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Methodenartikel

Ermittlung der regulatorischen T Zelle Teilmengen in murinen Thymus, Pankreas, Entwässerung, Lymphknoten und Milz mit Durchflusszytometrie

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DOI:

10.3791/58848

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27. Februar 2019

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1Department of Medical Cell Biology, Uppsala University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um einzelne Zellen von murinen Thymus, Pankreas Entwässerung Lymphknoten und Milz, weiter zu studieren diese Zellen mittels Durchflusszytometrie vorzubereiten. Darüber hinaus wurde dieses Protokoll verwendet zur Bestimmung der Teilmengen von regulatorischen T-Zellen mit Durchflusszytometrie.

Zusammenfassung

Unser Immunsystem besteht aus einer Zahl und Vielfalt der immunen Zellen einschließlich der regulatorische T-Zellen (Treg)-Zellen. Treg-Zellen können in zwei Untergruppen, Zebrafischembryonen abgeleiteten Treg (tTreg) und peripher induzierte Treg (pTreg) Zellen unterteilt werden. Sie befinden sich in verschiedenen Organen unseres Körpers und durch spezifische Marker, wie Helios und Neuropilin 1 unterschieden werden können. Es wurde berichtet, dass tTreg Zellen funktionell mehr suppressive als pTreg Zellen sind. Daher ist es wichtig, den Anteil der tTreg und pTreg Zellen zu bestimmen, bei der Untersuchung von heterogenen Zellpopulationen. Hier sammelten wir Zebrafischembryonen Drüsen, Pankreas Lymphknoten und Milz von Normoglycemic nicht adipösen diabetischen Mäusen tTreg Zellen aus pTreg Zellen mittels Durchflusszytometrie zu unterscheiden. Wir vorbereitet manuell einzelne Zellsuspensionen von diesen Organen. Fluorochrom konjugiert Oberfläche CD4, CD8, CD25 und Neuropilin-1 Antikörper wurden verwendet, um die Zellen zu beflecken. Sie waren über Nacht im Kühlschrank aufbewahren. Am nächsten Tag waren die Zellen mit intrazellulären Foxp3 und Helios Antikörper konjugiert Fluorochrom befleckt. Diese Markierungen wurden verwendet, um die zwei Teilmengen von Treg-Zellen zu kennzeichnen. Dieses Protokoll zeigt eine einfache aber praktische Möglichkeit, einzelne Zellen von murinen Thymus, Pankreas, Entwässerung, Lymphknoten und Milz vorbereiten und verwenden Sie sie für spätere durchflusszytometrischen Analyse.

Einleitung

Regulatorische (Treg) T-Zellen sind entscheidend für die Homöostase des Immunsystems. Treg-Zellen werden durch die Expression von Oberflächenantigenen CD4 und CD25 und die Transkription Faktor Forkhead Box P3 (Foxp3)1,2,3definiert. Sakaguchi Et Al. zeigten erstmals, dass CD25 auf T-Suppressor-Zellen in Mäusen4konstitutiv exprimiert wird, die eine bahnbrechende Beobachtung für die Identifizierung des menschlichen Treg-Zellen zur Verfügung gestellt. Treg-Zellen spielen eine zentrale Rolle im Immuntoleranz durch gleichzeitiges eine unterdrückende Fähigkeit über eine Vielzahl von Mechanismen, einschließlich Zytolyse durch die Sekretion von Granzymen induzieren Apoptose, Zytokin-Verbrauch und Hemmung durch den Ausdruck von zytotoxischen T-Lymphozyten Antigen 45. Darüber hinaus können sie hemmende Zytokine wie z. B. die Umwandlung von Wachstumsfaktor-Beta (TGF-β), Interleukin-10 (IL-10) und IL-355absondern. Treg Zellen natürlich abgeleitet werden aus dem Thymus, in diesem Fall sind sie Zebrafischembryonen abgeleitete Treg (tTreg) Zellen bezeichnet, oder in diesem Fall nennt man peripher induzierte Treg (pTreg) Zellen in den peripheren Organen induziert werden.

