Eine wirksame Strategie zur Erzeugung von gewebespezifischen binäre Transkription Systeme in Drosophila von Genom-Bearbeitung

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir Ihnen eine Methode zur Erzeugung von gewebespezifischen binäre Transkription Systeme in Drosophila der erste kodierende Exon Gene durch Transkription Treiber ersetzen. CRISPR/Cas9-basierte Methode stellt eine transaktivator Sequenz der endogenen Verordnung eines Gens ersetzt und somit erleichtert Transctivator Ausdruck ausschließlich im Gen-spezifischen räumlich-zeitliche Muster.

Zusammenfassung

Binäre Transkription Systeme sind genetische Werkzeuge zur Visualisierung und Manipulation Zelle Schicksal und Gen-Ausdruck in spezifischen Gruppen von Zellen oder Geweben in Modellorganismen weit verbreitet. Diese Systeme enthalten zwei Komponenten als separate transgene Linien. Eine Treiber-Linie drückt eine transcriptional Aktivator unter der Kontrolle der gewebespezifische Promotoren/Enhancer und ein Reporter/Effektor Linie Häfen ein Zielgen flussabwärts die Bindungsstelle des Aktivators Transkription platziert. Tiere beherbergen beide Komponenten induzieren gewebespezifischen werden von einem Ziel-Genexpression. Präzisen raumzeitlichen Expression des Gens in gezielte Geweben ist entscheidend für unvoreingenommene Auslegung der Zelle/Genaktivität. Daher ist es wichtig, ein Verfahren zur Erzeugung von exklusiven Zelle/Gewebe-spezifische Treiber Linien zu entwickeln. Hier präsentieren wir Ihnen eine Methode, um Gewebe hochspezifische gezielte Expressionssystems erzeugen durch den Einsatz einer "gruppierten regelmäßig Interspaced kurze palindromische Repeat/CRISPR-assoziierte" (CRISPR/Cas)-Genom Bearbeitung Technik basiert. Bei dieser Methode die Endonuklease, die Cas9 durch zwei Chimären ausgerichtet ist guide RNAs (gRNA) auf bestimmte Websites im ersten kodierenden Exon eines Gens im Genom Drosophila Doppel-strangbrüchen (DSB) zu erstellen. Anschließend ermöglicht die Verwendung eine exogene Spender Plasmid mit dem transaktivator-Sequenz, die Zelle-autonome Reparatur-Mechanismus unter der Regie von Homologie Reparatur (HDR) des DSB, was präzise löschen und durch die transaktivator zu ersetzen das exon Sequenz. Klopfte in transaktivator äußert sich ausschließlich in den Zellen wo der Cis-regulatorische Elemente des Gens ersetzt sind funktionsfähig. Das detaillierte Schritt für Schritt Protokoll hier vorgestellten zur Erzeugung von binären transkriptionelle Fahrer ausgedrückt in Drosophila Fgf/astlosen-produzierenden epithelialen/neuronalen Zellen für jedes Gen oder gewebespezifische Ausdruck angenommen werden kann.

Einleitung

Die genetische Toolbox für gezielte Genexpression wurde gut in Drosophila, so dass es eines der besten Modellsysteme, die Funktion von Genen, die in einer Vielzahl zellulärer Prozesse zu untersuchen. Binäre Expressionssysteme wie Hefe Gal4/UAS (upstream Aktivierung Sequenz), wurde zuerst angenommen, für gewebespezifischen Enhancer Trapping und gen Misexpression in Drosophila genetischen Modell¹ (Abbildung 1). Dieses System erleichtert die Entwicklung einer Vielzahl von Techniken wie räumlich-zeitliche Regelung der Überexpression des Gens, Misexpression, ko in ausgewählten Gruppen von Zellen als auch in Zelle Ablation, Zelle markieren, live Verfolgung der zellulären und molekularen Prozesse im Embryo und Gewebe, Linie nachzeichnen und Mosaik Analysen während der Entwicklung. Eine Reihe von binären Transkription System, z. B. bakterielle LexA/LexA_Op -System (Abbildung 1) und Neurospora Q-System, sind genetische Werkzeuge, die jetzt häufig in Drosophila, zusätzlich zu das ursprüngliche Gal4/UAS-System für gezielte Gen Ausdruck^1,2,3.

