Direkter Einspritzung von Lentivirale Vektor zeigt mehrere motorische Bahnen im Rückenmark Ratte

Zusammenfassung

Dieses Protokoll zeigt Injektion von Doppelthebel transportable viralen Vektoren in Ratte Rückenmark Gewebe. Der Vektor wird an der Synapse aufgegriffen und zum Zellkörper von Neuronen Ziel transportiert. Dieses Modell eignet sich für retrograde Tracing wichtige spinalen Bahnen oder gezielt Zellen für Gen-Therapie-Anwendungen.

Zusammenfassung

Einführung der interessierenden Proteine in Zellen im Nervensystem ist schwierig wegen angeborenen biologischen Barrieren, die den Zugriff auf die meisten Moleküle beschränken. Injektion direkt ins Rückenmark Gewebe umgeht diese Barrieren, den Zugang zum Zellkörper oder Synapsen, wo Moleküle eingebaut werden können. Kombination von viralen Vektoren Technologie mit dieser Methode ermöglicht die Einführung von Zielgenen in Nervengewebe zum Zwecke der Gentherapie oder Trakt Ablaufverfolgung. Hier ist ein Virus entwickelt für hocheffiziente retrograder Transport (HiRet) an den Synapsen der Propriospinal Interneuronen (PNs) den spezifischen Verkehr zu Nervenzellen im Rückenmark und Hirnstamm Kerne fördern eingeführt. PNs-Targeting nutzt die zahlreichen Verbindungen erhalten sie von motorischen Bahnen wie die Rubrospinal und Reticulospinal Flächen sowie deren Verschaltung untereinander im gesamten Rückenmarkssegmente. Repräsentative Ablaufverfolgung konstitutiv aktiv grün fluoreszierendes Protein (GFP) zeigt High Fidelity Details der Zellkörper, Axone und dendritischer Dorne in thorakalen PNs und Reticulospinal Neuronen in die pontine Formatio Bildung der HiRet Vektor mit. HiRet integriert in Hirnstamm Wege und PNs sondern zeigt Alter abhängigen Integration in kortikospinalen Trakts Neuronen. Zusammenfassend lässt sich sagen ist Rückenmark Injektion mittels virale Vektoren eine geeignete Methode für die Einführung der interessierenden Proteine in Nervenzellen gezielt Tracts.

Einleitung

Virale Vektoren sind wichtige biologische Hilfsmittel, die genetisches Material in Zellen um defekte Gene, Upregulate wichtigen Wachstumsmärkten Proteine kompensieren oder fertigen Marker-Proteine, die die Struktur und die synaptischen Verbindungen von hervorheben einführen können Ihre Ziele. Dieser Artikel konzentriert sich auf direkte Einspritzung eines hocheffizienten Doppelthebel transportable Lentivirale Vektors ins Rückenmark Ratte um großen motorischen Bahnen mit fluoreszierenden Ablaufverfolgung zu unterstreichen.  Diese Methode eignet sich auch sehr für axonalen Regeneration und nachwachsen Studien zur Einführung von interessierender Proteine in unterschiedlichen Populationen von Neuronen und wurde verwendet, um Neuronen für funktionale Zuordnung Studien^1,2zum Schweigen zu bringen.

Viele anatomische Details der spinalen motorischen Bahnen wurden aufgeklärt durch Direkteinspritzung Studien mit klassischen Tracer wie BDA und Fluoro-Gold^{3,4,5,6,7 , 8}. diese Tracer gelten als Goldstandard aber können gewisse Nachteile wie Aufnahme durch beschädigte Axone oder Axone in Durchgang in der weißen Substanz umgibt eine Injektion Seite^9,10,11 . Dies könnte zu Fehlinterpretationen der Weg Konnektivität und möglicherweise ein Nachteil in Regeneration Studien wo könnte Farbstoff Absorption durch beschädigte oder abgetrennten Axone verwechselt werden, für die Regeneration der Fasern während der späteren Analyse¹².

