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Methodenartikel

Ein Hyperandrogenic Mausmodell, PCO-Syndrom zu studieren

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DOI:

10.3791/58379

⸱

2. Oktober 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Health, Beijing Military General Hospital, 3Southern Medical University, 4Department of Molecular and Cellular Physiology, Johns Hopkins University School of Medicine, 5Department of Gynecology and Obstetrics, Johns Hopkins University School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben die Entwicklung von einem schlanken PCOS-wie Maus-Modell mit Pellet-Dihydrotestosteron, die Pathophysiologie der PCOS und die Nachkommen aus diesen PCOS-wie Dämme zu studieren.

Zusammenfassung

Hyperandrogenemia spielt eine entscheidende Rolle in der reproduktiven und metabolische Funktion bei Frauen und ist das Markenzeichen der PCO-Syndrom. Entwicklung eines schlanken PCOS-wie Maus-Modells, das Frauen mit PCOS imitiert ist klinisch relevant. In diesem Protokoll beschreiben wir ein solches Modell. Durch das Einfügen einer Länge von DHT (Dihydrotestosteron) Crystal Pulver Pellets 4 mm (Gesamtlänge der Pellets beträgt 8 mm), und monatlich zu ersetzen, können wir eine PCOS-wie Maus-Modell mit Serum DHT Level 2 fache höher als Mäuse nicht implantiert mit DHT (keine-DHT) zu produzieren. Wir beobachteten reproduktive und metabolische Dysfunktion ohne Gewicht und Körperzusammensetzung zu ändern. Während ein hohes Maß an Unfruchtbarkeit ausstellen, eine kleine Teilmenge dieser PCOS-wie weibliche Mäuse schwanger kann und ihre Nachkommen verzögerte Pubertät und erhöhte Testosteron als Erwachsene zeigen. Diese PCOS-wie schlanke Maus-Modell ist ein nützliches Tool um die Pathophysiologie von PCOS und die Nachkommen aus diesen PCOS-wie Dämme zu studieren.

Einleitung

Hyperandrogenism ist das Markenzeichen von PCO-Syndrom (PCOS) nach NIH-Kriterien und der überschüssige Androgen und PCOS (AE-PCOS) Gesellschaft. Frauen mit PCOS haben Schwierigkeiten, schwanger und haben ein erhöhtes Risiko von Schwangerschaft Komplikationen1. Selbst wenn sie schwanger werden, haben ihre weiblichen Nachkommen eines negativen gesundheitlichen Ergebnisse2,3. Tiermodelle sind entwickelt worden, mit verschiedenen Strategien4,5,6,7,8,9,10,11 , 12 und viele Funktionen von PCOS (Anovulation und oder wertgemindert Glukose und Insulin Toleranz) mit erhöhtem Körpergewicht und Adipositas verbunden mit erweiterten Adipocyte Größe und Gewicht erhöhte Adipocyte ausstellen. Es gibt zwei Hauptstrategien, Tiermodellen zu produzieren, die verwendet werden, um PCOS zu studieren. Behandlung mit einem hohen Grad von Androgenen direkt (exogene Androgen Injektion/einstecken) oder indirekt (z. B. Sperrung Androgen-Umwandlung zu Östrogen mit Aromatase-Hemmer) ist nach der Geburt13. Ein weiterer ist von fetalen Hyperexposure von Androgenen während Schwangerschaft14,15 , die Nachkommen zu studieren. Zum Beispiel entwickeln weibliche Nachkommen von Rhesus-Affen16,17, Schafe18und Nagetiere ausgesetzt männliche Androgen während der intrauterinen Zeit PCOS-ähnliche Züge später im Leben. Diese Modelle deutlich erweitert unser Verständnis von erhöhten Androgen Effekte und fetale Programmierung und uterine Auswirkungen auf die Umwelt. Diese Modelle haben jedoch ihre eigenen Grenzen: 1) Tiere entwickeln Korpulenz und daher ist es schwierig, die Auswirkungen der Hyperandrogenemia von Adipositas verursachten Fortpflanzungs- und Stoffwechselstörungen; zu trennen (2) vor der Schwangerschaft Frauen mit PCOS weisen bereits hohe Androgen, somit Eizellen Androgen überschüssige vor der Befruchtung ausgesetzt worden; (3) die pharmakologischen Dosen von Testosteron (T) oder Dihydrotestosteron (DHT) verwendet, nach der Geburt oder während der Schwangerschaft können die Androgen-Umgebung von PCOS nicht wider. Testosteron und DHT Niveaus im Eierstock follikelflüssigkeit und/oder Serum gemessen wurden, und Testosteron und DHT-Spiegel sind 1,5 bis 3,9 fache höher bei Frauen mit PCOS5,19,20,21 ,22,23 im Vergleich zu Frauen unberührt. Wir haben einen Erwachsenen Maus Modell23,24,25 , die innerhalb von zwei Wochen über die Einleitung einer chronischen DHT aus Einfügung eines Pellet-mit 4 mm Länge des reproduktiven und metabolische Dysfunktion entwickelt Kristallpulver DHT (Gesamtlänge der Pellets beträgt 8mm). Dieses Modell produziert Serum-DHT-Spiegel, die über 2-fach höher (als 2xDHT bezeichnet) sind als die Kontroll-Mäusen ohne DHT Behandlung. Die 2xDHT Mäuse weisen nicht auf Veränderungen der basalen Serum Östradiol, Testosteron, LH und tun nicht Adipositas zu entwickeln, und zeigen ähnliches Eierstockkrebs Gewicht, Serumspiegel von Cholesterin, freie Fettsäuren, Leptin, TNF und IL-623,24, 25 gegenüber steuert sogar bis zu 3,5 Monate nach DHT Einfügung23,24,25. Bei der Paarung von Weibchen, die bereits Funktionen von PCOS entwickelt haben, können wir darüber hinaus die Auswirkungen einer Hyperandrogenic mütterlichen Umgebung auf die metabolischen und reproduktive Gesundheit der Nachkommen15studieren.