Hier präsentieren wir Ihnen eine Methode um hochzuverlässige gewebespezifischen binäre Expressionssystems zu erzeugen, durch den Einsatz einer Genom-Bearbeitung Technik. Die jüngsten Fortschritte in der CRISPR/Cas9 Genom Bearbeitung Technologie konnten nie da gewesene Möglichkeiten gerichtete Genom Änderungen in einer Vielzahl von Organismen. Im Vergleich zu den anderen verfügbaren Genom Schnitttechniken, ist das CRISPR/Cas9-System Kostengünstig, effizient und zuverlässig. Diese Technologie nutzt Komponenten des adaptiven Immunsystems bakterielle: ein Cas9 Endonuklease Streptococcus Pyogenes , die eine Doppel-Strang-Pause (DSB) erstellt und eine Chimäre Reiseführer RNA (gRNA), der die Cas9 führt zu einer bestimmten Genom-Website für gezielte DSB⁴. Die Zellen enthalten die Maschinen um die DSB über verschiedene Wege zu reparieren. Nicht-homologe Ende verbinden (NHEJ) führt zu kleinen Einfügungen oder Löschungen Genfunktion, zu stören, während unter der Regie von Homologie Reparatur (HDR) einen definierten gerichtet/wünschenswert genomischen Knock-in/Knock-out führt durch eine exogene HDR-Spender als Vorlage verwenden. Die HDR-basierte Strategie kann effizient genutzt werden, um eine äußerst zuverlässige gewebespezifischen binärer Ausdruck System zu erzeugen, die die Grenzen der traditionellen Enhancer-Trap-Methoden überwinden können. Wir beschreiben eine schrittweise Anleitung zur Nutzung der CRISPR/Cas9-basierte HDR Reparatur bei der Erzeugung einer binären Transkription Treiber-Linie, die unter der Kontrolle der endogenen transkriptionellen und posttranskriptionelle Verordnung von einem Drosophila ausgedrückt wird gen. In diesem Protokoll zeigen wir die Generation einer Fahrer-Linie speziell für astlosen (Bnl) Gen Kodierung eine Familie FGF-Protein, das verzweigte Morphogenese von trachealen Atemwege Epithel⁵regelt. In diesem Beispiel das erste kodierende Exon des Gens Bnl wurde ersetzt durch die Folge einer bakteriellen LexA transaktivator Sequenz unbeschadet einer endogenen Cis-regulatorischen Sequenzen des Bnl -Gens. Wir zeigen, dass die Strategie eine Bnl-LexA Fahrer Linie erzeugt, die raumzeitlich den Ausdruck ein Reportergen platziert hinter der LexAoperator (LexAop oder LexO) ausschließlich in Bnl steuert- mit dem Ausdruck epitheliale/Mesenchymale/neuronalen Zellen.