Lentivirale Vektoren sind in Gentherapiestudien, beliebt, da sie stabile, langfristige Ausdruck in neuronalen Populationen^{13,14,15,16,17,18 bieten ,19}. Jedoch traditionell verpackte Lentivirale Vektoren können haben begrenzte retrograden Transport und Reaktion des Immunsystems bei auslösen können in Vivo^4,20,21. Ein hocheffizientes retrograder Transport Vektor bezeichnet HiRet wurde produziert von Kato Et Al. durch Ändern der Virushülle mit ein Tollwut-Virus Glykoprotein, einen Hybrid-Vektor erstellen, der retrograder Transport^22,23verbessert.

Retrograde Ablaufverfolgung stellt einen Vektor in den synaptischen Raum eines Ziel-Neurons, so dass sie von dieser Zelle Axon aufgegriffen und zum Zellkörper transportiert werden. Erfolgreiche Transport von HiRet wurde von neuronalen Synapsen in die Gehirne von Mäusen und Primaten^23,24 und vom Muskel in Motoneuronen²²nachgewiesen. Dieses Protokoll zeigt die Injektion in die Lendenwirbelsäule Rückenmark, gezielt an den synaptischen Terminals Propriospinal Interneuronen und Hirnstamm Neuronen. PNs Empfangs-Verbindungen aus vielen verschiedenen spinalen Bahnen und können so genutzt werden, um gezielt eine vielfältige Bevölkerung von Nervenzellen im Rückenmark und Hirnstamm. Beschriftete Neuronen in dieser Studie stellen Schaltungen innervieren Motoneuron Pools in Bezug auf Megalosauridae Motorik. Robuste Kennzeichnung sieht in Rückenmark und Hirnstamm, einschließlich High Fidelity Details dendritischer Dorne und Axon Klemmen. Wir haben diese Methode auch in früheren Studien innerhalb des zervikalen Rückenmarks verwendet, um Propriospinal und Hirnstamm Reticulospinal Wege²⁵beschriften.

Dieses Protokoll zeigt Injektion von viralen Vektoren in der Lendenwirbelsäule Rückenmark einer Ratte. Wie im Film 1, richtet sich der Schnitt durch die Identifizierung des L1-Wirbels befindet sich an der letzten Rippe. Dies dient als ein kaudalen Wahrzeichen für einen ca. 3-4 cm Schnitt, die Muskulatur über das Rückenmark L1-L4 verfügbar macht. Laminektomien der dorsalen Aspekte der Wirbel T11 T13 durchgeführt und eine abgeschrägte Glasnadel richtet sich 0,8 mm seitlich von der Mittellinie und 1,5 mm abgesenkt tief in der grauen Substanz, Virus zu injizieren.

Protokoll

Alle folgenden chirurgischen und tierischen Versorgung Verfahren haben die Tier Pflege und Nutzung Ausschuss der Temple University gebilligt.

