Methodenartikel

Bestimmung der reproduktive Kompetenz durch Bestätigung pubertären Beginn und Durchführung eines Fruchtbarkeit Assays bei Mäusen und Ratten

DOI:

10.3791/58352

⸱

13. Oktober 2018

1Department of Animal Science, Michigan State University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Viele Behandlungen und genetische Mutationen beeinflussen den Zeitpunkt der Geschlechtsreife und Fruchtbarkeit. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur Evaluierung der pubertären Ausbruch bei Mäusen und Ratten vor der Einrichtung einer Fruchtbarkeit Studie bei geschlechtsreifen Tieren.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Beurteilung der reproduktive Kompetenz ist entscheidend für das Verständnis der Wirkung einer Behandlung oder Genmanipulation auf der reproduktiven Achse, auch genannt die Hypothalamus-Hypophysen-Gonaden Achse. Die reproduktiven Achse ist ein wichtiger Integrator von Umwelt- und internen Eingang Anpassung der Fruchtbarkeit zu günstigen Bedingungen für die Reproduktion. Vor dem Einschiffen auf einer Fruchtbarkeit Studie an Mäusen und Ratten, Geschlechtsreife wird ausgewertet, um die Möglichkeit auszuschließen, die durch die beobachteten reproduktiven Phänotypen entstehen verzögerte oder fehlende pubertären auftreten. Dieses Protokoll beschreibt einen nicht-invasive Ansatz um pubertäre auftreten bei Männern durch die Bestimmung der Präputial Trennung und bei Frauen durch vaginale Öffnung und erste Brunst zu beurteilen. Nach der Bestätigung der Abschluss der Pubertät und das Erreichen der Geschlechtsreife kann eine Fruchtbarkeit Studie initiiert werden. Das Verfahren beschreibt die optimale Brutbedingungen für Mäuse und Ratten, eine Fertilitätsstudie einrichten und welche Parameter zu beurteilen und festzustellen, ob die Behandlung oder gen Löschung auf die Fruchtbarkeit auswirkt.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Übergang durch die Pubertät ist erforderlich, um die sexuelle Reife und reproduktive Kompetenz zu erreichen. Der pubertären Übergang und die Erhaltung der Fruchtbarkeit im Erwachsenenalter unterliegt der reproduktiven Achse, auch genannt die Hypothalamus-Hypophysen-Gonaden Achse (Abbildung 1). Das Timing der pubertären Ausbruch und Wartung der Fruchtbarkeit ist durch interne als auch die ökologischen Faktoren erhöhen die Überlebenschancen der Nachkommen und Eltern1,2streng reguliert. Dieses Protokoll bietet einen nicht-invasive Ansatz ermitteln pubertären Ausbruch bei Mäusen und Ratten, Geschlechtsreife vor der Einrichtung einer Fruchtbarkeit Studie reproduktive Kompetenz beurteilen zu bestätigen.

Eine Fruchtbarkeit Studie ist bei geschlechtsreifen Tieren durchgeführt und kann eingeleitet werden, nachdem die Tiere Pubertät durchlaufen haben. Vor pubertären Ausbruch die reproduktiven Achse ist Ruhestrom und wesentliche Treiber der sexuellen Reifung, Gonadotropin – Releasing Hormon (GnRH), erscheint auf der Hypophyse in unzureichenden Mengen, Pubertät (Abbildung 1) zu initiieren. Pubertären Ausbruch ist ein komplexer Prozess, der zu erhöhten GnRH-Freisetzung in die mittlere Eminenz führt. GnRH fördert Luteinisierendes Hormon (LH) und Follikel-stimulierende (FSH) Hormonsekretion aus der Hypophyse, zwei Hormone, die wichtig für die Gonaden Reifung und reproduktive Funktion (Abbildung 1)3,4,5 .