Dieses neue Paradigma (NIH und AE-PCOS Gesellschaft Kriterien relevant) Modelle die Krankheit durch die Produktion relativ ähnliche Niveaus der Androgene, die von Frauen mit PCOS 2 - 3-fold höhere Testosteron oder DHT-Spiegel im Vergleich zu Frauen unberührt. Dieses Modell wird jedoch beibehalten durch ständige exogene DHT und nicht von programmierten endogene Hyperandrogenism, sobald DHT entzogen wird. Das übergeordnete Ziel dieses Artikels ist es, Schwerpunkt 1) wie man das DHT Pellet; (2) wie ein Lean-PCOS wie Mausmodell zu generieren; (3) Strategien zur weibliche Nachkommen aus dieser Dämme zu bewerten. Andere Messungen und Bewertung der Phänotypen in dieser Handschrift nicht behandelt, aber können in5,15,23,24,25,26gefunden werden.

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Protokoll

Hier präsentieren wir Ihnen detaillierte Protokolle für DHT Pellet Vorbereitung und Eingliederung "und" für reproduktive und metabolischen Tests. Die Mäuse, die in dieser Studie verwendeten waren eine gemischte Hintergrund (C57/B6, CD1, 129Sv) und waren gepflegt mit Nahrung und Wasser Ad Libitum in einem 14/10 h-Hell-Dunkel-Zyklus bei 24 ° C in der Broadway-Forschungsgebäude Tierhaus an der Johns Hopkins University School of Medizin. Alle Verfahren wurden von der Johns Hopkins University Animal Care und Use Committee genehmigt.

