Methodenartikel

Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) verwendet Flugmühlen zur Messung der Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms

DOI:

10.3791/59196

⸱

29. Oktober 2019

 ,  , 
1Department of Entomology, Iowa State University, 2Corn Insects & Crop Genetics Research Unit, USDA-ARS

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Flugmühlen sind wichtige Werkzeuge zum Vergleich, wie Alter, Geschlecht, Paarungsstatus, Temperatur oder verschiedene andere Faktoren das Flugverhalten einesInsektsbeeinflussen können. Hier beschreiben wir Protokolle, um die Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms unter verschiedenen Behandlungen zu messen.

Zusammenfassung

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Der westliche Maiswurzelwurm Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae) ist ein wirtschaftlich wichtiger Maisschädling im Norden der Vereinigten Staaten. Einige Populationen haben Resistenzen gegen Managementstrategien entwickelt, einschließlich transgenen Mais, der insektizide Toxine produziert, die aus dem Bakterium Bacillus thuringiensis (Bt) gewonnen werden. Das Wissen über die Verbreitung westlicher Maiswurzelwürmer ist von entscheidender Bedeutung für Modelle der Widerstandsentwicklung, -ausbreitung und -minderung. Das Flugverhalten eines Insekts, vor allem über eine lange Distanz, ist von Natur aus schwer zu beobachten und zu charakterisieren. Flugmühlen bieten eine Möglichkeit, Entwicklungs- und physiologische Auswirkungen und Folgen des Fluges im Labor direkt zu testen, die in Feldstudien nicht erzielt werden können. In dieser Studie wurden Flugmühlen verwendet, um den Zeitpunkt der Flugaktivität, die Gesamtzahl der Flüge sowie die Entfernung, Dauer und Geschwindigkeit von Flügen zu messen, die von weiblichen Wurzelwürmern während eines 22-stunden-Testzeitraums durchgeführt wurden. Sechzehn Flugmühlen waren in einer Umweltkammer mit programmierbarer Beleuchtung, Temperatur- und Feuchtigkeitskontrolle untergebracht. Die beschriebene Flugmühle ist von einem typischen Design, bei dem ein Flugarm frei um einen zentralen Drehpunkt gedreht werden kann. Die Rotation wird durch den Flug eines Ansekts verursacht, das an ein Ende des Flugarms gefesselt ist, und jede Drehung wird von einem Sensor mit einem Zeitstempel aufgezeichnet. Rohdaten werden per Software zusammengestellt, die anschließend verarbeitet werden, um zusammenfassende Statistiken für Flugparameter von Interesse zu liefern. Die schwierigste Aufgabe für jede Flugmühlenstudie ist die Befestigung des Tethers an das Insekt mit einem Klebstoff, und die verwendete Methode muss auf jede Art zugeschnitten sein. Die Befestigung muss stark genug sein, um das Insekt in einer starren Ausrichtung zu halten und eine Ablösung während der Bewegung zu verhindern, ohne die natürliche Flügelbewegung während des Fluges zu stören. Der Befestigungsprozess erfordert Geschicklichkeit, Finesse und Geschwindigkeit, um Videoaufnahmen des Prozesses für Wurzelwürmer von Wert zu machen.