Beleidigungen der reproduktiven Achse verminderte Fruchtbarkeit zur Folge und können auch vorab oder Verzögerung pubertären Ausbruch. Bekannt, dass das Timing der pubertären Ausbruch und reproduktive Kompetenz beeinflussen Bedingungen gehören die Exposition gegenüber Chemikalien6,7, erhöht/verringert Körper Gewicht1,8, Änderungen in der endokriner 2,Tag Länge9 und Genmutationen10,11,12,13,14,15.

Beginn der Geschlechtsreife ist ein entscheidender Schritt, die vor der Einrichtung einer Fruchtbarkeit Tests abgeschlossen werden muss. Die Vorteile pubertären Ausbruch durch Präputial Trennung, vaginale Öffnung und erste Brunst zu bestimmen sind die nicht-invasive Eigenschaften dieser Verfahren, da sie keine Blutentnahme oder Opfer der Tiere16, erfordern 17.

Nachdem pubertären Ausbruch festgelegt ist, korrekt Einrichten einer Fruchtbarkeit Studie liefern wichtige Informationen über die Integrität der reproduktiven Achse und hat in der Regel den zweiten Vorteil der Erzeugung von Versuchstieren auf ein weiterführendes Studium (Refinement) 18. die Fruchtbarkeit Studie Setup beschrieben in diesem Protokoll kann kleinere und größere Defizite in reproduktive Kompetenz in Männchen und Weibchen erkennen. Wichtige Parameter ausgewertet sind (1) Zeit, der erste Wurf, 2) Anzahl der Würfe, die in einem bestimmten Zeitrahmen und 3) Wurf Größe erzeugt. Schließlich gehören Empfehlungen für die Art der Follow-up-Studien, die durchgeführt werden, um die Ursache der Beeinträchtigung der Fruchtbarkeit zu identifizieren.

Das beschriebene Protokoll bezieht sich auf Mäuse und repräsentativen Daten spiegeln Arbeit in transgenen Mäusen. Jedoch sind alle enthalten Protokolle gleichermaßen gültig bei Ratten.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle hier beschriebene Verfahren wurden genehmigt durch die institutionelle Animal Care und Nutzung Ausschuss der Michigan State University und gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt.