1. Erstellen Sie PCOS-wie Maus-Modell

  1. DHT-Pellet-Vorbereitung
    1. Autoklaven Silastic Schläuche zu sterilisieren. Geschnitten Sie Silastic Rohre auf eine Länge von 15 mm mit einer Rasierklinge;
    2. Versiegeln Sie einseitig durch die Injektion von medizinischen Klebstoff Silikon in das Rohr mit einer 20 G abgestumpften Nadel an einer 3 mL Spritze befestigt. Kolben muss aus der Spritze und dann Klebstoff eingefügt in das Reservoir zurückgezogen werden. Der Kolben wieder eingefügt und Klebstoff nach unten gedrückt, bis sie anfängt, sich von der Nadel. Die abgestumpften Nadel erfolgt durch die scharfe Spitze Seite der Nadel 20 G mit einer starken Schere schneiden. Die Länge des Siliziums in der Röhre sollte mehr als 2 mm betragen, damit für die Postproduktion Trimmen sein;
    3. Über Nacht trocknen; Suchen Sie nach Luftblasen auf der geschlossenen Seite. Diejenigen mit keine Luftblasen sind für DHT Pellets verwendet. Andere können für keine-DHT Kontrolle Pellets verwendet werden.
    4. Tragen Sie Handschuhe, Maske, Schutzbrille und Kittel vor DHT-Pellet in eine Kapuze DHT auf der Haut zu vermeiden.
    5. Gießen Sie DHT Pulver in einem Kunststoff wiegen Boot und drücken Sie die offene Seite des Klebers in das DHT-Pulver Röhren (produziert in a1. 1) begrenzt.
    6. DHT-Pulver kann mit einer Büroklammer verstopft werden nach unten, die begradigt ist.  Weiter bis DHT eine Höhe von 4 mm (oder gewünschte Länge erreicht). Überprüfen Sie die Länge von DHT mit einem Lineal, und verschließen Sie die offene Seite mit Silikon, trocken über Nacht.
    7. Schneiden Sie jede versiegelte Seite um an die Länge des Siliziums 2 mm lang. Die Gesamtlänge der Pellet wird 8 mm betragen.
    8. Beide Seite des leeren Silastic Schläuche als Kontrolle (keine-DHT) Pellet zu versiegeln.
    9. Pellets werden in einem 50 mL konische Rohr gewickelt mit Folie (zum Lichteinfall zu verhindern) bei Raumtemperatur bis zu seiner Verwendung. Die DHT-Pellets erhalten volle Wirksamkeit für mindestens 3 Monate Lagerung.
  2. DHT einsetzen und Ersatz
    1. Bis zu 20 DHT eingetaucht sind Pellets oder Kontrolle Pellets separat in einem 50 mL konische Röhrchen mit 30 mL sterile 0,9 % Kochsalzlösung für 24 h bei 37 °C für Gleichgewichtherstellung kurz vor einsetzen.
    2. Vor der Operation sind die Oberflächen und Handschuhe sind mit Clidox desinfiziert und die Arbeitsflächen mit saubere Kunststoff gesicherte saugfähiges Papier (op Pad).  Alle Instrumente, die mit Tieren in Kontakt gekommen sind vor dem Eintritt in die Tierstation durch Autoklavieren dekontaminiert.  Instrumente, trockenen und kühlen vor Gebrauch dürfen.
    3. 2 Monate alten weibliche Mäusen verwendet (4 – 5 Mäuse/Käfig). Mäuse sind intraperitoneal mit Xylazin injiziert (3,5 mg/kg bw) und Ketamin (78,8 mg/kg bw) mit einer Insulin-Spritze. Berechnungen für mischen und Dosieren Anästhesie ist in Tabelle 1.
    4. Nach ausreichende Anästhesie, erreicht ist gemessen am Verlust der Zehe Reflex und Atmung verlangsamte, wird die Maus für die Operation vorbereitet.
    5. Die Haut des Gebiets mit Betadine mit steriler Gaze desinfizieren und reinigen mit 70 % Ethanol.  Das Gebiet wird wieder mit Betadine bemalt werden.
