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Methodenartikel

Magnet-Resonanz-Tomographie Bewertung der murinen Blase Karzinogen-induzierte Tumoren

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DOI:

10.3791/59101

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29. März 2019

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1Department of Surgery, Division of Urology, NorthShore University HealthSystem, 2Department of Radiology, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 3Department of Urology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Murine Blase Tumoren werden mit dem N-butyl-N-(4-hydroxybutyl) Nitrosaminen karzinogen (BBN) induziert. Blase Tumor Generation ist heterogen; Daher ist eine genaue Beurteilung der Tumorlast vor Randomisierung, experimentelle Behandlung erforderlich. Hier präsentieren wir Ihnen eine schnelle und zuverlässige MRI-Protokoll zur Beurteilung der Tumorgröße und Bühne.

Zusammenfassung

Murine Blase Tumormodellen sind entscheidend für die Bewertung der neue Therapieoptionen. Blase Tumoren mit N-butyl-N-(4-hydroxybutyl) Nitrosaminen (BBN) Karzinogen induzierten sind vorteilhaft gegenüber zeilenorientierten Zellmodelle, weil sie eng die genomische Profile von menschlichen Tumoren replizieren, und im Gegensatz zu Zellmodelle und Xenotransplantate, sie bieten eine gute Gelegenheit für die Untersuchung von Immuntherapien. Allerdings ist die Blase Tumor Generation heterogen; Daher ist eine genaue Beurteilung der Tumorlast vor Randomisierung, experimentelle Behandlung erforderlich. Hier beschriebenen ist ein Mausmodell BBN und Protokoll, Blase Krebs Tumor Belastung in Vivo unter Verwendung einer schnellen und zuverlässigen Magnetresonanz (MR)-Sequenz (wahre FISP) zu bewerten. Diese Methode ist einfach und zuverlässig, denn im Gegensatz zu Ultraschall, Herr bedienerunabhängige und die einfache Bildverarbeitung nach der Übernahme und Überprüfung ermöglicht. Verwendung von axialen Bildern der Blase, Analyse der Regionen entlang der Blasenwand und Tumor können für die Berechnung der Blase Wand und Tumor-Bereich. Diese Messung korreliert mit ex Vivo Blase Gewicht (Rs= 0.37, p = 0.009) und Tumorstadium (p = 0,0003). Abschließend BBN erzeugt heterogenen Tumoren, die ideal sind für die Bewertung von Immuntherapien und MRT können schnell und zuverlässig beurteilen Tumorlast vor der Randomisierung, experimentelle Therapiearmen.

Einleitung

Blasenkrebs ist die fünft häufigste Krebsart insgesamt, verantwortlich für rund 80.000 Neuerkrankungen und 16.000 Todesfälle in den Vereinigten Staaten im Jahr 20171. Nach ca. 30 Jahren ohne bedeutende Fortschritte bei der systemischen Behandlung von Blase Krebs2haben den letzten Anti-PD-1 und Anti-PD-L1 Checkpoint Inhibitor Studien spannende und gelegentlich langlebige Reaktionen bei Patienten mit fortgeschrittenen gezeigt. important Karzinom3,4,5. Allerdings nur etwa 20 % der Patienten zeigen eine objektive Antwort auf diese Behandlungen, und weitere Studien sind erforderlich, um den effektiven Einsatz der Immuntherapie bei Patienten mit Blasenkrebs zu erweitern.