1. bestimmen Sie pubertären Ausbruch

  1. Institutionellen Richtlinien für Bekleidung, auf ein Minimum, ist es notwendig, einen sauberen Laborkittel und saubere Handschuhe zu tragen. Handhaben Sie Mäuse mit sauberen Handschuhen.
  2. Bereiten Sie den Arbeitsbereich indem er eine Pad auf den Tisch.
    1. Legen Sie eine sauberes Maus Käfig-Spitze mit dem Gitter nach oben auf dem Pad.
    2. Einrichten einer Skala im Arbeitsbereich. Stellen Sie eine saubere 500 – 1000 mL-Becherglas auf das Ausmaß und die Tara.
    3. Legen Sie ein Blatt neben den Arbeitsbereich Rekord Körpergewicht und Präputial Trennung, vaginale Öffnung oder erste Brunst.
  3. Identifizieren Sie die Mäuse für die Studie. Führen Sie tägliche Inspektionen für pubertären Ausbruch bis Pubertät erreicht ist. Durchzuführen Sie die Inspektion zur gleichen Zeit des Tages während der gesamten Studie. Pubertären Ausbruch kann früh postnatale Tag 11-12-19, auftreten, beginnt jedoch in die meisten Versuchsaufbauten, pubertären Ausbruch Überwachung ~ 22 Tage.
  4. Platzieren Sie die Maus Käfig im Arbeitsbereich (Schritt 1.2). Öffnen Sie den Käfig und legen Sie Deckel, Trinkflasche und Halter Lebensmittel auf den Tisch.
  5. Bestimmung der Präputial Trennung bei männlichen Mäusen.
    1. Halten Sie die Maus am Schwanz, legen Sie es auf die saubere Maus Käfig-Spitze aus Schritt 1.2.1. Halten Sie sanft auf das Heck, lassen Sie die Maus zu erkunden das Raster der Käfig-Spitze für ~ 5 s.
    2. Ziehen Sie vorsichtig die Rute nach hinten; Dies führt in der Regel das Tier beim Festhalten an das Netz mit seinen Vorderbeinen voran. Ansatz der anderen Hand die Haut in der Nähe der Hals und die Ohren.
    3. Fassen Sie die lose Haut zwischen den Schultern und Nacken mit Daumen und Zeigefinger. Es ist wichtig, einen guten Halt der Haut zu erhalten, wie es die Maus verhindern, drehen den Kopf um zu beißen.
    4. Greifen Sie die Haut auf dem Rücken mit den restlichen Fingern und halten Sie ihn durch Drücken gegen die Hand. Festhalten Sie, ohne zu behindern, Atmung, Blut fließen oder schädliche Knochen, Muskeln oder Haut. Drehen Sie die Hand um den Bauch der Maus, freizulegen und unterstützen den Rücken von der Maus in die Handfläche.
    5. Mit der freien Hand sanft zurückschieben der Haut rund um den Penis ohne zu zwingen. Präputial Trennung gleitet die Präputial Haut rückwärts Freilegung der Eichel (Abb. 2A, Pfeil zeigt Präputial Trennung). Das Vorhandensein oder Fehlen der Präputial Trennung aufzeichnen.
    6. Wiegen Sie die Maus durch sanftes auflegen es in 500-1000 mL-Becherglas aus Schritt 1.2.2 und nehmen Sie das Gewicht.
    7. Wiedereinführung der Maus in das Gehäuse Käfig durch die Becher 0-2 cm über den Boden halten und langsam kippen den Becher, so dass die Maus um auf seine eigenen zu verlassen. Reinigen Sie das Becherglas mit Wasser und einem milden Reinigungsmittel und trocknen Sie es ab, bevor er es auf das Ausmaß und die Waage Tarieren.
  6. Bestimmung der Scheideneingang bei weiblichen Mäusen.