Protokoll

1. entwerfen und konstruieren gRNA Expressionsvektor

1. Um genau eine lange definierte Region ein Exon ersetzen, verwenden Sie eine doppelte gRNA Ansatz⁶, in denen jeder gRNA zwei Enden des ausgewählten Bereichs von Interesse gezielt kann. Um eine genaue Gen-spezifischen räumlich-zeitliche Ausdruck des Fahrers zu erhalten, wählen Sie zwei gRNA Ziel-Sites innerhalb der ersten kodierenden Exon des Gens.
2. Wählen Sie für Drosophila Melanogasterdie gRNA Ziel-Sites mit dem FlyCRISPR optimalen Ziel-Finder-Tool (http://tools.flycrispr.molbio.wisc.edu/targetFinder/). Andere verfügbare CRISPR-Design-Tools verwendet werden, einschließlich der optimiert CRISPR-Design-Tool (http://crispr.mit.edu), FlyCas9 (https://shigen.nig.ac.jp/fly/nigfly/cas9), und E-CRISP (www.e-crisp.org/E-CRISP).
   Hinweis: Die folgenden Protokolle gRNA Design und Klonen wurde angenommen von Methoden zuvor beschriebenen^6,7.
   1. Kopiere die tatsächliche Reihenfolge in das online-Tool zur Verfügung gestellt. Wählen Sie die zuletzt veröffentlichte Drosophila Melanogaster Genom Anmerkung Version, "r_6," im Dropdown-Menü "Select Genom." Geben Sie in das Feld "Select Führungslänge (nt)," "20." Wählen Sie "Alle CRISPR Ziele" zu finden und klicken Sie auf "Finden CRISPR Ziele".
   2. Bewerten Sie alle Kandidaten gRNA Ziele durch die Festlegung "Maximum" für "Strenge" und "NGG nur" für "PAM". Versuchen Sie die gRNA Websites ohne jede mögliche off-Ziele oder eine Mindestanzahl von off-Ziele möglich auszuwählen. Nutzung der Web-Tool beschrieben in Doench Et Al. 2014 ⁸ um gRNAs mit einer potentiellen "gut" Aktivitätspunkte auszuwählen.
   3. Sicherzustellen Sie gleichzeitig, dass es kein Einzel-Nukleotid Polymorphie in gRNA Ziele im Genom der Ausgangslinie fliegen für Injektion (Z.B. Nein-Cas9 auf Chromosom X, BL # 54591) ausgewählt. Folgen Sie das Protokoll beschrieben in Gratz Et Al. 2015⁷ , die genomische DNA aus der übergeordneten Fliegenschnur zu extrahieren. PCR zu verstärken, etwa 500 – 1.000 nt Regionen mit Grundierungen, die die Abfolge von Interesse und eine HiFi-DNA-Polymerase flankieren; Sequenz-überprüfen Sie die PCR verstärkt Produkte.
3. Für die Erzeugung von einem Tandem gRNA Expressionsvektor, folgen einer Ligatur-unabhängige Klonen Protokoll⁶ um zwei Protospacer Sequenzen in einem pCFD4 RNA Expressionsvektor einzuführen. Beachten Sie, dass eine verbesserte Multi-gRNA Expressionsvektor (pCFD5) jetzt verfügbar ist, wo beide die SgRNAs von stark U6:3 Promotoren⁹ (https://www.crisprflydesign.org) ausgedrückt werden. Verwenden Sie eine DNA-Montage-Methode, um die gRNAs in den pCFD4-Vektor zu klonen.