Einleitung

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Der westliche Maiswurzelwurm Diabrotica virgifera virgifera LeConte (Coleoptera: Chrysomelidae) wurde 1909 als Schädling von kultiviertem Mais identifiziert1. Heute ist es der wichtigste Schädling von Mais(Zea mays L.) im US-Maisgürtel, mit Larven Fütterung auf Maiswurzeln verursacht den größten Teil der Ertragsverluste mit diesem Schädling verbunden. Die jährlichen Kosten für Management- und Maisproduktionsverluste durch Maiswurzelwürmer werden auf über 1MilliardeUS-Dollar geschätzt. Der westliche Maiswurzelwurm ist sehr anpassungsfähig, und Populationen haben Resistenzen gegen mehrere Managementstrategien entwickelt, einschließlich Insektizide, Fruchtfolge und transgenem Bt-Mais3. Die Bestimmung räumlicher Dimensionen, bei denen Taktiken angewendet werden müssen, um die lokale Entwicklung des Widerstands oder eines Widerstands-Hotspots zu mildern, hängt von einem besseren Verständnis der Dispersion4ab. Minderungsmaßnahmen werden nicht erfolgreich sein, wenn sie auf zu kleine räumliche Skalen um einen Widerstands-Hotspot beschränkt sind, da resistente Erwachsene sich über den Minderungsbereich5verteilen. Das Verständnis des Flugverhaltens des westlichen Maiswurzelwurms ist wichtig, um effektive Resistenzmanagementpläne für diesen Schädling zu erstellen.

Die Zerstreuung durch Den Flug spielt eine wichtige Rolle in der Geschichte und Ökologie des westlichen Maiswurzelwurms im Erwachsenenwesten6, und das Flugverhalten dieses Schädlings kann im Labor untersucht werden. Es können mehrere Methoden zur Messung des Flugverhaltens im Labor verwendet werden. Ein Aktograph, der den Flug in einer vertikalen Ebene einschränkt, kann die Zeit messen, in der ein Insekt im Flug eingesetzt wird. Actographen wurden verwendet, um Flugdauer und Periodizitätsmuster von westlichen Maiswurzelwurmmännchen und -weibchen in verschiedenen Altersstufen, Körpergrößen, Temperaturen, Insektizidanfälligkeit und Insektizidexposition7,8, 9. Flugtunnel, die aus einer Tracking-Kammer und einem gerichteten Luftstrom bestehen, sind besonders nützlich, um das Verhalten von Insektenflugzusteinen zu untersuchen, wenn sie einer Geruchsfahne folgen, wie z. B. Pheromonkomponenten10 oder Pflanzenflüchtige11. Flugmühlen sind vielleicht die häufigste Methode für Laborstudien des Insektenflugverhaltens und können verschiedene Aspekte der Flugneigung und Leistung charakterisieren. Laborflugmühlen wurden in Studien des westlichen Maiswurzelwurms eingesetzt, um die Neigung zu kurzen und anhaltenden Flügen sowie die hormonelle Kontrolle von Dauerflug12,13zu charakterisieren.

Flugmühlen bieten eine relativ einfache Möglichkeit, das Flugverhalten von Insekten unter Laborbedingungen zu untersuchen, indem sie es den Forschern ermöglichen, verschiedene Flugparameter wie Periodizität, Geschwindigkeit, Entfernung und Dauer zu messen. Viele der heute verwendeten Flugmühlen stammen aus den Kreisverkehren Kennedy et al.14 und Krogh und Weis-Fogh15. Flugmühlen können in Form und Größe unterschiedlich sein, aber das Grundprinzip bleibt gleich. Ein Insekt wird gefesselt und an einem radialen horizontalen Arm befestigt, der frei zu drehen ist, mit minimaler Reibung, um eine vertikale Welle. Während das Insekt vorwärts fliegt, ist sein Weg darauf beschränkt, in einer horizontalen Ebene zu kreisen, wobei die zurückgelegte Entfernung pro Drehung durch die Länge des Arms diktiert wird. Ein Sensor wird in der Regel verwendet, um jede Drehung des Arms zu erkennen, die durch die Flugaktivität des Insekts verursacht wird. Zu den Rohdaten gehören Rotationen pro Zeiteinheit und Zeitpunkt des Fluges. Die Daten werden zur Aufzeichnung in einen Computer eingespeist. Daten von mehreren Flugmühlen werden häufig parallel aufgezeichnet, im Wesentlichen gleichzeitig, wobei Banken von 16 und 32 Flugmühlen üblich sind. Die Rohdaten werden von einer benutzerdefinierten Software weiterverarbeitet, um Werte für Variablen wie Fluggeschwindigkeit, Gesamtzahl der getrennten Flüge, Entfernung und Dauer der Geflogene usw. bereitzustellen.