    1. Legen Sie einen Wattebausch, Becher und eine Flasche steriles Wasser im Arbeitsbereich (Schritt 1.2). Gießen Sie das Wasser in den Becher. Befeuchten Sie den Wattebausch mit sterilem Wasser und legen Sie sie neben dem Käfig-Spitze aus Schritt 1.2.1.
    2. Platzieren Sie die Maus Käfig im Arbeitsbereich (Schritt 1.2) und übertragen Sie die Maus aus seinem Hause Käfig zu Käfig-Spitze (Schritt 1.2.1) indem Sie es an der Unterseite der Rute halten. Ziehen Sie vorsichtig wieder die Rute um eine Vorwärtsbewegung der Maus zu fördern.
    3. Heben Sie das Heck während die Hüften mit den freien Fingern zu unterstützen. Lassen Sie die Hinterbeine in Kontakt mit der Spitze des Käfigs stehen. Wenn die Maus zu viel bewegt, halten Sie ihn in der Hand wie in 1.5.1-1.5.4 Schritten beschrieben.
    4. Sanft Reinigen der Vulva mit dem Wasser befeuchteten Wattebausch ab Schritt 1.6.1. Verwenden Sie einen sauberen befeuchteten Wattebausch für jede Maus. Vaginale Öffnung zu bestimmen, untersuchen die Vulva, festzustellen, ob die Vagina völlig offen ist (Abbildung 2A, weibliche vaginale Öffnung).
    5. Nehmen Sie auf, wenn vaginale Öffnung aufgetreten ist. Wiegen Sie die Maus und schicken Sie es an die Heimat Käfig beschriebenen Schritte 1.5.6-1.5.7.
  7. Erste Brunst ein Indikator für die ersten Eisprung.
    1. Stellen Sie einen Becher mit sterilem Wasser, einen beschrifteten Objektträger und 200 µL Pipette mit einer sauberen Spitze im Arbeitsbereich (Schritt 1.2).
    2. Halten Sie das Weibchen wie in Schritt 1.6.2-1.6.3 beschrieben. Setzen Sie die PIPETTENSPITZE mit ~ 50 µL steriles Wasser auf die vaginale Öffnung.
    3. Spülen Sie sanft die Zellen aus der Scheidenwand durch die Einführung und normalisieren ~ 50 µL Wasser 2-4 mal. Schmieren Sie den Inhalt aus der Pipettenspitze auf einen beschrifteten Glas-Objektträger.
    4. Beobachten Sie aufmerksam die zelluläre Morphologie auf dem Hellfeld-Mikroskop mit einem 10 X oder 20 X Objektiv oder lassen Sie den Abstrich Airdry für ~ 1 h und dann gegenfärbung mit 0,1 % Methylenblau-Lösung (aufgelöst in DdH2O) (Abb. 2 b). Um gegenfärbung, Tauchen die getrocknete Folie in die 0,1 % Methylenblau-Lösung für ~ 30 s. Lassen Sie die Folie der Luft für 1 h trocknen.
    5. Beobachten Sie die Folien aus Schritt 1.7.4 auf dem Hellfeld-Mikroskop 10 X oder 20 X. Richten Sie die Phase des Estrous Zyklus (Abb. 2 b)20 durch die Beobachtung der Zellmorphologie, die es erlaubt, um die vier Phasen des Estrous Zyklus (Abb. 2 b) zu unterscheiden.
      Hinweis: Metestrus zeichnet sich durch eine Mischung aus verhornten plattenepithelzellen Epithelzellen und Leukozyten, Diestrus von Leukozyten, Proestrus durch eine Mischung von Leukozyten und kernhaltigen Epithelzellen und Brunst von verhornten Epithelzellen (Abb. 2 b) 20.
    6. Zeichnen Sie das Körpergewicht und zurückkehren Sie die Maus zu seinem Hause Käfig, beschriebenen Schritte 1.5.6-1.5.7. Vaginaler Abstrich werden am Tag beendet, wenn die Maus seine erste Brunst (Abbildung 2 b hat).