Helios, ein Mitglied der Adelsfamilie Ikaros Transkription Faktor wurde berichtet, dass ein Marker für die Unterscheidung zwischen tTreg Zellen und pTreg Zellen6. Zwei andere Gruppen berichtete später, dass Neuropilin 1 (Nrp1), ein semaphorin-III-Rezeptor als Oberfläche Marker für tTreg Zellen unter bestimmten Bedingungen7,8dienen könnte. Dennoch haben Singh Et Al. gezeigt, dass Helios eine bessere Markierung in diesem Zusammenhang in naive Mäuse9.

Die Teilmengen von Treg-Zellen spielen eine Schlüsselrolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase des Immunsystems und den Schutz gegen Autoimmunität und Infektionen. Daher ist es wichtig, die Zahlen und Proportionen dieser Populationen in lymphatischen und nicht-lymphatischen Gewebe zu bestimmen. Um dies zu erreichen, muss man sich einzelne Zellsuspensionen von diesen Organen vorzubereiten. Eine Reihe von Protokollen wurden beschrieben oder in früheren Studien verwendet. Vor allem, wurden automatische Dissociators in zuvor veröffentlichten Berichte10,11verwendet. Mit automatischen Dissociators ist bequem und zeitsparend, aber es ist ein teures Verfahren. Daher haben wir eine manuelle Methode verwendet, um einzelne Zellsuspensionen von murinen Zebrafischembryonen Drüsen, Pankreas Lymphknoten (PDLNs) und Milz von Normoglycemic nicht adipösen Diabetiker (NOD) Mäuse und isolierte Einzelzellen aus diesen Organen vorzubereiten. Mit dieser Methode in unserer früheren Studien und wir fanden, dass die manuelle Methode für die Zubereitung von einzelnen Zellsuspension so effizient wie automatische Dissociator Methode9,12,13,14. Darüber hinaus wir Durchflusszytometrie verwendet, um die Proportionen der CD4 bestimmen+CD8–CD25+Foxp3+ Treg Zellen und die Teilmengen von Treg-Zellen tTreg und pTreg Zellen. Die tTreg und pTreg Zellen wurden ausgezeichnet mit Helios und Nrp1 als Marker für tTreg Zelle. So zeigen unsere Ergebnisse, dass die manuelle Methode für die Vorbereitung der einzelnen Zellen effizient funktioniert und vorbereitete Einzelzelle Suspensionen können weiter verwendet werden, für Studien mit Durchflusszytometrie.

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Protokoll

Die lokalen Tier Ethikkommission an der Universität Uppsala genehmigt die Tierversuche.

1. Ernte Organe von Tieren

  1. Die Mäuse durch zervikale Dislokation zu opfern.
  2. Zebrafischembryonen Drüsen zu platzieren und Milz in 20 mL funkeln Fläschchen oder 15 mL konische Röhrchen gefüllt mit 5 mL Hanks´ ausgewogenen Salzlösung (HBSS). Ort PDLNs in 1,5 mL Mikro Tuben gefüllt mit 1 mL RPMI 1640. Verwenden Sie die gesamte Thymus und Milz und der PDLNs.
    Hinweis: Organe auf dem Eis während des Verfahrens aufbewahrt werden und die Ermittler sollten versuchen, schnell zu sein, während der Vorbereitung einzelner Zellsuspensionen, vor allem, wenn Zebrafischembryonen Gewebe zu behandeln, da Zebrafischembryonen Immunzellen bei hohen Temperaturen schnell abgebaut werden können.

