laden, um die Partitionierung von POMs in das andere Ende des HL-Kanals zu untersuchen.
  4. Zeichnen Sie den Ionenstrom mit der Software des Herstellers auf, um vorübergehende Stromblockaden zu erkennen, die durch die Partitionierung einzelner POMs in die Nanopore verursacht werden. Schätzen Sie die physikalischen und chemischen Eigenschaften des Moleküls anhand der Ionenstrom-Blockadetiefe, der Ereignishäufigkeit und der Verteilung der Verweilzeit der Blockaden.

6. Ionenkanalaufzeichnungen und Datenanalyse

  1. Erfassen Sie die ionischen Stromreihenmessungen mit einem hochimpedatorzeitlichen, geräuscharmen Verstärker und Datenerfassungssystem. Führen Sie die Messungen bei einer angelegten Spannung von -120 mV (relativ zur Kanal-cis-Seite) für jeden pH-Wert durch.
  2. Tragen Sie einen Tiefpass-100 kHz 8-poligen Bessel-Filter auf das Signal auf, der anschließend bei 500 kHz(d.h. 2 ms/Punkt) digitalisiert wird. Extrahieren Sie Ereignisse aus der Zeitreihe und analysieren Sie Ereignisse mit dem ADEPT-Algorithmus im MOSAIC-Softwarepaket32,33.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In den letzten zwei Jahrzehnten wurden membrangebundene Protein-Nanometer-Poren als vielseitige Einzelmolekülsensoren nachgewiesen. Nanoporenbasierte Messungen sind relativ einfach durchzuführen.  Zwei mit Elektrolytlösung gefüllte Kammern sind durch eine Nanopore getrennt, die in eine elektrisch isolierende Lipidmembran eingebettet ist. Entweder ein Patch-Clamp-Verstärker oder ein externes Netzteil bietet über Ag/AgCl-Elektroden, die in die Elektrolytspeicher eingetaucht sind, e...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aufgrund ihrer anionischen Ladung werden POMs wahrscheinlich durch elektrostatische Wechselwirkungen mit organischen Gegenkationen assoziiert. Daher ist es wichtig, die richtigen Lösungsbedingungen und die richtigen Elektrolytumgebungen (insbesondere Kationen in Lösung) zu identifizieren, um komplexe Bildungen mit POMs zu vermeiden. Besondere Sorgfalt ist bei der Pufferwahl erforderlich. Beispielsweise ist die Erfassungsrate von POMs mit Tris(Hydroxymethyl)Aminomethan und Zitronensäure-gepufferten Lösungen deutlich niedr...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir sind dankbar für die finanzielle Unterstützung durch die European Molecular Biology Organization für ein Postdoktorandenstipendium (an J.E.) und ein Stipendium des NIH NHGRI (an J.J.K.). Wir schätzen die Hilfe der Professoren Jingyue Ju und Sergey Kalachikov (Columbia University) für die Bereitstellung heptamerischer HL und für inspirierende Diskussionen mit Professor Joseph Reiner (Virginia Commonwealth University).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Nanopatch DC SystemElectronic Biosciences, Inc., EBS
Millipore LC-PAKMillipore Vakuumfilter
1,2-Diphytanoyl-sn-Glycero-3-phosphocholin (DPhPC)Avanti Polare Lipide, Alabaster, AL850356P
Decan, ReagentPlus, ≥ 99%,Sigma-AldrichD901
α HLList Biological Laboratories, Campbell, CA
Ag-DrahtAlfa Aesar
2 mm Ag/AgCl-ScheibenelektrodeIn Vivo MetricE202
Hochohmiges VerstärkersystemElectronic Biosciences, San Diego, CA
Quarzkapillaren
kundenspezifische Polycarbonat-Testzelle
Datenverarbeitung und -analyse MOSAIChttps://pages.nist.gov/mosaic/
PhosphotungssäurehydratSigma-Aldrich455970
NatriumchloridSigma-AldrichS3014
Natriumphosphat monobasisches MonohydratSigma-Aldrich71507