Jede Insektenart ist anders, wenn es um die beste Methode zum Anbinden kommt, wegen morphologischer Variablen wie Gesamtgröße, Größe und Form des Zielbereichs für die Befestigung des Tethers, Weichheit und Flexibilität des Insekts, Bedarf und Methode für Anästhesisierung, Potenzial für Fouling der Flügel und /oder Kopf mit verlegten oder Überlaufkleber, und viele, viele mehr Details. Bei visualisiertem Tethering eines plataspid enbugs16 und eines Ambrosiakäfers17sind die jeweiligen Zielflächen für tether attachment relativ groß und verzeihen eine ungenaue Klebeplatzierung, da Kopf und Flügel etwas gut von der Anlageseite getrennt. Dies soll nicht die Schwierigkeit herunterspielen, diese Insekten zu festzuführen, was für jede Art anspruchsvoll ist. Aber der westliche Maiswurzelwurm ist ein besonders herausforderndes Insekt zum Anfassen: Das Pronotum ist schmal und kurz, so dass eine sehr präzise Befestigung mit einer minimalen Menge klebstoff (in diesem Fall Zahnwachs) notwendig ist, um Störungen beim Öffnen des Elytra zu verhindern. für den Flug und mit dem Kopf, wo der Kontakt mit Augen oder Antennen das Verhalten beeinflussen kann. Gleichzeitig muss der Tether fest befestigt werden, um eine Auflösung durch diesen starken Flyer zu vermeiden. Die Demonstration des Anteders von Wurzelwurm-Erwachsenen ist das wichtigste Angebot in diesem Papier. Es sollte anderen helfen, die mit diesem oder ähnlichen Insekten arbeiten, wo die hier visualisierte Methode eine nützliche Option sein könnte.

Dieser Artikel beschreibt Methoden, die verwendet werden, um effektiv zu hegen und die Flugaktivität von westlichen Maiswurzelwurm-Erwachsenen zu charakterisieren, die in verschiedenen Larvendichten aufgezogen wurden. Die in dieser Studie verwendeten Flugmühlen und Software (Abbildung 1) wurden von Entwürfen abgeleitet, die von Jones et al.18 Tethering-Techniken im Internet veröffentlicht wurden. in einer Umweltkammer untergebracht, die zur Steuerung von Beleuchtung, Feuchtigkeit und Temperatur entwickelt wurde (Abbildung 2). Die Verwendung dieses oder ähnlicher Einrichtung zusammen mit den folgenden Techniken ermöglicht das Testen von Faktoren, die die Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms beeinflussen können, einschließlich Alter, Geschlecht, Temperatur, Photoperiode und viele andere.

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Protokoll

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1. Hinterer westlicher Maiswurzelwurm für Flugtests

HINWEIS: Wenn das Alter des Erwachsenen kontrolliert oder bekannt sein muss, müssen Erwachsene zuerst auf dem Feld gesammelt werden, und dann ihre Nachkommen zur Erprobung ins Erwachsenenalter aufziehen. Wenn das Alter des Käfers oder eine standardisierte Aufzuchtumgebung nicht bedenklich ist, kann es möglich sein, direkt feldeingebundene Erwachsene zu testen, und das Protokoll kann mit Schritt 2 beginnen.