Murine Blase Krebs Modelle sind wichtige Werkzeuge in präklinische Evaluierung von neuen Behandlungsmethoden6,7. Um für die Größe des Tumors zu kontrollieren wenn Mäuse auf unterschiedliche Behandlungen randomizing, muss Tumorlast bewertet und kontrolliert zwischen den Behandlungsgruppen. Frühere Studien haben Ultraschall oder Biolumineszenz auszuwertende orthotopen Zelle zeilenbasiert Blase Krebs Modelle8,9,10,11verwendet. Beide Techniken präsentieren jedoch einige Nachteile. Ultraschallmessungen beeinflussbar durch Fähigkeiten des Bedieners und dreidimensionale Funktionen und hoher räumlicher Auflösung fehlen. Biolumineszenz-Methoden können nur semi-quantitativen Bewertung der Tumorzellen und erlauben nicht zur Visualisierung der Blase Anatomie und Morphologie. Darüber hinaus kann Biolumineszenz nur mit Zellmodelle zeilenbasiert verwendet werden die Biolumineszenz Gene in haarlose Mäuse oder Mäuse mit weißen Kitteln zum Ausdruck bringen.

Magnetresonanz-Bildgebung (MRI), auf der anderen Seite bietet einzigartige Flexibilität bei der Akquisition von hochauflösenden anatomischen Bildern, präsentiert ein breites Spektrum von Gewebe-Kontrast, der genaue Visualisierung ermöglicht und quantitative Bewertung der Tumorlast ohne die Notwendigkeit, biolumineszente Eigenschaften auszudrücken. MRT-Bilder sind mit den entsprechenden Analyse-Pipelines leichter reproduzierbar und 3-d Visualisierung der Blase garantiert. Die größten Einschränkungen der MRT sind so lang wie die benötigte Zeit für eine Prüfung und damit verbundenen hohen Kosten, die hohen Durchsatz Assays zu begrenzen. Mehrere Studien haben jedoch gezeigt, dass Herr Sequenzen diagnostische Bilder in hoher Qualität anbieten können, die verwendet werden können, um effektiv erkennen und überwachen Zelle zeilenbasiert Blase Tumoren; So können sie für Hochdurchsatz-Analyse-9,-12verwendet werden.

Hier beschreiben wir eine nicht-invasive MR-basierte Methode, um zuverlässig und effizient Karzinogen induzierten Blase-Tumoren in Mäusen zu charakterisieren. Um dies zu erreichen, verwenden wir eine schnelle Bildgebung mit Steady-State Präzession Herr Technik (wahre FISP), die kurze Scan Sitzungen gleichzeitig hohe Qualität und hohe räumliche Auflösung (~ 100 Mikrometer) bietet garantiert für die Detektion und Messung der Blase Tumoren13. Darüber hinaus bestätigen die Richtigkeit dieser nicht-invasiven MRI-Assay, beschreiben wir die Korrelation zwischen MRI-abgeleitete Parameter und ex Vivo Blase Gewicht sowie pathologisch bestätigt Tumorstadium.

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Protokoll

Alle hier beschriebene Methoden wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) der Northwestern University genehmigt.

1. Induktion von Tumoren mit BBN

  1. Erhalten Sie männliche C57/BL6 Mäuse, jeweils mindestens 6 Wochen alt.
    Hinweis: Männliche Mäuse entwickeln Blasenkrebs schnell und konsequent als weibliche Mäuse14,15.
  2. Hinzu kommt N-nitrosobutyl(4-hydroxybutyl) Amin (BBN) in einer Dosis von 0,05 % des Trinkwassers. In einer undurchsichtigen Behälter bewahren Sie auf und bieten Sie es Ad Libitum als Trinkwasser auf Mäuse16.
    Hinweis: Speichern von BBN-Lösung in einem klaren Behälter wird Karzinogen17beeinträchtigt.
  3. Wasserwechsel 0,05 % BBN zweimal pro Woche.
  4. Inspektion für Zeichen der Bedrängnisses verbunden mit Blase Tumoren einschließlich Hämaturie, feste Blase und Massen, um die Tiere zu überwachen. Überprüfen Sie die Mäuse zweimal pro Woche oder in Übereinstimmung mit örtlichen IACUC Richtlinien.
  5. Erwarten, dass die Tumoren zwischen 16 und 24 Wochen nach der Exposition18zu entwickeln.