1. präoperative Vorbereitungen

1. Bereiten Sie gezogenem Glas Nadeln für virale Injektion ein paar Tage vor der Operation mit 3,5 Nanoliter Kapillare Glaspipetten für Nanoliter Injektoren entwickelt. Ziehen Sie jede Pipette auf eine zweistufige Nadel Puller gemäß den Anweisungen des Herstellers, zwei Nadel Vorlagen zu erstellen.
2. Verfeinern Sie die Spitze der Nadel Vorlagen durch das abschneiden ca. 1-2 mm überschüssige Glas mit Microscissors. Maßnahme ungefähre Maschenweite unter dem Mikroskop mit einer Kalibrierung Objektträger, Nadeln mit 30-40 µm Öffnungen zu isolieren.
3. Mit der Nadel positioniert bei 30 Grad mithilfe einer Mikropipette Schweißkantenformer um einen Tipp mit einer 30-40 µm Blende und eine abgeschrägte Winkel von 45° zu erstellen. Breite der Blende mit der Nonius-Skala auf der Kalibrierungs-Dias zu überprüfen. Die Glasnadel mit einer Spritze mit einer flexiblen Nadel Anlage Schmutz wegspülen und markieren Sie die Nadel in regelmäßigen Abständen mit einem schwarzen Marker durchlaufen Sie Wasser und Ethanol.
4. Legen Sie die Nadeln in einer bedeckten Petrischale zuvor mit 70 % igem Ethanol gereinigt und für 30 min. in eine biologische Sicherheit Haube unter UV-Licht sterilisiert.
5. Bereiten Sie HiRet Lentivirus, indem eine angemessene Lautstärke aus der Tiefkühltruhe unmittelbar vor dem Eingriff.
   Hinweis: Eine angemessene Lautstärke umfasst den Betrag, der für die Injektion (1 µL pro Injektion x Anzahl der Injektionen) plus eine kleine Menge extra Volumen, zum pipettieren und laden Verluste zu berücksichtigen. Transportieren Sie und lagern Sie das Virus auf Eis bei Nichtgebrauch.
6. Bereiten Sie den Injektor durch Einstecken in die Mikropumpe und platzieren es in einem Mikromanipulator mit einem Nonius-Skala.
7. Für die Vorbereitung der Glasnadel, sorgfältig laden einen farbigen Farbstoff wie rotes Öl mit einer Spritze mit einer flexiblen Nadel ausgestattet. Stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen in der Nadel bleiben. Verwenden Sie aseptischen Technik zu, beim Umgang mit der Nadelöhrs, und Berührung der Spitze unterlassen.
8. Glas Nadel in den Injektor, um sicherzustellen, dass die Nadel korrekt in die Unterlegscheiben sitzt, Injektor GAP fest verschraubt ist und Stahl Injektor Nadel erstreckt sich ca. ¾ der Länge der Glasnadel. Virus kann in die Nadel in einem späteren Schritt geladen werden.

(2) Anästhesie und chirurgische Baustellenvorbereitung

1. Wiegen Sie das Tier auf eine digitale Waage. Nehmen Sie die präoperative Gewicht zu bestimmen, das Volumen der Narkose erforderlich und für die Überwachung des Gewichts nach der Operation zu ermöglichen. Weiblicher Sprague-Dawley Ratten ca. 200 – 250 g wurden in dieses Protokoll verwendet.
2. Die Ratte mit Isofluran Inhalation oder ein injiziertes Ketamin/Xylazin-Lösung zu betäuben (k / x). Hier wird Ketamin intraperitoneal 67 mg/kg und Xylazin bei einer 6,7 mg/kg Dosierung gespritzt.
3. Bestätigen Sie eine geeignete Narkose Flugzeug durch Kneifen den Fuß fest. Tritt reflexive Rückzug, warten Sie einige zusätzliche Minuten, bevor Sie fortfahren.
   Hinweis: Beachten Sie auch die Schnurrhaare, die Augen und die Atemfrequenz auf Anzeichen von Bewusstsein. Wenn die Schnurrhaare zucken, das Auge blinkt, wenn sanft berührt oder Atmung schnell und flach ist, warten Sie, bis die Narkose Ebene tiefer mit dem Protokoll vorzugehen ist. Auch diese Zeichen während der Operation Laminektomie und Injektion zu überwachen. Wenn das Tier eine flache Narkose Ebene angezeigt wird, Verwalten einer Auffrischungsimpfung von Ketamin nur gleich zu ½ der ursprüngliche k / x Dosierung.
4. Rasieren Sie die Ratte entlang der dorsalen Mittellinie aus der Hüfte zu den minderwertigen Winkel der Scapulae. Ziehen Sie die Haut des Tieres für eine einfachere und präzisere Rasur straff.
5. Ophthalmologische Salbe auf beide Augen anwenden.
6. Gelten Sie antiseptisch zu den rasierten Bereich um die Website zu sterilisieren. Genießen Sie für die erste Peeling sterilem Gaze mit einer 5 %-Jod-Lösung und Wischen entfernt alle Haare und Schmutz. Folgen Sie dieser mit einem unidirektionalen Wisch mit steriler Gaze getränkt in 70 % igem Ethanol, so dass kein Bereich zweimal kontaktiert wird. Verwenden Sie die gleiche Technik mit abwechselnden Jod und Ethanol getränkten Gaze zweimal mehr.