    6. Schneiden Sie ein Loch ca. 5 mm unter der Haut in der Nähe des Halses Länge mit Schere. Mit einer 10 G Trochar stellen Sie einen kleinen Tunnel (15 mm) in Richtung rostral. Das Pellet wird dorsal mit der Trochar eingefügt.
    7. Die Eröffnung ist dann mit chirurgischen Klebstoff versiegelt. Manuell ungefähre Ränder die Wunde mit Zange und sanftes Bürsten Striche, eine dünne Schicht flüssigen Klebstoff auf die angenäherten Wundränder anzuwenden. Aufbau 3 dünne Schichten Kleber um sicherzustellen, dass der Klebstoff gleichmäßig über die Wunde. Der Kleber sollte 1 cm auf jeder Seite des adaptiert Wundränder erweitern. Naht oder chirurgische Clips können auch verwendet werden, um das Loch zu schließen. Setzen Sie wieder Mäuse Käfig, einzeln untergebracht, mit einem Wärmekissen für Erholung. Ersetzen Sie Pellet alle 4 Wochen, um ein konstantes Niveau von Androgen Belichtung zu erhalten. Das ursprüngliche Pellet werden entfernt und neue Pellet wird wie beschrieben in A1.15 in der ähnlichen Position eingefügt werden.
    8. Testen Sie estrous Zyklizität nach 3 Tagen von DHT einsetzen. Estrous Zyklus-Phase wird durch vaginale Zytologie beurteilt.  Vaginale Zellen werden mithilfe einer Pipette p10 um sterile Kochsalzlösung (etwa 10 µL) in die vaginale Hohlraum zu Spritzen und dann Rückzug der Kochsalzlösung mit der gleichen sterilen PIPETTENSPITZE für 16 aufeinanderfolgenden Tagen gesammelt.  Vaginale Zellen abgestoßen von vaginalen Wand mischen mit Kochsalzlösung und gesammelt werden.
    9. Kochsalzlösung mit Zellen in eine beschriftete Folie zu verbreiten. Jede Folie kann sechs Proben enthalten. Folien sind beschriftet, damit beachten die Probe an jedem der sechs Standorte platziert wird.
    10. Nach der Saline wurde vollständig auf die Folie legen Dias in einen Behälter mit 100 % Ethanol, Zellen zu beheben ausgetrocknet. Folien sollten mindestens 5 min lang behoben werden, aber können auf unbestimmte Zeit bis zur weiteren Verwendung in Fixiermittel bleiben.
    11. Setzen Sie Folien in befleckenden Lösungen für 1 min für Puffer B und C. Wash Folien mit Leitungswasser und bei Zimmertemperatur trocknen.
    12. Zellmorphologie unter einem 10 X Objektiv Lichtmikroskop zu untersuchen.  Referenzen27,28,29beschreibt Zellmorphologie Proestrus (P), Östrus (E), Metestrus (M) und Diestrus (D) zu unterscheiden.
    13. Anzahl Tage in jedem inszenieren und dividiert durch die Gesamtzahl der Tage Prozent Zeit auf jeder Stufe zu berechnen.
    14. Testen Sie Glukosetoleranz 21 Tage nach dem Einsetzen von DHT durch Fasten die Mäuse über Nacht (16 h) und 2 g/kg Körpergewicht von 20 % Dextrose intraperitoneale Injektion. Zum Beispiel wenn ein Maus-Körper-Gewicht 25 g, wird diese Maus mit 250 µL 20 % Dextrose mit einer 50 cc (0,5 mL) Insulin Spritze injiziert werden. Blutzuckerspiegel bewertet Blutzuckermessgerät und Teststreifen durch Stichproben Blut vom Schweif Ader in 0, 15, 30, 60, 90, 120 min. Dies bezeichnet man im detail an anderer Stelle30.
  3. Blutentnahme
    1. Sammeln Sie Blut an verschiedenen Tagen nach DHT einlegen (wir beschränken Auffangvolumen 100 µL für Steroid und 30ul für LH/FSH-Assay) zwischen 9 und 10:00 von mandibulären Vene Blutungen mit Lanzette. Dies ist in11beschrieben.
    2. Zentrifugieren Sie Blut bei 6.000 X g bei 4 ˚C für 10 min, und sammeln Sie die Serum-Schicht in einer anderen 1,5 mL Röhrchen, die bis zum Test bei-80 °C gelagert werden kann.