(2) MRI-setup

  1. Führen Sie eine subkutane Injektion von sterilen Kochsalzlösung (0,1-0,2 mL mit einer 25-27 G Nadel und 1 mL Spritze) 10 min vor der MRT zur Füllung der Blase zu erleichtern.
  2. Jede Maus mit einem Gasgemisch aus 100 % O2 und Isofluran (2 %-4 % als notwendig) zu betäuben. Stellen Sie sicher eine angemessene Ebene der Narkose durch die Prüfung des Rücknahme-Reflexes (Zehe Prise) bevor Sie fortfahren. Sterile Augensalbe auf das Tier anwenden.
  3. Übertragen Sie die Maus an den bildgebenden Halter, ausgestattet mit einem Nosecone für die Lieferung von inhalativen Isofluran (0,5 – 3 %).
  4. Überwachen Sie Körpertemperatur und Atmung mittels rektale Temperatursonde an den physiologischen Aufnahme-Computer angeschlossen.
    Hinweis: Die normale Körpertemperatur (36 – 37 ° C) bleibt mit der umlaufenden Warmwasserkreislauf, gebaut in den tierischen Herr Halter. Temperatur ist durch eine rektale Sensor gemessen und auf die physiologischen Überwachungscomputer mit speziellen physiologischen monitoring-Software aufgezeichnet. Das gleiche System wird verwendet, um die Atmung und Elektrokardiogramm Signale gemessen durch einen pneumatischen Kissen unter den Brustkorb und über 3-Kanal-EKG-Elektroden platziert. Die Atmung Signal dient auch zur Auslösung MRT Akquisition und Verringerung der Artefakte, die Atmung Bewegung zugeordnet.

(3) MRI Bildaufnahme

  1. Nutzen Sie eine Quadratur Körper Spule für Erregung.
  2. Legen Sie eine 4-Kanal-Empfängerspule auf den Unterleib der Maus wird gescannt, um optimierte Erkennung von Signalen aus der Region von Interesse.
  3. Initiieren Sie automatische Anpassungen durch die integrierte Software zur Abbilderstellung einen dreiachsigen Satz des ganzen Maus Körperbildern zu erwerben. Aus dieser Referenz Bilder eingestellt, die Region von Interesse (in diesem Fall der Blase-Region) zu identifizieren.
  4. Drei Sätze von orthogonalen geschnitten Bilder entlang der axialen, koronalen und sagittalen Ebenen mit radiologischen Bezugsrahmen zu erwerben.
  5. Nutzen die wahre FISP imaging-Sequenz (als eines der Merkmale in die integrierte imaging-Software enthalten) mit den folgenden Parametern Herr: TR = 900 msec, TE = 2 ms, FA = 70, 14 Durchschnittswerte.
    Hinweis: Dieser Satz von Parametern ermöglicht schnelle Bildgebung mit hoher diagnostischer Qualität, einschließlich T1/T2-Gewichtung in < 10 min per Mausklick.
  6. Räumliche Auflösung und der Slice Dicke richtet sich nach geometrischen Parameter durch den Benutzer über die grafische Oberfläche der integrierten imaging Plattform ausgewählt. Dies ergibt eine Reihe von Scheiben über die ganze Blase von 0,5 mm Dicke mit einer Auflösung in der Ebene von 0,148 mm.

4. Herr Bildanalyse

  1. Identifizieren Sie den Satz von 0,5 mm dicke Scheiben und in der Ebene Auflösung von 0,148 mm deckt die ganze Blase.
  2. In die medizinische Bildanalyse-Software wählen Sie den Ordner mit den entsprechenden Bildern in ANALYZE-Format exportieren.
  3. Wählen Sie "repräsentative axiale Ansicht" in der Mitte der Blase für Quantitative Analyse durch Scrollen durch die generierten Bilder und Identifizierung eine Scheibe in der Mitte der Blase, die Visualisierung der Blasenwand und Lumen ermöglicht.
    Hinweis: Die Mitte Scheibe sollte der Auserwählte mit dem größten Durchmesser.
  4. Sorgfältig die Region of Interest (ROI) abzugrenzen, indem man manuell die Grenzen um den äußeren Rand der Blase (BLAheraus) und um die inneren Lumen (BLAin) der Blase (siehe schematische und repräsentative Zahlen in Abbildung 2) in der ausgewählten repräsentativen axiale Ansicht.
  5. Subtrahieren Sie die innere Lumen von der Außenkante, die Fläche der Blasenwand zu berechnen.
    BLAWand = BLAheraus - BLAin
    Hinweis: Die Fläche der Kontrolle Harnblase mit keinen Tumor wird voraussichtlich weniger als mit einem Tumor der Harnblase.