3. chirurgische Feld und Instrument Vorbereitung

1. Bereiten Sie eine Reihe von autoklaviert chirurgische Werkzeuge, die ein Skalpell, Rongeurs, Ratte Zahn Zange, Frühling Schere, Arterienklemmen, mittlerer Punkt gebogene Pinzetten und Retraktoren oder gewichteten Haken enthalten durch Auspacken die sterile Verpackung um einem sterilen Bereich zu erstellen.
2. Öffnen Sie ein Paket von sterilen OP-Handschuhe und legen Sie die sterilen Handschuh-Packung auf den Tisch. Verwenden Sie diese als zusätzliches sterile Feld für die verwendeten Werkzeuge auf um die sterile Verpackung zu vermeiden.
3. Legen Sie eine #10 Skalpellklinge auf den sterilen Bereich. Sichern Sie die Klinge zum Griff mit Arterienklemmen. Stellung sterile Kochsalzlösung, 4,0 Chromsäure Darmsaite Naht und Materialien zu kontrollieren wie einen linken, sterile Gaze, sterile Baumwolle Spitze Applikatoren (für Muskel blutet), oder Gelfoam oder Bonewax (für Knochen blutet) an einem zugänglichen Ort Blutungen.
4. Rufen Sie das Tier und setzen Sie ihn auf einem sterilen Tuch ab. Legen Sie die Gaze unterhalb der Blase, Urin zu sammeln. Stützen Sie das Zielgebiet mit einem gerollten Handtuch unter den Bauch. Falls vorhanden, legen Sie eine chirurgische Heizkissen unter sterilen Tuch, vor allem für längere Verfahren.
   Hinweis: Sterilität ist während der Operation Überleben wichtig. Halten Sie eine Sprühflasche mit 70 % igem Ethanol zur Verfügung, um Sterilität der behandschuhten Händen und einem Einsatz Wulst Sterilisator Wenn Instrument Sterilität gefährdet ist, oder zwischen einzelnen Operationen zu erhalten.

(4) Freilegung der Wirbelsäule und Identifizierung der Laminektomie-Website

1. Identifizieren Sie den Bereich, wo ein Hautschnitt erfolgt durch Drücken der Finger sanft an der letzten Rippe, die L1-Wirbel zu finden. Verwenden Sie dies als ein Wahrzeichen, machen Sie einen ca. 3-4 cm Hautschnitt mit einem #10 chirurgischen Skalpell endet nur schlechter als L1, den Muskel verfügbar zu machen. Halten Sie die Haut straff durch die Verbreitung von sanften und drücken Sie fest mit der Skalpellklinge um einen sauberen Schnitt zu gewährleisten.
2. Schneiden und oberflächliche Fett mit Zange und Schere bei Bedarf zu verbreiten. (Je nach Ziel Wirbel, es kann oder keine große Fettpolster oberflächlich, um den Muskel).
3. Gespür für die Dornfortsätze mit der flachen der Skalpellklinge oder einen Finger. Oft werden durch ein "V" der weißen Faszie auf beiden Seiten der Mittellinie Bereich skizziert. Machen Sie einen kleinen rostral Schnitt erlauben Raum sicher auf einem oberen Prozess mit Ratte Zahn Zange greifen, dann 2 lange, tiefe Einschnitte möglichst nahe an die Prozesse wie möglich zu machen. An der tiefsten Stelle des Schnittes kann die dorsale Oberfläche der Wirbel mit der Skalpellklinge zu spüren.
4. Halten Sie die seitlichen Muskeln beiseite mit Retraktoren oder gewichteten Haken, um die Sichtbarkeit zu verbessern. Klar Muskeln rund um die Prozesse mit einem Skalpell, Feder Schere oder Rongeurs die Form des Kopfes zu bestimmen.
   Hinweis: Denken Sie daran, dass das Rückenmark nicht die volle Länge der Wirbelsäule als Rückenmark Gewebe hält bereits in der Entwicklung als Knochen wachsen erstreckt. Dies bedeutet, dass der Ziel spinaler Ebene unter einem anders benannten Wirbel sein kann.
5. Suchen Sie die T11 und die angrenzenden T12 und T13 Prozesse.
   Hinweis: Unterstützung bei der Ausrichtung der richtigen Wirbelkörper Ebenen finden Sie in einer Ratte Rückenmark Atlas und frühere Studien skizziert Orientierungspunkte: die Maus, die hat eine sehr ähnliche Wirbelsäule Struktur^6,33. Lassen Sie eine rostral Dornfortsatz wie T9 ungestört eine Mittellinie Wahrzeichen geben.