   1. Gestalten und bestellen Sie die Forward- und reverse Primer für die Einführung von zwei Protospacer-Sequenzen in der RNA Ausdruck Vektor pCFD4 (Tabelle 1A). Wie zuvor beschrieben⁶enthält der forward Primer die erste Protospacer-Sequenz flankiert von Regionen entsprechend der U6-1-Promoter und gRNA Kern in pCFD4; die rückwärts-Primer enthält die umgekehrte Ergänzung Abfolge von der zweiten Protospacer, flankiert von Regionen entsprechend der gRNA Kern und U6-3 Promotor in pCDF4.
   2. Aufschwemmen Sie Primer an 100 μM mit DNase und RNase-freie doppelt destilliertem Wasser (DdH₂O). Machen Sie eine 10 μM arbeiten Konzentration Grundierung. PCFD4 Plasmid als Vorlage verwenden und PCR-Reaktion mit einer High Fidelity Polymerase und empfohlenen Einstellungen für PCR Reaktion⁶eingerichtet.
   3. Um der verstärkten Produkt in pCFD4 zu klonen, verdauen pCFD4 Plasmid mit BbsI Enzym durch die Einrichtung der folgenden Reaktion: 2 – 5 μg pCFD4 Plasmids, 5 μL 10 x Verdauung Puffer, 1 μL der BbsI Enzym und DdH₂O 50 μL Endvolumen bringen. Mischen Sie Reaktion von sanft durch Tippen auf das Rohr und sammeln die verstreuten Tröpfchen von der Wand des Rohres an der Unterseite durch eine kurze Spritztour. Inkubieren Sie die Reaktion Mischung bei 37 ° C für 2 h.
   4. Führen Sie das PCR-Produkt aus Schritt 2 und das verdaute Produkt aus Schritt 3 auf einem 1 % Agarose-Gel. Führen Sie die Elektrophorese für genug Zeit, um die DNA-Bänder vollständig zu trennen. Schnitt die richtige Größe DNA-Bänder unter einer UV-Trans-Illuminator vor der erwarteten Produkte mit Gel Elution Spalte nach Anweisungen des Herstellers zu reinigen (siehe Tabelle der Materialien). Das PCR-Produkt sollte 600 bp und die linearisierte pCFD4 Plasmid sollte ~6.4 kb ⁶sein.
   5. Richten Sie die DNA Montage Reaktion in einem PCR-Röhrchen pro Anweisungen des Herstellers (siehe Tabelle der Materialien).
   6. Zuständigen Bakterien (DH5α oder ähnliche Stämme mit ΔrecA1, ΔendA1) 2 μL des Produktes Montage verwandeln, Platte auf Ampicillin (100 μg/mL) mit LB (LB/Amp) Agarplatten und über Nacht bei 37 ° C inkubieren. Beachten Sie, dass die DNA Montage Mischung möglicherweise giftig für bestimmte Bakterienstämme, aber verdünnen den Versammlung Mix die Toxizität reduziert.
   7. Wählen Sie 3 – 4 Ampicillin-resistente Kolonien von der Platte über Nacht inkubiert, impfen Sie die Kolonie in 3 mL LB mit 100 μg/mL Ampicillin und wachsen Sie beimpfte Bakterien in einem Shaker 37 ° C über Nacht. Übernachtung-kultivierte Bakterien mit dem Plasmid Mini-Prep Kit nach Anweisung des Herstellers Plasmid entziehen (siehe Tabelle der Materialien).
   8. Reihenfolge der Plasmide mit T3 universal Primer zum Bildschirm für die richtige Klone mit dem Tandem gRNA einsetzen. Etablieren Sie einen Glycerin-bestand von Bakterien mit einer Sequenz verifiziert pCFD4-gRNA in 20 % Glycerin und Shop in einem-80 ° C Gefrierschrank für die zukünftige Verwendung verwandelt.