(2) wünschenswert Zimmer Deckbedingungen

  1. Sicherzustellen, dass die Zucht-Zimmer verfügt über eine Temperatur von ~ 20-24 ° C, mit 55 ± 10 % Luftfeuchtigkeit und homogenen Raum Licht mit einer Intensität von ~ 300-400 Lux ca. 1 m über dem Boden21. Diese Lichtstärke ermöglicht die wünschenswerte Mid Käfig Lichtintensität von 25-80 Lux. Um die Lichtintensität zu testen, verwenden Sie einen Belichtungsmesser.
  2. Verwenden Sie ein automatisiertes System zur Steuerung der Beleuchtung in den Brutraum zum geeigneten Zeitpunkt der Beleuchtung während des Experiments zu gewährleisten. Die Dauer des Tages Optimalbedingungen Fruchtbarkeit bei Nagetieren Palette von 12 h am Tag (12 h Licht und 12 Stunden Dunkelheit, LD12:12), zu "sommerlich" Bedingungen mit 14 h Licht und 10 h Dunkelheit (LD14:10)21bewerten.
  3. Bereiten Sie Zucht Käfige.
    1. Bereiten Sie einen sauberen Maus Käfig mit Deckel, Wasser, Lebensmittel, Bettwäsche und pro Brutpaar nisten.
    2. Füllen Sie die Käfig-Karten mit allen erforderlichen Informationen, einschließlich Geschlecht, Geburtsdatum, Maus-Stamm und das Datum, wann die Paarung ist eingerichtet.