2. Bewerten Sie reproduktive Profile der weiblichen Nachkommen von chronisch DHT eingefügt Dämme

  1. Paarung
    1. Die weibliche Maus getestet werden wird 15 Tage nach Pellet Einfügung in den Käfig mit einem bewährten fruchtbaren männlichen (, die Welpen mit einer weiblichen Maus zuvor hat) verschoben.
    2. Dokumentieren des Damms Körpergewicht wöchentlich um festzustellen, ob die Maus schwanger ist. Dam-Gewichtszunahme von mehr als 3 g in einer Woche zeigt Schwangerschaft.
    3. Sammeln Sie Blut von Dämmen die zweite Woche nachdem wir erhöhtes Körpergewicht von Staudämmen größer als 3 g aus der Vorwoche beobachten.
  2. Pubertät durch vaginale Öffnung und erste Brunst bewertet
    1. Überprüfen Sie vaginale Öffnung durch Sichtkontrolle täglich nach Welpen entwöhnt sind bei 21 nach der Geburt Tag (PND), Anogenital Abstand messen und aufzeichnen Lebensjahr vaginale Öffnung.
    2. Sobald Scheide öffnet, sammeln Sie vaginale Zellen täglich, wie beschrieben in 1.2.8–1.2.11, estrous Zyklizität zu überprüfen.
    3. Zellmorphologie als beschrieben 1.2.12 zu beobachten, und die erste Brunst ist definiert als das Datum, dass alle Zellen verhornten Epithelzellen sind.
  3. Körper-Gewicht und Ohr-Punsch
    1. Tauchen Sie die lanzettenspitze in die Tattoo-Paste und markieren Sie jeder Welpe mit Tattoo auf der Zehe zu, wie in Referenz12 s. 7 PND beschrieben, und wiegen Sie Mäuse Alle 7 Tage bis 70 Tage alt.
    2. In Abbildung 1 zwischen 12 bis 16 PND verwenden Ohr Punch Mäuse aufzählen System. Sex zu unterscheiden, Bauchseite des Körpers zu untersuchen, werden Weibchen sichtbare Brustwarzen haben.
    3. Sammeln Sie Blut am 21, 26, 70 PND nach der Geburt wie oben beschrieben in 1.3.1
  4. Hormonelle Assay
    1. DHT-Spiegel im Blutserum sind beide Enzym-linked Immunosorbentprobe Assay (ELISA) gemessen und per Flüssigkeitschromatographie Tandem mass Spectrometry (LC-MS)23,24,31,32. T wird durch LC-MS oder eine Ratte/Maus ELISA, die von der University of Virginia Liganden Assay Kern in der Mitte für Forschung in Reproduktion23,24validiert wurden gemessen.

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Ergebnisse

Serum-DHT-Spiegel und Glukose-Toleranz-test

DHT-Spiegel wurden aus gesammelten Serum durch beide ELISA und LC-MS gemessen nach Protokoll 1,24 – 1,25, und 2,9, 3.0. Die DHT Absolutwerte unterscheiden sich zwischen Massenspektrometrie und ELISA, jedoch die relative Falte, die von DHT Vs keine-DHT einsetzen ist ähnlich von beiden Assays und über Experimente15,23,

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Diskussion

Hyperandrogenism ist ein wesentliches Merkmal des PCOS. Das Serum DHT-Spiegel (zwei Falten höher in DHT Mäuse als bei keine-DHT Mäusen) verwendet in diesem Protokoll sind niedriger als die von anderen Forschern in früheren Studien gemeldet und sind so kalibriert, dass um Frauen mit PCOS5,19proportional zu imitieren, 20,21. Im Gegensatz zu anderen Modellen ändert dieses 2-fold DHT-Modell nicht ...

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Offenlegungen

Nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unterstützt durch die National Institutes of Health (Zuschüsse R00-HD068130, S.W) und dem Baltimore Diabetes Research Center: Piloten und Machbarkeit Stipendium (S.W).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Kristallines 5α-DHT-PulverSigma-AldrichA8380-1G
Dow Corning Silastic SchlauchFisher Scientific11-189-15D0,04 Zoll/1 mm Innendurchmesser x0,085 Zoll/2,15 mm Außendurchmesser
Medizinisches KlebesilikonFaktor II, InC.A-100
Schutzbrille, Laborkittel, Handschuhe und Masken.
10 & Mikro; L Pipettenspitzen ohne FilterUSA Scientific11113700
Objektträger für AbstrichFisher Scientific12-550-003
Diff Quik zum Färben von ZellenFisher ScientificNC9979740
LancetFisher ScientificNC9416572
3 mL SpritzeBecton, Dickinson and Company (BD),30985
aufgesetzte Nadel: 20 GBD305176
Lineal: beliebig lang als 10 cm mit Millimeterskala.
XylazineVet one AnnSeA LA, MWI, BoiseNDC13985-704-10100 mg/mL
KetaminhydrochloridHospira, IncNDC 0409-2051-05100 mg/mL
Chirurgische KlammerAutoClip® System, Fine Science Tool12020-00
InsulinspritzeBD3294611/2 CC, niedrig dosierte U-100 Insulinspritze
TrokarInnovative Research of AmericaMP-182
MikroskopCarl Zeiss Primo Star415500-0010-001Deutschland
OhrlocherFisher Scientific13-812-201
Testosteron Ratte/Maus ELISA KitIBLB79174
DHT ELISA KitAlpha Diagnostic International1940
One Touch Ultra GlucometerLife Scan, Inc.
One-Touch-Ultra-TeststreifenLife Scan, Inc.
Eppendorf TubeFisher Scientific05-402-18
RasierklingeFisher Scientific12-640
ClidoxFisher ScientificNC0089321
chirurgische UnterlageFisher Scientific50587953Hersteller: Andwin Scientific 56616018
Betadine Antiseptic SolutionWalgreens
3M Vetbond (n-Butylcyanacrylat)3M Science. Auf das Leben
angewandt