2. entwerfen und konstruieren des HDR-Spenders

1. Entwerfen Sie für genomische Knock-in einer Sequenz Gal4 oder LexA einen doppelsträngige HDR Spender mit dem transaktivator Sequenz flankiert von zwei Armen der Homologie.
   1. Nutzung > 1,5 kb Links und rechts Homologie Arme flankieren das gRNA targeting Webseite(n). Erweiterte Homologie Arme steigern die Effizienz von HDR während der Reparatur-Prozess- ¹⁰.
   2. PCR verstärken die Homologie Arme aus genomischer DNA (gDNA) extrahiert aus der übergeordneten Fliegenschnur ausgewählt für die Injektion (Z.B. Nein-Cas9 (auf Chromosom X), BL # 54591). Ein Korrekturlesen hot Start Taq-DNA-Polymerase Enzym geeignet für PCR-Erweiterung zu verwenden (siehe Tabelle der Materialien). Sequenz zu überprüfen.
2. Um zu vermeiden, retargeting von gRNA, veränderter Locus, design der Ersatz-Spenders in einer Weise, dass gRNA Anerkennung Websites durch die exogene Sequenz eingeführt gestört sind.
   Hinweis: um zu vermeiden, die vermeintliche Cis-regulatorische Elemente zu verändern, wählen Sie immer die gRNA Anerkennung Standorte innerhalb der kodierenden Exon-Region.
3. Zur Erzeugung einer Ersatz-Kassette, planen die DNA Montage Strategie vier Segmente miteinander zu verbinden: die 5' und 3' Homologie Arme, die mittleren exogenen transaktivator DNA-Sequenz und die linearisierte klonen Vektor Rückgrat (z. B. pUC19 oder andere häufig verwendete Klonen Vektoren). Anschluss des Herstellers Leitlinie für DNA-Montage (siehe Tabelle der Materialien), die geeigneten Primer für PCR-Amplifikation und Montage der einzelnen Segmente zu entwerfen. Primer zu 100 μM mit DdH₂O. Make 10 μM arbeiten Konzentration Grundierung aufzuwirbeln. Verwenden Sie High Fidelity Polymerase für die PCR-Reaktionen. Führen Sie das folgende Protokoll:
   1. PCR verstärkt eine Gal4 oder LexA Expressionskassette aus einer verfügbaren Vektor (z. B. Nls-LexA:p65; die ideale Gal4/LexA/QF2 Ausdruck Plasmide können gefunden und gemeinsame Ressourcen wie Addgene entnommen) mit der Grundierungen, die in Tabelle 1 baufgeführt.
      1. Alle ursprünglichen transkriptionellen und posttranskriptionelle Verordnungen ersetzt Exon auf die Expression von transaktivator DNA-Sequenz zu behalten, entwerfen die Kassette in einer Weise, dass das bearbeitete genomische Allel eine Chimäre mRNA ausdrücken würde von der transaktivator und dem Gen. Bewahren Sie die 5' und 3' Ende der gezielten Exon, kein Spleißen Signal zu behalten.
      2. Integrieren Sie ein T2A selbst anhaftenden Peptidsequenz zwischen den Rest 5' Codierung Exon und die transaktivator-Sequenz, die Übersetzung in ein chimäres Protein zu verhindern. Fügen Sie ein Stopcodon Übersetzung nach der exogenen transaktivator Sequenz (Abbildung 5).
   2. PCR verstärken die Homologie Arme aus genomischer DNA (gDNA) extrahiert aus der übergeordneten Fliegenschnur ausgewählt für die Injektion (Z.B. Nein-Cas9 (auf Chromosom X), BL # 54591) unter Verwendung der Zündkapseln in Tabelle 1 baufgeführt. High Fidelity Polymerase für die PCR-Reaktionen mit den Systemen wie folgt zu verwenden: 5 μL von 5 x Reaktion Puffer, 0,5 μl 10 mM dNTPs, 1,25 μl von 10 μM Forward Primer, 1,25 μl von 10 μM Reverse Primer, 0,5 μL der Schablone DNA, 0,25 μl der High-Fidelity-DNA-Polymerase , 16,25 μL der DdH₂O.
   3. Verwenden Sie linearisierte klonen Vektor wie pUC19. Eine Reihe von Spender-Vektoren sind nun verfügbar. Eine umfassende Liste auf der folgenden Webseite http://flycrispr.molbio.wisc.edu zu sehen.
   4. Führen Sie die PCR-Produkte auf einem 1 % Agarose-Gel. Führen Sie die Elektrophorese für genug Zeit, um eine klare Trennung der gewünschten Band aus den unerwünschten unspezifische Banden (falls vorhanden) zu gewährleisten. Gel-die erwarteten DNA-Fragmente zu reinigen. Messen Sie die Konzentration von gereinigte DNA-Fragment mit einem Spektralphotometer.
   5. Richten Sie die DNA Montage Reaktion nach Anweisungen des Herstellers. Mischen Sie die linearisierte klonen Vektor und Ziel-Fragmente aus Schritt 3 und Schritt 4 in die folgende Reaktion: 1 μL der linearen klonen Vektor (50 ng/μl), 2 – 3 fache Übermaß an jedes Ziel Fragment, 10 μL 2 x DNA Montage master-Mix, bringen 20 μl mit DdH das endgültige Reaktionsvolumen < C21 > 2O. Incubate Reaktion Mischung für 1 Stunde bei 50 ° C.
   6. Verwandeln Sie Platte auf LB/Amp Agarplatten mit 100 μg/mL Ampicillin 2 μL des Produktes Montage in zuständigen Bakterien. Auch fügen Sie X-Gal + IPTG auf dem Teller für blau/weiß-Screening hinzu.
   7. Wählen Sie 3 – 4 weiße Kolonien von der Platte über Nacht inkubiert, impfen die Kolonie in 3 mL LB mit 100 μg/mL Ampicillin und wachsen bei 37 ° C über Nacht in einen Shaker geben. Extrakt-Plasmid aus der Übernachtung-kultivierte Bakterien mit dem Plasmid Mini-Prep Kit nach der Hersteller in der Bedienungsanleitung (siehe Tabelle der Materialien).
   8. Bildschirm der positiven Kolonie durch PCR oder Einschränkung Verdauung.
   9. Sequenz Überprüfen der HDR spenderregion des endgültigen Plasmids. Speichern Sie eine bakterielle Lager mit der richtigen Klone in 20 % Glycerin bei-80 ° C für künftige Impfung transformiert.