(5) Sterbehilfe und Präparation der Blase

  1. Nach 20 Wochen der BBN Exposition einschläfern Sie die Mäuse mit Standardarbeitsanweisungen nach lokalen IACUC Richtlinien.
  2. Reinigen Sie den Bereich der Schnitt mit 70 % Ethanol, dann fassen und heben der Bauchdecke Haut mit einer Pinzette.
  3. Machen Sie einen Mittellinie Schnitt von der Schambeinfuge, Xiphoid Prozeß.
  4. Scharf Einschneiden der Bauchhöhle mit einer Pinzette anfassen und mit einer Schere einritzen.
  5. Die Blase, befindet sich in der Mittellinie Unterbauch zu identifizieren.
  6. Identifizieren Sie und schneiden Sie die mediane Nabelschnur Bänder verbinden die Kuppel der Blase mit dem Nabel und Bauchwand.
  7. Fassen Sie die Kuppel der Blase mit Zange Gegenzugstab und sezieren die Blase vom umgebenden Strukturen, einschließlich der Samenbläschen, Rektum und Fett.
  8. Identifizieren Sie die Harnleiter in die Blase und schneiden mit der Schere in der Nähe der Blase.
  9. Heben die Blase kopfwärts, schneiden Sie die Harnröhre mit einer Schere und entfernen Sie die Blase.
  10. Wiegen Sie die Blase sofort nach Spülen mit PBS.

(6) histologische Untersuchung der Blase Gewebe

  1. Fixieren Sie das Gewebe der Blase, in 10 % neutral gepuffertem Formalin für 36-48 h bei Raumtemperatur (RT).
  2. Einbetten des Gewebes in Paraffin-Blöcke, schneiden Sie die Folien für die anschließende Untersuchung und färben die Folien mit Hämatoxylin und Eosin für mikroskopische Prüfung wie bisher19,20beschrieben.
  3. Führen Sie eine mikroskopische Untersuchung der Maus Blase bei niedrigen (2.5 x und 10 X) und hoch (20 X und 40 X) Vergrößerungen, Prüfung für makroskopischen Läsionen, Hyperplasie, Karzinom in Situ, Papillome, papillären Tumoren und invasive Tumoren19 , 21.

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Ergebnisse

Mit dem beschriebenen Protokoll (Abbildung 1), wurden in C57/B6 männliche Mäuse Blase Tumoren induziert. MRI wurde auf 16 Wochen durchgeführt, und Mäuse wurden in der 20. Woche eingeschläfert. Ex-Vivo Blase Gewichte (BW) für jede Maus wurden aufgezeichnet. Dias wurden gefärbt mit Hämatoxylin und Eosin, und alle Histologie Folien für Tumorstadium überprüft wurden.

Um die Tumorlast mit Herr z...

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Diskussion

Genaue Darstellung der Tumormodellen ist für geeignete vor Euthanasie Inszenierung und tierischen Randomisierung vor Einleitung einer experimentellen Behandlung notwendig. Bei der hier vorgestellten Verfahren zeigen wir Methodik (1) Blase Tumoren mit dem BBN Karzinogen und (2) Schichten Blase Tumorlast durch den Einsatz von Mr An Herrn abgeleitet Bereich Messung (BLAWand) korreliert deutlich mit Ex-Vivo Blase Gewicht und pathologischen Tumorstadium zugeordnet ist.