Referenzen

  1. Palomba, S., de Wilde, M. A., Falbo, A., Koster, M. P., La Sala, G. B., Fauser, B. C. Pregnancy complications in women with polycystic ovary syndrome. Hum. Reprod. Update. 21 (5), 575-592 (2015).
  2. Doherty, D. A., Newnham, J. P., Bower, C., Hart, R. Implications of polycystic ovary syndrome for pregnancy and for the health of offspring. Obstet. Gynecol. 125 (6), 1397-1406 (2015).
  3. de Wilde, M. A., et al. Cardiovascular and Metabolic Health of 74 Children From Women Previously Diagnosed With Polycystic Ovary Syndrome in Comparison With a Population-Based Reference Cohort. Reprod. Sci. , 1933719117749761 (2018).
  4. Caldwell, A. S., et al. Characterization of reproductive, metabolic, and endocrine features of polycystic ovary syndrome in female hyperandrogenic mouse models. Endocrinology. 155 (8), 3146-3159 (2014).
  5. van Houten, E. L., Kramer, P., McLuskey, A., Karels, B., Themmen, A. P., Visser, J. A. Reproductive and metabolic phenotype of a mouse model of PCOS. Endocrinology. 153 (6), 2861-2869 (2012).
  6. Cardoso, R. C., Puttabyatappa, M., Padmanabhan, V. Steroidogenic versus Metabolic Programming of Reproductive Neuroendocrine, Ovarian and Metabolic Dysfunctions. Neuroendocrinology. 102 (3), 226-237 (2015).
  7. Dumesic, D. A., Abbott, D. H., Padmanabhan, V. Polycystic ovary syndrome and its developmental origins. Rev. Endocr. Metab Disord. 8 (2), 127-141 (2007).
  8. Kauffman, A. S., et al. A Novel Letrozole Model Recapitulates Both the Reproductive and Metabolic Phenotypes of Polycystic Ovary Syndrome in Female Mice. Biol Reprod. 93 (3), 69(2015).
  9. Kelley, S. T., Skarra, D. V., Rivera, A. J., Thackray, V. G. The Gut Microbiome Is Altered in a Letrozole-Induced Mouse Model of Polycystic Ovary Syndrome. PLoS One. 11 (1), e0146509(2016).
  10. Kafali, H., Iriadam, M., Ozardali, I., Demir, N. Letrozole-induced polycystic ovaries in the rat: a new model for cystic ovarian disease. Arch. Med. Res. 35 (2), 103-108 (2004).
  11. Maliqueo, M., Benrick, A., Stener-Victorin, E. Rodent models of polycystic ovary syndrome: phenotypic presentation, pathophysiology, and the effects of different interventions. Semin. Reprod. Med. 32 (3), 183-193 (2014).
  12. Yanes, L. L., et al. Cardiovascular-renal and metabolic characterization of a rat model of polycystic ovary syndrome. Gend. Med. 8 (2), 103-115 (2011).
  13. Kauffman, A. S., et al. A Novel Letrozole Model Recapitulates Both the Reproductive and Metabolic Phenotypes of Polycystic Ovary Syndrome in Female Mice. Biol. Reprod. 93 (3), 69(2015).
  14. Filippou, P., Homburg, R. Is foetal hyperexposure to androgens a cause of PCOS? Hum. Reprod. Update. 23 (4), 421-432 (2017).
  15. Wang, Z., Shen, M., Xue, P., DiVall, S. A., Segars, J., Wu, S. Female Offspring From Chronic Hyperandrogenemic Dams Exhibit Delayed Puberty and Impaired Ovarian Reserve. Endocrinology. 159 (2), 1242-1252 (2018).
  16. Abbott, D. H., Barnett, D. K., Bruns, C. M., Dumesic, D. A. Androgen excess fetal programming of female reproduction: a developmental aetiology for polycystic ovary syndrome? Hum. Reprod. Update. 11 (4), 357-374 (2005).
  17. Abbott, D. H., Dumesic, D. A., Franks, S. Developmental origin of polycystic ovary syndrome - a hypothesis. J. Endocrinol. 174 (1), 1-5 (2002).