(3) Embryo Einspritzung, Fliege Genetik und Screening für Genom-Bearbeitung

1. Bereiten Sie die hohe Reinheit gRNA Endotoxin-freies Expressionsvektors sowie die HDR-Spender-Plasmid mit einem Plasmid Maxiprep kit (siehe Tabelle der Materialien).
2. Co injizieren Sie gRNA expressionsplasmid (100 ng/μl) und der Ersatz-Spender (500 ng/μl) in die Keimbahn des Nein-Cas9 Embryonen⁶. Hinweis: Wir verwenden eine kommerzielle Dienstleistung zur Injektion, aber dieses Verfahren kann im Labor sowie durchgeführt werden.
3. Fliegen Sie, Genetik und Screening (Abbildung 2 und Abbildung 3):
   1. Wenn die injizierten Embryonen zu Erwachsenen entwickeln, fliegt₀ Kreuz jedes einzelnen G Balancer fliegen. Wählen Sie geeignete Balancer für das Chromosom, das gezielte Allel enthalten.
   2. Die F1 Nachkommen aus jedem G0 auf einen CO₂ Pad überqueren und nach dem Zufallsprinzip auswählen 10-20 Männer unter einem Stereomikroskop zu betäuben. Überqueren sie einzeln auf die Balancer-Weibchen, wie in Abbildung 3dargestellt.
   3. Wenn die F2 Larven schlüpfen, wählen Sie einzelnen F1-Vater von jedem Kreuz und gDNA mit dem einzigen fliegen genomische DNA Vorbereitung Protokoll zu extrahieren:
      1. GDNA Extraktionspuffer vorbereiten: 10 mM Tris-Cl pH 8,2, 1 mM EDTA, 25 mM NaCl, bei Raumtemperatur lagern. 20 mg/mL Proteinase K-Stammlösung vorbereiten und im Gefrierschrank aufbewahren.
      2. Setzen Sie jede Fliege in einem 1,5 mL Mikro-Zentrifugenröhrchen und beschriften Sie das Rohr. Über Nacht in die Gefriertruhe-80 ° C halten.
      3. Bereiten Sie eine frische Arbeitsvolumen von gDNA Extraktionspuffer enthält 200 µg/mL Endkonzentration von Proteinase K.
         Hinweis: Verwenden Sie einen alte Puffer nicht für diesen Schritt.
      4. Zerquetschen Sie jede Fliege für 10 – 15 s mit einer PIPETTENSPITZE 50 μL der Anquetschen Puffer ohne Verzicht auf die Flüssigkeit enthält. Die verbleibenden Puffer in das Rohr zu verzichten und gut mischen. Inkubation bei 37 ° C für 20-30 min.
      5. Setzen Sie Rohre in 95 ° C Hitze Block für 1 – 2 min. zu inaktivieren die Proteinase K.
      6. Spin-down für 5 min bei 10.000 X g. Speichern Sie die Vorbereitung bei 4 ° C für weitere PCR-Analysen.
4. Verwenden Sie dieselbe Methode zur gDNA eine Nein-Cas9 Fliege, Vorbereitung dient als Negativkontrolle. Führen Sie Dreistufen-PCR-basierte Bildschirme zur Identifizierung der richtigen "endet," HDR (Abbildung 2, Abbildung 5) mit gDNA jedes F1-Männchen als Vorlage⁵. 1 μl DNA prep im folgenden PCR Reaktionssystem verwenden: 10 μL 2 x PCR-Master-Mix mit Farbstoff, 1 μL jeder Grundierung (10 μM), 1 μL der DNA Schablone und 7 μL DdH₂O.
5. Wie in Abbildung 5Agezeigt, führen Sie PCR mit Primer fwd1 und rev1 zum Bildschirm für die Existenz der Einfügung oder Ersatzlieferung; Führen Sie PCR unter Verwendung fwd2 und rev2 Zündkapseln, die Einfügung oder Ersatz von 3' Region überprüfen; Führen Sie PCR mit Primer M13F und rev3, "enden in" HDR (Tabelle 1) zu überprüfen.