(3) Fruchtbarkeit Studie

  1. Identifizieren Sie die Tiere für die Fruchtbarkeit Studie verwendet werden. Stellen Sie sicher, dass die Tiere geschlechtsreif (Schritt 1). Eine in der Regel verwendete Altersspanne zum Einrichten einer Fruchtbarkeit Studie an Mäusen ist 10-16 Wochen alt, ein Alter, wo sexuelle Reifung in die experimentellen Bedingungen abgeschlossen hat.
  2. Legen Sie auf einen sauberen Tisch den Zucht-Käfig im Schritt 2.3 vorbereitet.
  3. Fangen Sie und halten Sie die Maus.
    1. Langsam einführen einer behandschuhten Hand in den Käfig Maus. Lassen Sie die Hand in den Käfig für eine kurze Zeit (~ 5-30 s), so dass die Mäuse zur Anpassung an den Geruch der Handschuh und Hand. Vermeiden Sie hektische und ruckartige Bewegungen.
    2. Senken Sie die hohle Hand nah an dem Boden des Käfigs und nähern Sie langsam um die Mäuse zu. Sie Rennen Weg. Wenn sie über die Hand laufen, fangen Sie das Heck des Mausklick zwischen Daumen und Zeigefinger.
    3. Heben Sie die Maus am Schwanz für 2-3 s. Wenn die Maus länger gehalten werden muss, halten Sie die Rute und platzieren Sie den Mauszeiger in die hohle Hand, die Aufrechterhaltung der Halt am Heck.
  4. Transfer 1 männlich und danach 1 weiblichen in den Käfig Zucht halten, durch den Schweif (Schritt 3.3). Sicherstellen Sie, dass die Weibchen in der gleichen estrous Bühne beim Einrichten der Fruchtbarkeit-Assay. Bestimmen Sie die estrous Bühne der Weibchen durch einen vaginalen Abstrich durchführen, wie unter Schritt 1,7.
  5. Schließen Sie den Käfig, und sicherzustellen Sie, dass die Mäuse Futter, Wasser und Verschachtelung Material haben. Den Käfig-Kartenhalter mit Käfig-Karte an den Käfig anbringen.
  6. Legen Sie den Zucht-Käfig auf dem Rack Gehäuse. Lassen Sie die Zucht Käfig so ungestört wie möglich für die gesamte Dauer der Fruchtbarkeit Studie. Führen Sie die Fruchtbarkeit Studie für 30 Tage. Aufzeichnungen Sie für jedes Zuchtpaar ausführliche und notieren Sie (1) das Datum, das die Paarung eingerichtet ist, (2) das Datum, die Würfe geboren werden und (3) die Anzahl der Welpen geboren, einschließlich tot und Leben Welpen. Durchführen Sie Wurf-Prüfungen täglich während der gesamten Studie.
  7. Verlängern die Fruchtbarkeit Studie für eine zusätzliche 30-60 Tage, wenn keine oder eine schwache Auswirkung auf die Fruchtbarkeit ist Schritt 3.6 gegründet.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die vorgestellten Ergebnisse stammen aus zwei verschiedenen transgenen Mausmodellen wo die Transkription Faktor ventrale vordere Homeobox 1 (Vax1) im ganzen Körper auf einem Allel, hier bezeichnet als Heterozygote Mäuse (HET)13oder Vax1 gelöscht wurde bedingt innerhalb von GnRH Neuronen22, hier bezeichnet bedingte KO (cKO) gelöscht wurde. Vor der Einrichtung der Fruchtbarkeit Studie, ist es wichtig, pubertären Ausbruch in d...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das allgemeine Wohlbefinden der Mäuse ist entscheidend für eine erfolgreiche Fruchtbarkeit Assay21. Wenn Sie eine Fruchtbarkeit Test durchführen, ist es wichtig, nicht physisch an den Mäusen täglich überprüfen, da dies zu Stress führen kann. Weitere häufige Käfig Änderungen zu vermeiden sind auch stressig. Im Idealfall werden Käfig Änderungen nicht mehr als 1-2 mal pro Woche erfolgen. Belichtung während der Dunkelphase wirkt sich negativ auf die Zucht in den nächtlichen Nagetieren. Lichter in den ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Autor hat nichts preisgeben.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ich danke die Autoren einen Beitrag an die erste Arbeit, die die Grundlage dieser Veröffentlichung ist. Dank Aitor Aguirre, Genevieve E. Ryan und Erica L. Schoeller für Hilfe bereitet das Manuskript. Vielen Dank Jessica Sora Lee und Austin Kinn für technische Hilfe mit dem Manuskript. H.M.H. wurde von Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health & Human Development der National Institutes of Health unter Preis Anzahl R00HD084759 unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Sterile WattebällchenFisher22456885
OberflächenschutzFisher1420637
BelichtungsmesserVWR21800-014
Methylen blauSigma-AldrichM9140
ObjektträgerGenesee Scientific29-101
Optimouse Gestell mit KäfigenAnimalCare SystemsC89100
Wasserflaschenkorb AnimalCare SystemeC61011
Gefilterte KäfigaufsätzeAnimalCare SystemeC78210
Optimice Standard FeederAnimalCare SystemeC40100SG
KäfigkartenhalterAnimalCare SystemeC43251
KäfigkartenAnimalCare SystemeM52010
Flaschen AssambleyAnimalCare Systeme
Bed R'Nest NestingDie AndersonsBRN4WSR
1/8" Maiskolben Einstreu The Andersons8B
Standard Maus ChowTeklad7904 (7004)
ScaleVWR10205-004
Polypropylen BecherFisher14-955-111F
C79122P