(5) Durchführung einer Laminektomie

1. Sobald das Zielgebiet korrekt identifiziert wurde, führen Sie Laminektomien der dorsalen Aspekte der T11 T13. Sanft verteilt die Wirbel intervertebralen Bänder gute Seiten zum Einfügen von Rongeurs für den ersten Biss des Knochens sind an Dritte weiterzugeben. Halten Sie die Rongeurs in einer halb geschlossene Position Feinsteuerung zu erhöhen.
2. Der Dornfortsätze und der dorsalen Aspekt der Wirbel zu entfernen, indem man kleine Snacks mit den Rongeurs. Achten Sie darauf, das Rückenmark schädigen oder stören die Dura. Mit der Ratte Zahn Pinzette helfen, ziehen heben Sie das Rückenmark vom Wirbel leicht an und verringern Sie die Tendenz, Rückenmark Gewebe zu schlagen.
3. Deaktivieren Sie Knochen entfernt von der Mittellinie, sodass die Mittellinie Blutgefäß beobachtet werden kann. Lassen Sie ein Fenster, das eindeutig zeigt das Rückenmark Gewebe und ist frei von Verschmutzungen.
4. Berühren Sie sanft das Rückenmark mit der Pinzette. Einige Tiere können reflexiv springen, auch wenn ihre Narkose Flugzeug tief ist. Wenden Sie ein paar Tropfen von einem betäubenden Mittel wie Lidocain direkt auf das Rückenmark zu verhindern, während das Injektionsverfahren springen an.
5. Sichern Sie das Tier in einer spinalen Halterung durch stabilisierende Pinzette Dornfortsätze rostral und kaudalen zum Fenster Laminektomie Befestigung. Heben Sie den Bauch des Tieres mit dem spinalen Halter, um die Wirkung der Atembewegungen zu negieren. Dies erhöht Nadel Stabilität und entsprechende Tiefe der Injektion zu gewährleisten.