6. Halten Sie die Fliegenschnüre mit der bestätigten enden-Out HDR und etablieren Sie ausgewogene Bestände aus der F2-Generation zu. Outcross, die Balancer fliegen wieder, jede unbeabsichtigten Mutationen auf anderen Chromosomen zu entfernen.
7. Bereiten Sie qualitativ hochwertige gDNA aus den etablierten Beständen zur langen PCR Verstärkung (> 800 – 1.000 nt) Amplikons mit hoher Wiedergabetreue Taq Polymerase und voll Reihenfolge überprüfen der Amplifikate aus veränderten genomischen Regionen gewonnen. Alternativ können Sie rohe gDNA Extrakt wie beschrieben früher kürzere verstärken (< 800 nt), überlappende PCR-Produkte um das bearbeitete Genom-Sequenz zu überprüfen. Verwenden Sie das folgende Protokoll, um gute Qualität Drosophila genomische DNA vorzubereiten:
   1. Habe ca. 25 Erwachsenen fliegen in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch, und mindestens 1 Stunde bei-20 ° C oder-80 ° C Gefrierschrank gefrieren lassen.
   2. Fügen Sie 250 μl der Lösung A (pH 9,0 Tris HCl 0,1 M EDTA 0,1 M SDS 1 %).
   3. Die fliegen mit den homogenisierenden Stößel in Mikrozentrifugenröhrchen zu homogenisieren, und das Rohr auf Eis gelegt.
   4. Bei 70 ° C für 30 min inkubieren.
   5. Fügen Sie 35 μL der KOAc (5 M), schütteln und gut mischen, aber tun nicht Wirbel.
   6. Inkubation für 30 min auf Eis.
   7. Mit 12.000 X g für 15 min drehen.
   8. Mit einer Mikropipette 1 mL sorgfältig übertragen nur den klare überstand zu einem neuen Schlauch verlassen wieder jedem Niederschlag oder interphase.
   9. Der Überstand 150 μl Isopropanol hinzufügen. Mischen Sie vorsichtig durch Umkehrung.
   10. Mit 10.000 X g für 5 min drehen.
   11. Nehmen Sie des Überstands vorsichtig und lassen Sie das Pellet in das Rohr.
   12. Waschen Sie die Tablette mit 1 mL 70 % EtOH.
   13. Mit 12.000 X g für 5 min drehen.
   14. Den überstand zu entfernen. Das Pellet für 15 bis 20 min der Luft trocknen lassen. Trocknen Sie die Pellets nicht über.
   15. Das Pellet in 100 μL der DdH₂O. Auflösen
   16. High Fidelity DNA-Polymerase geeignet für lange Amplikons verwenden (> 800 bp), die komplette bearbeitete Region zu verstärken. Idealerweise nehmen Sie zwei Zündkapseln, außerhalb der eingelegten Kassette, die genomische Region zu verstärken. Gel reinigen das PCR-Produkt, und wie oben beschrieben, Sequenz überprüfen das Produkt mit mehreren überlappenden Primern.
8. Überprüfen Sie die korrekte raumzeitlichen Expressionsmuster von seziert Gewebe/Embryonen von veränderten Leinen negativ beeinflussen:
   1. Führen Sie RT-PCR aus der Gesamt-RNS, die Expression von Hybrid-mRNA-Produkt (Tabelle 1) zu überprüfen.
   2. Führen Sie eine in Situ Hybridisierung der mRNA-Produkt des Interesses an der Larven Gewebe/Embryo um den Ausdruck zu überprüfen.
   3. Für die genaue gewebespezifischen raumzeitlichen Expressionsmuster unter die Sequenz verifiziert enden-Out Zeilen cross jede bearbeiteten Linien auf den Bildschirm erhalten, für den binären Ausdruck Fahrer mit dem LexO- GFP oder LexO- RFP (für LexA Treiber) Linie (erhältlich bei den Bloomington-Lager-Zentren) und LexA oder Gal4 getrieben Reporter-gen-Expression in den Embryo, Larven und adulten Geweben unter dem Fluoreszenzmikroskop zu beobachten.