  1. Sammeln Sie mindestens 500 westliche Maiswurzelwurm Erwachsene aus einem Maisfeld von Interesse, um sicherzustellen, dass genügend Eier für die Aufzucht einer ausreichenden Anzahl von Erwachsenen erhalten werden. Verwenden Sie einen manuellen Aspirator, um Erwachsene aus dem Feld zu sammeln.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, Erwachsene während der Höchstmenge zu sammeln, etwa Ende Juli im US-Maisgürtel, um die Sammlung beider Geschlechter zu gewährleisten. Die meisten Erwachsenen werden Männlich sein, wenn früher gesammelt, während die meisten Frauen sein, wenn später gesammelt.
  2. Legen Sie die gesammelten männlichen und weiblichen Erwachsenen in einen Maschenkäfig mit gehacktem Maisohr, Maisblattgewebe, 1,5% Agar fest und einem Ovipositionssubstrat. Ein 18 x 18 x 18 cm großer Käfig (Maschenöffnung 44 x 32, 650 m Blende) kann bis zu 500 Erwachsene gleichzeitig aufnehmen.
    1. Verwenden Sie den maisanbauauf dem Feld als Quelle des Maisohrs, das im R3 gepflückt wird, oder Milchstufe der Kernelentwicklung19. Der R3-Kern ist außen gelb, während die innere Flüssigkeit aufgrund der sich ansammelnden Stärke milchig weiß ist. Maisohren können eingefroren und bis zu einem Jahr gelagert werden, bis sie benötigt werden. Um den Wurzelwurm zu füttern, entfernen Sie die Schale und hacken Sie den Mais in horizontale Querschnitte von ca. 3 cm Dicke. Gehackter Mais ist die primäre Ernährung für die Erwachsenen und sollte zweimal pro Woche ausgewechselt werden.
    2. Erhalten Sie Blätter von gewächseigenen Maispflanzen jeden Alters. Die Menge des Blattgewebes variiert mit der Anzahl der Erwachsenen im Käfig. Vermeiden Sie die Verwendung von Feldpflanzen, da sie Krankheiten einführen können.
    3. Um den festen Agar zu machen, mischen Sie 15 g Agarpulver mit 1 L DI-Wasser. Erhitzen Sie die Mischung bis zum Kochen. Gießen Sie die Flüssigkeit in Petrischalen (100 mm x 15 mm), während es heiß ist. Legen Sie einen Deckel auf die Petrischale einmal abkühlen und legen Sie sie in kalte Lagerung (6° C). Agar versorgt Erwachsene mit einer Feuchtigkeitsquelle und sollte zweimal pro Woche ausgewechselt werden.
    4. Um ein Ovipositionssubstrat vorzubereiten, legen Sie 40 g gesiebten Feldboden (<180 m) in eine Petrischale. Befeuchten Sie den Boden mit entionisiertem Wasser. Stellen Sie sicher, dass der Boden am Boden der Petrischale nass erscheint. Erzielen Sie die Spitze des befeuchteten Bodens mit einem Nadelwerkzeug. Entfernen Sie das Ovipositionssubstrat wöchentlich und legen Sie es mindestens einen Monat lang bei 25° C und 60% RH in einen Inkubator.
  3. Nachdem Sie einen Monat lang Eier inkubiert haben, waschen Sie den Inhalt des Ovipositionssubstrats durch ein 250-m-Sieb, bis der gesamte Boden entfernt ist. Quantifizieren Sie die Eier, indem Sie gewaschene Eier in einen 10-ml-Zylinder legen. Es gibt ca. 10.000 Eier pro 1 ml.
  4. Die quantifizierten Eier in einen 44-ml-Behälter geben und mit gesiebtem Feldboden bedecken (<180 m). Westliche Maiswurzelwurmeier durchmachen eine obligate Diapause durch den Winter20. Um die Diapause zu unterbrechen, legen Sie die Eier mindestens 6 Monate in die Kühllagerung (6° C).
    HINWEIS: Eier können länger als 5 Monate im Kühllager aufbewahrt werden, aber die Lebensfähigkeit von Eiern nimmt mit der Zeit ab. Nach 12 Monaten kann es wenig bis gar keine Luke geben.