  18. Padmanabhan, V., Veiga-Lopez, A. Sheep models of polycystic ovary syndrome phenotype. Mol. Cell. Endocrinology. 373 (1-2), 8-20 (2013).
  19. Pierre, A., et al. Dysregulation of the Anti-Mullerian Hormone System by Steroids in Women With Polycystic Ovary Syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 102 (11), (2017).
  20. Dumesic, D. A., et al. Hyperandrogenism Accompanies Increased Intra-Abdominal Fat Storage in Normal Weight Polycystic Ovary Syndrome Women. J. Clin. Endocrinol. Metab. 101 (11), 4178-4188 (2016).
  21. Fassnacht, M., Schlenz, N., Schneider, S. B., Wudy, S. A., Allolio, B., Arlt, W. Beyond adrenal and ovarian androgen generation: Increased peripheral 5 alpha-reductase activity in women with polycystic ovary syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 88 (6), 2760-2766 (2003).
  22. Dikensoy, E., Balat, O., Pence, S., Akcali, C., Cicek, H. The risk of hepatotoxicity during long-term and low-dose flutamide treatment in hirsutism. Arch. Gynecol. Obstet. 279 (3), 321-327 (2009).
  23. Ma, Y., et al. Androgen Receptor in the Ovary Theca Cells Plays a Critical Role in Androgen-Induced Reproductive Dysfunction. Endocrinology. , en20161608(2016).
  24. Andrisse, S., et al. Low Dose Dihydrotestosterone Drives Metabolic Dysfunction via Cytosolic and Nuclear Hepatic Androgen Receptor Mechanisms. Endocrinology. , en20161553(2016).
  25. Andrisse, S., Billings, K., Xue, P., Wu, S. Insulin signaling displayed a differential tissue-specific response to low-dose dihydrotestosterone in female mice. Am. J. Physiol.Endocrinol. Metab. 314 (4), E353-E365 (2018).
  26. van Houten, E. L., Visser, J. A. Mouse models to study polycystic ovary syndrome: a possible link between metabolism and ovarian function? Reprod. Biol. 14 (1), 32-43 (2014).
  27. Caligioni, C. S. Assessing reproductive status/stages in mice. Curr. Protoc. Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4I (2009).
  28. Wu, S., et al. Conditional knockout of the androgen receptor in gonadotropes reveals crucial roles for androgen in gonadotropin synthesis and surge in female mice. Mol. Endocrinol. 28 (10), 1670-1681 (2014).
  29. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology. Biol. Reprod. 27 (2), 327-339 (1982).
  30. Dinger, K., et al. Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes. Journal of Visualized Experiments. (133), (2018).
  31. Nilsson, M. E., et al. Measurement of a Comprehensive Sex Steroid Profile in Rodent Serum by High-Sensitive Gas Chromatography-Tandem Mass Spectrometry. Endocrinology. 156 (7), (2015).
  32. McNamara, K. M., Harwood, D. T., Simanainen, U., Walters, K. A., Jimenez, M., Handelsman, D. J. Measurement of sex steroids in murine blood and reproductive tissues by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 121 (3-5), 611-618 (2010).
  33. Klein, S. L., Bird, B. H., Glass, G. E. Sex differences in Seoul virus infection are not related to adult sex steroid concentrations in Norway rats. J. Virol. 74 (17), 8213-8217 (2000).
  34. Siracusa, M. C., Overstreet, M. G., Housseau, F., Scott, A. L., Klein, S. L. 17beta-estradiol alters the activity of conventional and IFN-producing killer dendritic cells. J. Immunol. 180 (3), 1423-1431 (2008).

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