(2) einzelne Zelle isoliert von Thymus und Milz

  1. Drücken Sie gründlich die Thymusdrüse und Milz mit einer Pinzette die Immunzellen zu veröffentlichen. Die restlichen Zebrafischembryonen und Milz Kapsel zu verwerfen.
  2. Übertragen Sie die Zellsuspension auf eine 15 mL konische Rohr und Zentrifuge bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C, eine Kugel zu bilden. Verwerfen Sie den überstand.
  3. Um die Erythrozyten zu lysieren, die Zellsuspension in 5 mL 0,2 M NH4Cl Aufschwemmen und Inkubation bei Raumtemperatur für 10 min. invertieren die Rohre auf den Kopf sanft alle 2 min. hinzufügen 5 mL von HBSS am Ende der Inkubationszeit, die Zerstörung zu stoppen.
  4. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  5. Die Zelle Pellet in etwa 5 mL HBSS aufzuwirbeln. Füllen Sie die Rohre mit HBSS.
  6. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  7. Die Zelle Pellet in etwa 5 mL HBSS aufzuwirbeln. Füllen Sie die Rohre mit HBSS.
  8. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  9. Die Zelle Pellet in HBSS für Thymus 5 mL und 10 mL für Milz aufzuwirbeln.
  10. Transfer 1 mL der Suspension Zebrafischembryonen Zelle und die Milz Zellsuspension auf 5 mL 500 µL Rundrohr unten mit Zelle Sieb Kappen. Wenden Sie die Zellsuspension auf die Zelle Sieb Kappen.
    Hinweis: Die Kappe ist ein 35 µm-Nylon-Mesh integriert. Etwa 5 Millionen Zellen wurden in jedem Röhrchen gesammelt.

3. einzelne Zelle isoliert von PDLN

  1. Legen Sie eine sterile 250 µm Metallgitter über eine 15 mL konische Rohr in einem Rack. Spülen Sie das Netz mit 1 mL RPMI.
  2. Übertragen Sie die Lymphknoten auf das Metallgitter und Schleifen sie durch das Gitter mit der Pinzette. Tragen Sie 1 mL RPMI auf das Metallgitter, die Zellen in das Rohr zu spülen. 3 weitere Male wiederholen und das Netz zu entfernen.
  3. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  4. Die Zelle-Pellets in etwa 5 mL RPMI aufzuwirbeln. Füllen Sie die Rohre mit RPMI.
  5. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  6. Die Zelle-Pellets in etwa 5 mL RPMI aufzuwirbeln. Füllen Sie die Rohre mit RPMI.
  7. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  8. Die Zelle Pellet in 2 mL RPMI aufzuwirbeln. Übertragung der Zellsuspension 2 mL bis 5 mL unten Rundrohr mit Zelle Sieb Kappen. Wenden Sie die Zellsuspension auf die Zelle Sieb Kappen.

4. die Durchflusszytometrie

  1. Zentrifugieren der Zellsuspensionen von PDLN, Thymus und Milz bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  2. Färben Sie die Zellen mit den folgenden Oberfläche Antikörper in 100 µL der Durchflusszytometrie Fleckenbildung Puffer (FACS-Puffer): 0,75 µg/100 µL CD4 FITC-konjugierten Antikörpern, 0,60 µg/100 µL APC-H7 konjugiert CD8 Antikörper, 0,30 µg/100 µL PE konjugiert CD25 Antikörper, 5 µL (01:20) APC-konjugiert Nrp1 Antikörper. Inkubieren Sie die Rohre für 40 min auf Eis.
  3. Jedes Rohr 200 µL Puffer FACS hinzufügen. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand. Wiederholen Sie noch einmal.
  4. Fix und permeabilize der Zellen durch resuspending der Zelle Pellet in 500 µL der Permeabilisierung Fixierung Puffer (PFB).
    Hinweis: PFB ist bereit, durch das Mischen von 1 Teil der Fixierung/Permeabilisierung mit 3 Teile Verdünnungsmittel Fixierung/Permeabilisierung konzentrieren.
  5. Halten Sie die Röhrchen im Kühlschrank bei 4 ° C über Nacht.
    Hinweis: Eine 1 h Inkubation funktioniert auch.
  6. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  7. Aufschwemmen der Zelle Pellet in 500 µL der Permeabilisierung waschen Puffer (PWB). Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
    Hinweis: PWB wird vorbereitet durch Verdünnung Permeabilisierung Puffer (10 X) um 01:10 in destilliertem Wasser.
  8. Färben Sie die Zellen mit den folgenden intrazellulären Antikörper in 100 µL PWB: 0,30 µg/100 µL Foxp3 PE-Cy7-konjugierten Antikörpern, 4 µL (01:25) Helios PacificBlue konjugierten Antikörper. Inkubieren Sie die Rohre auf Eis für 1 h.
  9. Jedes Rohr 500 µL PWB hinzufügen. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  10. Die Zelle Pellet in 500 µL PWB aufzuwirbeln. Zentrifugieren Sie die Rohre bei 433 X g für 5 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie den überstand.
  11. Die Zelle Pellet in 300 µL Puffer FACS aufzuwirbeln.
  12. Analysieren Sie die Zellen auf einem Durchflusszytometer.
  13. Die einzelnen Zellen basierend auf Side Scatter-Area, Höhe und Breite, und Forward Scatter-Fläche, Höhe und breite Tor. Führen Sie 1 Million Ereignisse für die Analyse.
  14. Die FCS-Exportdateien von Experimenten und analysieren sie mit Hilfe einer Flow-Zytometrie-Analyzer-Software.