6. Laden Virus und Positionierung des Injektors

1. Laden Sie Virus in den Injektor ca. 5 µL auf ein Stück Parafilm pipettieren und Positionierung der Nadelöhrs so, dass die Spitze in der Drop.
2. Verwenden Sie die Mikropumpe, bis zu 4 µL des Virus mit einer Rate von 20 – 100 nL/s zurückzuziehen.
3. Stellen Sie den Regler zu injizieren und lassen Sie eine kleine Menge des Virus von der Nadel um sicherzustellen, dass die Spitze der Nadel nicht verstopft ist. Wischen Sie überschüssiges Virus mit einem Labor-abwischen.
   Hinweis: Eine Hamilton-Spritze mit einer Stahlnadel kann als Alternative zu gezogenem Glaspipetten verwendet werden.
4. Positionieren Sie der Mikromanipulator zu, so dass die Nonius-Skala sichtbar ist und positionieren Sie die Nadel auf der Mittellinie des Rückenmarks zu.
   Hinweis: Die Mittellinie kann manchmal durch ein großes Blutgefäß läuft auf der Vorderfläche des Rückenmarks befinden. Jedoch kann dies in einzelnen Ratten, und Mittellinie targeting sollte im Vergleich zu einer intakten Dornfortsatz bestätigt werden.
5. Richten Sie die Nadel seitlich um 0,8 mm mit dem Nonius-Skala auf dem Mikromanipulator.
6. Senken Sie die Nadel auf das Rückenmark, bis er einrücken, aber nicht durchstechen, die Dura. Mit einer schnellen Drehbewegung, Punktion der Dura mit der Nadel, bis es zu einer Tiefe von 1,5 mm versenkt hat.

(7) Injektion von Virus ins Rückenmark

1. Sobald die Nadel vorhanden ist, tritt Programm die Düse mit einer Geschwindigkeit von 400 nL/min bestätigen, dass Virus injizieren des Rückenmarks durch die Beobachtung der Fortschritte der Farbstoff Front. Es dürfen keine offensichtliche Leckage oder Vorwölbung des Rückenmarks Gewebes. Wenn Leckage beobachtet wird, kann dies manchmal durch die Reduzierung der Einspritzgeschwindigkeit auf 200 nL/min gelindert werden.
2. Sobald die Injektion abgeschlossen ist, lassen Sie die Nadel in das Rückenmark für 2 – 5 min. (je nach Volumen injiziert) ruhen, Verbreitung des Virus zu erleichtern.
3. Langsam ziehen Sie die Nadel heraus und bewegen auf die nächste Injektionsstelle. Injizieren Sie 1 µL des Virus in jedem der 6 gleichmäßig verteilte Standorte ca. 1 mm Abstand entlang der Länge des L1-L4 spinale Gewebes. Für jede Injektion kann die gleiche Nadel verwendet werden, solange es weiterhin ordnungsgemäß funktioniert.

(8) Wundversorgung Schließung und Post-operative

1. Entfernen Sie das Tier aus der Wirbelsäule Halter und herausnehmen Sie Retraktoren oder Haken verwendet, um seitliche Muskel zu verbreiten. Stellen Sie sicher, dass die Wunde frei von allen Schmutz vor der Schließung.
2. Den Muskel mit einer 4,0 Chromsäure Darmsaite Naht zu Naht. Schneiden Sie Naht Fäden in der Nähe des Knotens zur Wahrscheinlichkeit einer internen Hautreizungen zu verringern.
3. Heften Sie die Haut mit 9 mm Wunde Clips geschlossen. Um für optimale Heilung zu ermöglichen, richten Sie die Kanten der Haut vor dem Heften.
4. Legen Sie das Tier auf eine Wasser-Konvektion Erwärmung Pad und Monitor bis wach.
5. Injizieren Sie 5 – 10 mL steriler Kochsalzlösung subkutan, Flüssigkeiten und ein Antibiotikum wie Cefazolin zur Vorbeugung von Infektionen wieder aufzufüllen. Wenn das Tier ist ambulant, legen Sie sie wieder zurück in seine Heimat Käfig und bieten erste Analgetika.  Die Ratten auf Anzeichen von Schmerzen und Qualen zu überwachen und nach Ihren IACUC genehmigte Verfahren zur Linderung von Schmerzen zu behandeln.

Ergebnisse

Erfolgreiche Injektion und Transport von viralen Vektoren sollten Transduktion einer robusten Bevölkerung von einseitigen Nervenzellen im Rückenmark und in bestimmten Hirnstamm Kernen führen. Abbildung 1 zeigt Stereotype Etikettierung von Neuronen und Axonen im thorakalen Rückenmark und in die pontine Formatio Bildung der Hirnstamm bei vier Wochen nach der Injektion. GFP Ausdruck sieht in Neuronen in der grauen Substanz des thorakalen Rückenmarks auf der Seite ipsilateral...