Ergebnisse

Dieses Protokoll wurde erfolgreich eingesetzt, um eine gezielte binärer Ausdruck Reporter System speziell für Bnl Ausdruck Zellen⁵zu generieren. Der Cis-regulatorische Elementen (CREs), die komplexe raumzeitlichen Bnl Ausdruck Steuern sind nicht gekennzeichnet. Daher wurde um raumzeitlichen Ausdruck unter der Kontrolle der endogenen Bnl regulatorische Sequenz zu erreichen, nur die ersten kodierende Exon des Bnl entwickel...

Diskussion

Traditionell wurden Drosophila Enhancer fallen durch zwei unterschiedliche Methoden erzeugt. Eine der Möglichkeiten umfasst zufällige Einfügung eines Treibers (zB., Gal4) Sequenz des Genoms durch Umsetzung (zB., P-Element Umsetzung)¹ . Alternativ können die Fahrer Sequenzen transkriptionelle einer vermeintlichen Enhancer/Promotor-Region in ein Plasmid-Konstrukt, unterstellt werden, die dann in eine ektopische Website des Genoms^3,

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
X-Gal/IPTG	Gentrox (Genesee Scientific)	18-218	Klonierung
LB-Agar	BD Difco	BD  244520	Klonierung
Tris-HCl	Sigma Aldrich	T3253	Molekularbiologie
EDTA	Sigma Aldrich	E1161	Molekularbiologie
NaCl	Sigma Aldrich	S7653	Molekularbiologie
Ultrareines DNase/RNase-freies Wasser	ThermoFisher Scientific	10977-023	Molekularbiologie
10% SDS	Sigma Aldrich	71736	Molekularbiologie
KOAc	Fisher-Scientific	P1190	Molekularbiologie
EtOH	Fisher-Scientific	04-355-451	Molekularbiologie
GeneJET Miniprep	ThermoFisher Scientific	K0503	Miniprep
PureLink HiPure Plasmid Maxipep Kits	ThermoFisher	Scientific K210006	Maxiprep
BbsI	NEB	R0539S	Restriktionsenzym-Primer
	IDT-DNA		PCR
pCFD4	Kornberg Lab		DNA-Template und Vektor für gRNA
KAPA HiFi Hot Start- (Kapa Biosystems)	Kapa Biosystems	KK2601	PCR
Q5-High Fidelity Taq	NEB NEB	#M0491	PCR
Gibson Assembly Master Mix	NEB	NEB #E2611	DNA-Assemblierung
pBPnlsLexA:p65Uw	Addgene		DNA-Template für die LexA-Amplifikation
Proteinase K	ThermoFisher Scientific	25530049	Molecular
Biology 2x PCR PreMix, mit Farbstoff (rot)	Sydlab	MB067-EQ2R	Molecular Biology
Gel-Elutionskit	Zymo Research (Genesee Scientific)	11-300	Molecular Biology
TRI Reagenz	Sigma-Aldrich		Molecular Biology
Direct-Zol RNA Purification Kits	Zymo Research (Genesee Scientific)	11-330	Molecular Biology
OneTaq One-Step RT-PCR Kit	NEB	E5315S	Molecular Biology
lexO-CherryCAAX	Kornberg Lab		Fliegenschnur
UAS-CD8:GFP	Kornberg Labor		Fliegen-Schnur
btl-Gal4	Kornberg Labor		Fliegenschnur
MKRS/TB6B	Kornberg Labor		Fliegenschnur
Konfokales Mikroskop SP5X	Leica		Imaging Expressionsmuster
CO2 Station	Genesee Scientific	59-122WCU	Fliegenschieben
Stereomikroskop	Olympus	SZ-61	Fliegenschieben
Stößel zur Homogenisierung von Mikroröhrchen	Fisher-Scientific	03-421-217	genomische DNA-Isolierung
NanoDrop Spektralphotometer	ThermoFisher Scientific	ND-1000	DNA-Quantifizierung