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Schneider, J. E. Energy balance and reproduction. Physiology and Behavior. 81 (2), 289-317 (2004).
  2. Walton, J. C., Weil, Z. M., Nelson, R. J. Influence of photoperiod on hormones, behavior, and immune function. Frontiers Neuroendocrinology. 32 (3), 303-319 (2012).
  3. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, (2016).
  4. Kauffman, A. S. Sexual differentiation and the Kiss1 system: Hormonal and developmental considerations. Peptides. , (2009).
  5. Bronson, F. H., Dagg, C. P., Snell, G. D. Reproduction. , Dover Publications, Inc. New York. (1966).
  6. Chehab, F. F., Mounzih, K., Lu, R., Lim, M. E. Early onset of reproductive function in normal female mice treated with leptin. Science. , (1997).
  7. Yoshimura, S., Yamaguchi, H., Konno, K., Ohsawa, N., Noguchi, S., Chisaka, A. Observation of Preputial Separation is a Useful Tool for Evaluating Endocrine Active Chemicals. J Toxicologic Pathology. 18, 141-157 (2005).
  8. Ahima, R. S., Dushay, J., Flier, S. N., Prabakaran, D., Flier, J. S. Leptin accelerates the onset of puberty in normal female mice. Journal of Clinical Investigation. 99 (3), 391-395 (1997).
  9. Bohlen, T. M., et al. A short-day photoperiod delays the timing of puberty in female mice via changes in the kisspeptin system. Frontiers in Endocrinology. 9 (FEB), 1-9 (2018).
  10. Shahab, M., Mastronardi, C., Seminara, S. B., Crowley, W. F., Ojeda, S. R., Plant, T. M. Increased hypothalamic GPR54 signaling: A potential mechanism for initiation of puberty in primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2005).
  11. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, 5-9 (2016).
  12. Navarro, V. M., et al. Role of Neurokinin B in the Control of Female Puberty and Its Modulation by Metabolic Status. Journal of Neuroscience. 32 (7), 2388-2397 (2012).
  13. Hoffmann, H. M., Tamrazian, A., Xie, H., Pérez-Millán, M. I., Kauffman, A. S., Mellon, P. L. Heterozygous deletion of ventral anterior homeobox (Vax1) causes subfertility in mice. Endocrinology. 155 (10), 4043-4053 (2014).
  14. Kauffman, A. S., et al. The Kisspeptin Receptor GPR54 Is Required for Sexual Differentiation of the Brain and Behavior. Journal of Neuroscience. 27 (33), 8826-8835 (2007).
  15. Teles, M. G., et al. Brief report: A GPR54-activating mutation in a patient with central precocious puberty. New England Journal of Medicine. , (2008).
  16. Korenbrot, C. C., Huhtaniemi, I. T., Weiner, R. I. Preputial separation as an external sign of pubertal development in the male rat. Biology of reproduction. , (1977).
  17. Gaytan, F., et al. Development and validation of a method for precise dating of female puberty in laboratory rodents: The puberty ovarian maturation score (Pub-Score). Scientific Reports. 7 (March), 1-11 (2017).
  18. Caligioni, C. Assessing reproductive status/stages in mice. Current Protocols in Neuroscience. , 1-11 (2010).
  19. Mayer, C., et al. Timing and completion of puberty in female mice depend on estrogen receptor -signaling in kisspeptin neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (52), 22693-22698 (2010).
  20. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. L. Performing Vaginal Lavage, Crystal Violet Staining, and Vaginal Cytological Evaluation for Mouse Estrous Cycle Staging Identification. Journal of Visualized Experiments. (67), 4-9 (2012).
  21. Hedrich, H. The Laboratory Mouse. , Academic Press. (2012).
  22. Hoffmann, H. M., Trang, C., Gong, P., Kimura, I., Pandolfi, E. C., Mellon, P. L. Deletion of Vax1 from Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) Neurons Abolishes GnRH Expression and Leads to Hypogonadism and Infertility. Journal of Neuroscience. 36 (12), 3506-3518 (2016).
  23. Sloboda, D. M., Howie, G. J., Pleasants, A., Gluckman, P. D., Vickers, M. H. Pre- and postnatal nutritional histories influence reproductive maturation and ovarian function in the rat. PLoS ONE. , (2009).
  24. Manual, R. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Management. , (2007).
  25. Kennedy, G. C., Mitra, J. Body weight and food intake as initiating factors for puberty in the rat. The Journal of Physiology. , (1963).
  26. Sisk, C. L., Foster, D. L. The neural basis of puberty and adolescence. Nature Neuroscience. 7 (10), 1040-1047 (2004).
  27. Nelson, J. F., Karelus, K., Felicio, L. S., Johnson, T. E. Genetic influences on the timing of puberty in mice. Biology of reproduction. , (1990).
  28. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology. Biology of reproduction. , (1982).
  29. Falconer, D. S. Weight and age at puberty in female and male mice of strains selected for large and small body size. Genetical Research. , (1984).
  30. Rodriguez, I., Araki, K., Khatib, K., Martinou, J. C., Vassalli, P. Mouse vaginal opening is an apoptosis-dependent process which can be prevented by the overexpression of Bcl2. Developmental Biology. , (1997).
  31. Lomniczi, A., Wright, H., Ojeda, S. R. Epigenetic regulation of female puberty. Frontiers in Neuroendocrinology. 36, 90-107 (2015).
  32. Selmanoff, M. K., Goldman, B. D., Ginsburg, B. E. Developmental changes in serum luteinizing hormone, follicle stimulating hormone and androgen levels in males of two inbred mouse strains. Endocrinology. 100 (1), 122-127 (1977).
  33. Larder, R., Clark, D. D., Miller, N. L. G., Mellon, P. L. Hypothalamic Dysregulation and Infertility in Mice Lacking the Homeodomain Protein Six6. Journal of Neuroscience. 31 (2), 426-438 (2011).
  34. Knight, C. H., Maltz, E., Docherty, A. H. Milk yield and composition in mice: Effects of litter size and lactation number. Comparative Biochemistry and Physiology -- Part A: Physiology. 84 (1), 127-133 (1986).
  35. Chahoud, I., Paumgartten, F. J. R. Influence of litter size on the postnatal growth of rat pups: is there a rationale for litter-size standardization in toxicity studies. Environmental research. 109 (8), 1021-1027 (2009).
  36. Pandolfi, E. C., Hoffmann, H. M., Schoeller, E. L., Gorman, M. R., Mellon, P. L. Haploinsufficiency of SIX3 Abolishes Male Reproductive Behavior Through Disrupted Olfactory Development, and Impairs Female Fertility Through Disrupted GnRH Neuron Migration. Molecular Neurobiology. , (2018).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Pr putiale TrennungVaginale ffnungM usezuchtRattenzuchtGeschlechtsreifeEtablierung des strusTierhandhabung

Verwandte Artikel