Diskussion

Genmanipulation von Neuronen im Gehirn und im Rückenmark hat Highlight sensorische, motorische und autonome Wege über fluoreszierende Tracing und nachwachsen Potenzial von neuronalen Traktaten nach Verletzungen^27,28, gedient. ^{29 , 30 , 31 , 32 , 33}. direkte Injektion von Doppelthebel transpo...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
#10 Skalpellklingen	Roboz	RS-9801-10	Zur Verwendung mit dem Skalpell.
1-ml-Spritzen	Becton, Dickinson and Company	Für anästhetische IP-Injektionen, potenzielle Anästhesie-Auffrischungsimpfungen und Antibiotika-Injektionen.
10-ml-Spritzen	Becton, Dickinson and Company	309604	Zur Injektion von Kochsalzlösung in das Tier nach der Operation.
4.0 Chromic Catgut Naht	DemeTECH	NN374-16	Zur erneuten Bindung des Muskels während des Schließens.
48000 Mikropipette Anfaser	World Precision Instruments	32416	Wird verwendet, um die Spitzen der gezogenen Glaskapillarrohre abzuschrägen, um funktionelle Glasnadeln zu formen.
5% Jodlösung	Purdue Products L.P.	L01020-08	Zur Verwendung bei der Sterilisation des Operationsfeldes.
70% Ethanol	N/A	N/A	Für die Sterilisation von neu präparierten Glasnadeln, Tiermodellen während der chirurgischen Vorbereitung und Chirurgenhänden während der Operation, sowie alle anderen geringfügigen Aufrechterhaltungen der Sterilität.
Anästhetikum (Ketamin/Xylazin-Lösung)	Zoetis	240048	Um das Tier während der Operation in der richtigen Bewusstseinsebene zu halten.
Antibiotikum (Cefazolin)	West-Ward Pharmaceuticals	NPC 0143-9924-90	Zur subkutanen Injektion zur Vorbeugung von Infektionen nach der Operation.
Bead-Sterilisator	CellPoint	5-1450	Zur Wärmesterilisation von chirurgischen Instrumenten.
Bonewax	Fine Science Tools	19009-00	Zur Versiegelung von Knochen bei Knochenblutungen.
Cauterizer	Fine Science Tools	18010-00	Zur Versiegelung von Arterien oder Venen, die während der Operation durchtrennt wurden, um übermäßigen Blutverlust zu verhindern.
Digitalwaage	Okaus	REV.005	Zum Wiegen des Tieres während der chirurgischen Vorbereitung.
Flexibler Nadelaufsatz	World Precision Instruments	MF34G-5	Zum Reinigen von Glasnadeln und zum Befüllen von Glasnadeln mit rotem Öl.
Gelfoam	Pfizer	H68079	Zur Versiegelung des Knochens bei Knochenblutungen.
Glaskapillarrohre	World Precision Instruments	4878	Für gezogene Glasnadeln - sollten für Nanoliter-Injektoren ausgelegt sein.
Haarschneider	Oster	111038-060-000	Zum Reinigen der Operationsstelle von Haaren.
Hämostatika	Roboz	RS-7231	Für den allgemeinen Gebrauch in der Chirurgie.
Kimwipes	Kimtech	34155	Für den allgemeinen Gebrauch in der Chirurgie.
Gebogene Zange mit mittlerem Punkt	Roboz	RS-5136	Für den allgemeinen Einsatz in der Chirurgie.
Mikromanipulator mit einer Nonius-Skala	Kanetec	N/A	Für präzises Zielen während der Operation.
Mikroschere	Roboz	RS-5621	Zum Schneiden von Glasflüstern von frisch gezogenen Glaskapillarrohren.