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ettedgui, J., Kasianowicz, J. J., Balijepalli, A. Single molecule discrimination of heteropolytungstates and their Isomers in solution with a nanometer-scale pore. Journal of the American Chemical Society. 138 (23), 7228-7231 (2016).
  2. Bezrukov, S., Kasianowicz, J. Current noise reveals protonation kinetics and number of ionizable sites in an open protein ion channel. Physical Review Letters. 70 (15), 2352-2355 (1993).
  3. Kasianowicz, J. J., Bezrukov, S. M. Protonation dynamics of the alpha-toxin ion channel from spectral analysis of pH-dependent current fluctuations. Biophysj. 69 (1), 94-105 (1995).
  4. Please, T. R., Ayub, M. Solid-State Nanopore. Engineered Nanopores for Bioanalytical Applications. , Elsevier Inc. 121-140 (2013).
  5. Dekker, C. Solid-state nanopores. Nature Nanotechnology. 2 (4), 209-215 (2007).
  6. Kasianowicz, J. J., Brandin, E., Branton, D., Deamer, D. W. Characterization of individual polynucleotide molecules using a membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13770-13773 (1996).
  7. Akeson, M., et al. Microsecond time-scale discrimination among polycytidylic acid, polyadenylic acid, and polyuridylic acid as homopolymers or as segments within single RNA molecules. Biophysical Journal. 77 (6), 3227-3233 (1999).
  8. Singer, A., Meller, A. Nanopore-based Sensing of Individual Nucleic Acid Complexes. Israel Journal of Chemistry. 49 (3-4), 323-331 (2010).
  9. Jin, Q., Fleming, A. M., Burrows, C. J., White, H. S. Unzipping kinetics of duplex DNA containing oxidized lesions in an α-hemolysin nanopore. Journal of the American Chemical Society. 134 (26), 11006-11011 (2012).
  10. Halverson, K. M., et al. Anthrax biosensor, protective antigen ion channel asymmetric blockade. Journal of Biological Chemistry. 280 (40), 34056-34062 (2005).
  11. Oukhaled, G., et al. Unfolding of proteins and long transient conformations detected by single nanopore recording. Physical Review Letters. 98 (15), 158101(2007).
  12. Reiner, J. E., Kasianowicz, J. J., Nablo, B. J., Robertson, J. W. F. Theory for polymer analysis using nanopore-based single-molecule mass spectrometry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (27), 12080-12085 (2010).
  13. Robertson, J. W. F., et al. Single-molecule mass spectrometry in solution using a solitary nanopore. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8207-8211 (2007).
  14. Baaken, G., Ankri, N., Schuler, A. -K., Rühe, J., Behrends, J. C. Nanopore-based single-molecule mass spectrometry on a lipid membrane microarray. ACS Nano. 5 (10), 8080-8088 (2011).
  15. Angevine, C. E., Chavis, A. E., Kothalawala, N., Dass, A., Reiner, J. E. Enhanced single molecule mass spectrometry via charged metallic clusters. Analytical Chemistry. 86 (22), 11077-11085 (2014).
  16. Astier, Y., Uzun, O., Stellacci, F. Electrophysiological study of single gold nanoparticle/alpha-Hemolysin complex formation: a nanotool to slow down ssDNA through the alpha-Hemolysin nanopore. Small. 5 (11), 1273-1278 (2009).
  17. Chavis, A. E., Brady, K. T., Kothalawala, N., Reiner, J. E. Voltage and blockade state optimization of cluster-enhanced nanopore spectrometry. Analyst. 140 (22), 7718-7725 (2015).
  18. Campos, E., et al. Sensing single mixed-monolayer protected gold nanoparticles by the α-hemolysin nanopore. Analytical Chemistry. 85 (21), 10149-10158 (2013).
  19. Campos, E., et al. The role of Lys147 in the interaction between MPSA-gold nanoparticles and the α-hemolysin nanopore. Langmuir. 28 (44), 15643-15650 (2012).
  20. Baaken, G., et al. High-Resolution Size-Discrimination of Single Nonionic Synthetic Polymers with a Highly Charged Biological Nanopore. ACS Nano. 9 (6), 6443-6449 (2015).
  21. Berzelius, J. J. Beitrag zur näheren Kenntniss des Molybdäns. Annalen Der Physik. 82 (1), 369-392 (1826).
  22. Long, D. -L., Burkholder, E., Cronin, L. Polyoxometalate clusters, nanostructures and materials: from self assembly to designer materials and devices. Chemical Society Reviews. 36 (1), 105-121 (2007).
  23. Muller, A., et al. Polyoxovanadates: High-nuclearity spin clusters with interesting host-guest systems and different electron populations. Synthesis, spin organization, magnetochemistry, and spectroscopic studies. Inorganic Chemistry. 36 (23), 5239-5250 (1997).
  24. Rausch, B., Symes, M. D., Chisholm, G., Cronin, L. Decoupled catalytic hydrogen evolution from a molecular metal oxide redox mediator in water splitting. Science. 345 (6202), 1326-1330 (2014).
  25. Dolbecq, A., Dumas, E., Mayer, C. R., Mialane, P. Hybrid organic-inorganic polyoxometalate compounds: from structural diversity to applications. Chemical Reviews. 110 (10), 6009-6048 (2010).
  26. Busche, C., et al. Design and fabrication of memory devices based on nanoscale polyoxometalate clusters. Nature. 515 (7528), 545-549 (2014).
  27. Pope, M., Müller, A. Polyoxometalates: From Platonic Solids to Anti-Retroviral Activity. 10, Springer Science & Business Media. Dordrecht. (2012).
  28. Rhule, J. T., Hill, C. L., Judd, D. A., Schinazi, R. F. Polyoxometalates in medicine. Chemical Reviews. 98 (1), 327-358 (1998).
  29. Gao, N., et al. Transition-metal-substituted polyoxometalate derivatives as functional anti-amyloid agents for Alzheimer's disease. Nature Communications. 5, 3422(2014).
  30. Pope, M. T. Heteropoly and Isopoly Oxometalates. 8, Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1983).
  31. Braha, O., et al. Designed protein pores as components for biosensors. Chemistry & Biology. 4 (7), 497-505 (1997).
  32. Forstater, J. H., et al. MOSAIC: A modular single-molecule analysis interface for decoding multistate nanopore data. Analytical Chemistry. 88 (23), 11900-11907 (2016).
  33. Balijepalli, A., et al. Quantifying Short-Lived Events in Multistate Ionic Current Measurements. ACS Nano. 8, 1547-1553 (2014).
  34. Misakian, M. M., Kasianowicz, J. J. J. Electrostatic influence on ion transport through the alphaHL channel. Journal of Membrane Biology. 195 (3), 137-146 (2003).
  35. Piguet, F., et al. Identification of single amino acid differences in uniformly charged homopolymeric peptides with aerolysin nanopore. Nature Communication. 9 (966), (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Nanopore DetectionAlpha HemolysinPolyoxometalate AnalysisSingle Molecule DetectionIonic Current MeasurementLipid Bilayer FormationElectrophysiology ApparatusPhosphotungstic AcidMembrane FormationReal time Monitoring

Related Articles