Durch ein...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

J. J. M. wird finanziert durch den Veterans Health Administration Verdienst BX0033692-01 zu gewähren. J. J. M. stützt sich auch auf die John P. Hanson Foundation for Cancer Research an der Robert H. Lurie umfassende Cancer Center der Northwestern University. Wir danken das Zentrum für Translational Imaging für die Bereitstellung der MRI-Übernahme und Verarbeitung. Finanzierungsquellen hatte keine Rolle schriftlich über das Manuskript oder der Entscheidung zur Veröffentlichung übermitteln.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
C57BL/6 MäuseThe Jackson Laboratory664Mäuse
N-Butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamin-Karzinogen (BBN)TCI AmericanB0938Karzinogen
0,9% normale KochsalzlösungHospira, IncNDC 0409-488-02
IsofluranPiramal HealthCare60307-120-25Anästhetikum
7Tesla ClinScan MRTBrukerNADedizierte Bildgebung von Kleintieren
MRT Syngo SiemensNAMR Integrierte Bildgebungssoftware
Modell 1030 Überwachung & Gating SystemSmall Animal Instruments, Inc. (SAII)NAPhysiologische Überwachung von Kleintieren
Formalin, neutral gepuffert, 10%SigmaHT501128Fixiermittel
EosinY Fisher ScientificNC1093844Histologisches Färbemittel
HämatoxylinFisher Scientific23-245651Histisches Färbemittel
Jim7Xinapse SystemsNAMedizinische Bildanalysesoftware
GraphPad Prism v7.04GraphpadNAGrafiksoftware
R v3.4.2Das R-Projekt für statistisches RechnenNAStatistische Software
R-Paket pROC v1.10.0.Das R-Projekt für statistisches RechnenNAROC-Analyse