Mikroskop mit Licht- und Nonius-Skala Okular	Leitz Wetzlar	N/A	Dient zur Visualisierung und Messung der Abschrägung von gezogenen Glaskapillarrohren zu funktionsfähigen Glasnadeln.
Steuerung der MikroSpritzenpumpe	World Precision Instruments	62403	Zur Steuerung der Injektionsrate.
Nanoliter 2000 Pumpenkopf-Injektor	World Precision Instruments	500150	Zum kontrollierten Laden und Injizieren von Viren.
Nadelabzieher	Narishige	PC-100	Zum Erhitzen und Auseinanderziehen von Glaskapillarrohren zu Glasnadeln.
Ophthalamische Salbe	Dechra Veterinary Products	RAC 0119	Zum Schutz der Augen des Tieres während der Operation.
Parafilm	Bemis	PM-996	Zur Unterstützung des Ladens von Viren in den Nanoinjektor.
PrecisionGlide Nadeln (25G x 5/8)	Becton, Dickinson and Company	305122	Zur Verwendung mit den 1-ml- und 10-ml-Spritzen, um die Injektion des Tiermodells zu ermöglichen.
Rattenzahnzange	Roboz	RS-5152	Zum Greifen von Dornfortsätzen.
Rotes Öl	N/A	N/A	Zur Bereitstellung einer Front für die Visualisierung von Viren, die während der Injektion in das Gewebe eindringen.
Retraktoren	Roboz	RS-6510	Um die Operationswunde offen zu halten.
Rimadyl Tabletten	Bio Serv	MP275-050	Zur Schmerzbehandlung nach der Operation.
Rongeurs	Roboz	RS-8300	Zur Entfernung von Muskeln aus der Wirbelsäule während der Operation.
Skalpellklingengriff	Roboz	RS-9843	Zum Aufschneiden der Haut und des Fettpolsters eines Tiermodells während der Operation.
Schere	Roboz	RS-5980	Für den allgemeinen Einsatz in der Chirurgie.
Wundclips aus rostfreiem Stahl	CellPoint	201-1000	Zum Abbinden der Haut der Operationswunde während des Schließens.
Zange zum Entfernen von Klammern	Kent Scientific	INS750347	Um die Klammern zu entfernen, wenn sie falsch angebracht wurden.
Steriles Tuch	Phenix Research Products	BP-989	Um eine sterile Oberfläche für die Operation bereitzustellen.
Sterile Applikatoren mit Wattespitze	Puritan	806-WC	Zum Aufsaugen von Blut in der Operationswunde unter Beibehaltung der Sterilität.
Sterile	Gaze Covidien	2146	Zur Reinigung des Operationsbereichs und der chirurgischen Instrumente unter Beibehaltung der Sterilität.
Sterile Kochsalzlösung	Baxter Healthcare Corporation	281324	Zur Verwendung bei der Blutreinigung und zum Ersatz von Flüssigkeiten nach der Operation.
OP-Handschuhe	N/A	N/A	Zur Verwendung durch den Chirurgen, um ein steriles Feld während der Operation zu erhalten.
Chirurgisches Heizkissen	N/A	N/A	Zur Aufrechterhaltung der Körpertemperatur des Tiermodells während der Operation.
Operationsmikroskop	N/A	N/A	Zur besseren Visualisierung der Operationswunde.
Chirurgisches Klammergerät	Kent Scientific	INS750546	Zum Auftragen der Klammern.
T/Pump Wärmetherapie-Wasserpumpe	Gaymar	TP500C	Zum Pumpen von warmem Wasser in das Wasserkonvektions-Wärmekissen.
Wasser-Konvektions-Wärmekissen	Baxter Healthcare Corporation	L1K018	Für den Einsatz im postoperativen Erholungsbereich, um die Körpertemperatur des bewusstlosen Tieres aufrechtzuerhalten.
Gewichtete Haken	N/A	N/A	Zum Offenhalten der Operationswunde.