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Ergebnisse

Um den Ausdruck von Nrp1 und Helios auf tTreg und pTreg Zellen zu untersuchen, wir einzelne Zellen von Zebrafischembryonen Drüsen, PDLNs und Milz Normoglycemic NOD Mäuse vorbereitet und mit der Treg Zelle Marker CD4 und CD25, Foxp3, Helios Nrp1 für Durchfluss durchflusszytometrischen befleckt Analyse. Die Ergebnisse wurden analysiert, wie gezeigt, in der Vertreter gating Strategien (Abbildung 1). Wir fanden, dass den Anteil der Helios+ Zellen unter...

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Diskussion

In dieser Studie wir isolierte Einzelzellen aus Zebrafischembryonen Drüsen, PDLNs und Milz von Mäusen, NICKEN, und untersucht den Ausdruck von Helios und Nrp1 in CD4+CD8–CD25+Foxp3+ Treg Zellen mittels Durchflusszytometrie. In der vorliegenden Studie wurden NOD Mäuse verwendet, das heißt ein Mausmodell des Typ 1 Diabetes. In einer früheren Studie haben wir die Wildtyp-Maus-Stämmen CD-1 und C57BL/6 Mäusen verwendet, um zu untersuchen, ob Helios oder Nrp1 eine bessere Markierung ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Die vorliegende Studie wurde von der schwedischen Forschungsrat, EXODIAB, der schwedischen Diabetes Foundation, schwedische Kind Diabetes Fonds, SEB Diabetesfonden und O.E Och Edla Johanssons Vetenskapliga Stiftelse finanziell unterstützt. Autoren möchten Dank pro-Ola Carlsson und Stellan Sandler für ihre Unterstützung und Diskussionen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
NOD-MäuseHauseigene Panade
HBSSStatens veterinä rmedicinska anstalt991750
RPMI-1640Sigma-AldrichR0883-500ML
NH4ClEMD Millipore1011450500
eBioscience Foxp3 / Transkriptionsfaktor-Färbepuffer-SetThermoFisher00-5523-00Enthält Fixierungs-/Permeabilisierungskonzentrat, Fixierungs-/Permeabilisierungsverdünnungsmittel und Permeabilisierungspuffer (10x)
eBioscience FärbepufferThermoFisher00-4222-26
CD4 Monoklonaler Antikörper (RM4-5), FITC, eBioscienceThermoFisher11-0042-85
CD25 Monoklonaler Antikörper (PC61.5), PE, eBioscienceThermoFisher12-0251-83
BD Pharmingen  APC-H7 Ratte Anti-Maus CD8aBD Biosciences560182
Maus Neuropilin-1 APC-konjugierter AntikörperR& D SystemsFAB5994A
FOXP3 Monoklonaler Antikörper (FJK-16s), PE-Cyanin7, eBioscienceThermoFisher25-5773-82
Pacific Blue Anti-Maus/Mensch Helios AntikörperBioLegend137220
Falcon 5 mL Reagenzglas aus Polystyrol mit rundem Boden, mit Zellsieb-SchnappkappeCORNING352235A 35 & micro; m Nylonnetz ist in die Schnappkappe mit zwei Positionen eingearbeitet
Röhrchen 15 mL, 120 mm x17 mm, PPSarstedt62.554.002
Mikroröhrchen 1,5 mLSarstedt72.690.001
Einweg-SzintillationsfläschchenWHEATON
DurchflusszytometrieBD
Durchflusszytometrie-AnalysesoftwareInivai TechnologiesFlowlogic

Referenzen

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  3. Hori, S., Nomura, T., Sakaguchi, S. Control of regulatory T cell development by the transcription factor Foxp3. Science. 299 (5609), 1057-1061 (2003).
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