Referenzen

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (1), 7-30 (2017).
  2. Abdollah, F., et al. Incidence, survival and mortality rates of stage-specific bladder cancer in United States: a trend analysis. Cancer Epidemiology. 37 (3), 219-225 (2013).
  3. Rosenberg, J. E., et al. Atezolizumab in patients with locally advanced and metastatic urothelial carcinoma who have progressed following treatment with platinum-based chemotherapy: a single-arm, multicentre, phase 2 trial. The Lancet. 387 (10031), 1909-1920 (2016).
  4. Sharma, P., et al. Nivolumab monotherapy in recurrent metastatic urothelial carcinoma (CheckMate 032): a multicentre, open-label, two-stage, multi-arm, phase 1/2 trial. The Lancet Oncology. 17 (11), 1590-1598 (2016).
  5. Bellmunt, J., et al. Pembrolizumab as Second-Line Therapy for Advanced Urothelial Carcinoma. New England Journal of Medicine. 376 (11), 1015-1026 (2017).
  6. Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU International. 104 (9), 1286-1291 (2009).
  7. Zhang, N., Li, D., Shao, J., Wang, X. Animal models for bladder cancer: The model establishment and evaluation (Review). Oncology Letters. 9 (4), 1515-1519 (2015).
  8. Patel, A. R., et al. Transabdominal micro-ultrasound imaging of bladder cancer in a mouse model: a validation study. Urology. 75 (4), 799-804 (2010).
  9. Chin, J., Kadhim, S., Garcia, B., Kim, Y. S., Karlik, S. Magnetic resonance imaging for detecting and treatment monitoring of orthotopic murine bladder tumor implants. The Journal of Urology. 145 (6), 1297-1301 (1991).
  10. Jurczok, A., Fornara, P., Soling, A. Bioluminescence imaging to monitor bladder cancer cell adhesion in vivo: a new approach to optimize a syngeneic, orthotopic, murine bladder cancer model. BJU International. 101 (1), 120-124 (2008).
  11. Vandeveer, A. J., et al. Systemic Immunotherapy of Non-Muscle Invasive Mouse Bladder Cancer with Avelumab, an Anti-PD-L1 Immune Checkpoint Inhibitor. Cancer Immunology Research. 4 (5), 452-462 (2016).
  12. Kikuchi, E., et al. Detection and quantitative analysis of early stage orthotopic murine bladder tumor using in vivo magnetic resonance imaging. Journal of Urology. 170, 1375-1378 (2003).
  13. Chung, H. W., et al. T2-weighted fast MR imaging with true FISP versus HASTE: comparative efficacy in the evaluation of normal fetal brain maturation. American Journal of Roentgenology. 175 (5), 1375-1380 (2000).
  14. Miyamoto, H., et al. Promotion of bladder cancer development and progression by androgen receptor signals. Journal of the National Cancer Institute. 99 (7), 558-568 (2007).
  15. Bertram, J. S., Craig, A. W. Specific induction of bladder cancer in mice by butyl-(4-hydroxybutyl)-nitrosamine and the effects of hormonal modifications on the sex difference in response. European Journal of Cancer. 8 (6), 587-594 (1972).
  16. Nagao, M., et al. Mutagenicity of N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine, a bladder carcinogen, and related compounds. Cancer Research. 37, 399-407 (1977).
  17. Hirose, M., Fukushima, S., Hananouchi, M., Shirai, T., Ogiso, T. Different susceptibilities of the urinary bladder epithelium of animal species to three nitroso compounds. Gan. Gann; The Japanese Journal of Cancer Research. 67 (2), 175-189 (1976).
  18. Shin, K., et al. Cellular origin of bladder neoplasia and tissue dynamics of its progression to invasive carcinoma. Nature Cell Biology. 16 (5), 469-478 (2014).
  19. Epstein, J. I. Chapter 17: Immunohistology of the Bladder, Kidney, and Testis. Diagnostic Immunohistochemistry. , Fifth Edition, 624-661 (2019).
  20. Cohen, S. M., Ohnishi, T., Clark, N. M., He, J., Arnold, L. L. Investigations of rodent urinary bladder carcinogens: collection, processing, and evaluation of urine and bladders. Toxicologic Pathology. 35 (3), 337-347 (2007).
  21. Wood, D. P. Jr Tumors of the bladder. Campbell-Walsh Urology. 11 (92), 2184-2204 (2016).
  22. Zitvogel, L., Pitt, J. M., Daillere, R., Smyth, M. J., Kroemer, G. Mouse models in oncoimmunology. Nature Reviews Cancer. , (2016).
  23. Kaneko, S., Li, X. X chromosome protects against bladder cancer in females via a KDM6A-dependent epigenetic mechanism. Science Advances. 4 (6), eaar5598(2018).
  24. Smilowitz, H. M., et al. Biodistribution of gold nanoparticles in BBN-induced muscle-invasive bladder cancer in mice. International Journal of Nanomedicine. 12, 7937-7946 (2017).
  25. Dai, Y. C., et al. The interaction of arsenic and N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine on urothelial carcinogenesis in mice. PLoS One. 12 (10), e0186214(2017).
  26. Williams, P. D., Lee, J. K., Theodorescu, D. Molecular Credentialing of Rodent Bladder Carcinogenesis Models. Neoplasia. 10 (8), (2008).
  27. Fantini, D., et al. A Carcinogen-induced mouse model recapitulates the molecular alterations of human muscle invasive bladder cancer. Oncogene. 37 (14), 1911-1925 (2018).
  28. Network, N. C. C. NCCN Guidelines in Clinical Oncology - Bladder Cancer 5.2018. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/bladder.pdf (2018).
  29. Costa, M. J., Delingette, H., Novellas, S., Ayache, N. Automatic segmentation of bladder and prostate using coupled 3-D deformable models. Medical Image Computing and Computer-Assisted Intervention. 10 (Pt 1), 252-260 (2007).
  30. Rosenkrantz, A. B., et al. Utility of quantitative MRI metrics for assessment of stage and grade of urothelial carcinoma of the bladder: preliminary results. American Journal of Roentgenology. 201 (6), 1254-1259 (2013).

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