  5. Nach mindestens 5 Monaten die Eier aus der Kühllagerung entfernen und bei 25° C und 60% RH in einen Inkubator stellen. Neonate schlüpfen bereits 16 Tage nach dem Entfernen aus der Kühllagerung.
  6. Sobald die Eier schlüpfen, legen Sie drei keimende Kerne an den Boden eines 44-ml-Kunststoffbehälters mit freiliegenden Wurzeln (d. h. nicht mit Erde bedeckt). Verwenden Sie eine weiche Borstenbürste, um 12 Neonate auf die Oberfläche der Wurzeln zu übertragen.
  7. 4,5 ml DI-Wasser auf 40 ml gesiebtem Boden (<600 m) geben. Legen Sie den befeuchteten Boden über die keimenden Kerne, die mit Neonaten befallen wurden, und bedecken Sie den Behälter mit Mesh-Gewebe, um zu verhindern, dass Larven entkommen.
  8. Am selben Tag, an dem der 44-ml-Kunststoffbehälter mit Neonaten aufgesetzt ist, bereiten Sie einen 473-ml-Behälter mit Maiskernen vor, die nicht gekeimt sind. Die Wurzelwurmlarven werden später in diesen größeren Behälter überführt. Die Anzahl der Kerne bestimmt die gewünschte Larvendichte pro Pflanze. 120 g Bodenmischung, bestehend aus 50% gesiebten Feldböden (<600 m) und 50% Blumenerde mit 20 ml entionisiertem Wasser befeuchtet hinzufügen.
  9. Übertragen Sie nach 7 Tagen den gesamten Inhalt des 44-ml-Containers in den 473-ml-Container. Die Larven werden zum Zeitpunkt des Transfers die zweite Insterne sein.
    HINWEIS: Diese Übertragung in einen größeren Behälter ist notwendig, um Larven mit genügend Wurzelmasse für die Fütterung durch Verpfupation zu versorgen.
  10. Beobachten Sie das Auftauchen von Erwachsenen in der Regel etwa 26 Tage nach der Eiluke. Erwachsene sind aktive Flieger beim Auftauchen und können dem 473-ml-Container entkommen, wenn sie versuchen, sie von Hand zu sammeln. Verwenden Sie stattdessen ein Vakuum mit einem Aspirator, um Erwachsene zu sammeln.
  11. Segregate Erwachsene nach Geschlecht und / oder Datum, wenn für Vergleichstests erforderlich. Das Geschlecht des westlichen Maiswurzelwurms kann durch Beobachtung der Morphologie des prothorakalen Basitarsi21bestimmt werden. Männchen haben breite, quadratische prothorakale Basitarsi, während die von Weibchen schmal und konisch geformt sind.
    1. Den Käfer in eine 45-ml-klar polystyrol-Kunststoff-Durchstechflasche geben und mit einem Deckel mit 6 kleinen Löchern (1 mm Durchmesser) abdecken.
    2. Anästhesisieren Sie den Käfer. Legen Sie das Ende eines Rohres, das an einemCO2-Tankregler befestigt ist, über die Löcher im Deckel und lassen Sie einen sanftenCO2-Fluss für ca. 10 bis 15 s in das Rohr gelangen, bis der Erwachsene den Halt an der Wand der Durchstechflasche verliert.
      HINWEIS: Das anästhesierte Insekt bleibt ca. 1 min immobilisiert.
    3. Legen Sie den anästhesierten Käfer, ventrale Seite nach oben, auf eine umgekehrte Kunststoff-Petrischale Boden. Legen Sie den nicht invertierten Deckel der Petrischale vorsichtig über den Käfer. Stellen Sie sicher, dass die Tarsi des Käfers gegen den Deckel drücken, so dass eine einfache Beobachtung der prothorakalen Basitarsi unter einem Sezierendes Mikroskop.
  12. Wenn das Experiment erfordert, dass Käfer vor dem Flug gepaart werden, dann verwenden Sie Männchen mindestens 5 Tage alt, um mit den neu entstandenen Weibchen zu paaren.
    HINWEIS: Die Verwendung älterer Männchen stellt sicher, dass sie nach ihrer Einführung in jungfräuliche Weibchen geschlechtsreif sind. Frauen sind nach erwachsenen Aufkommen geschlechtsreif, während Männer 5 bis 7 Tage nach der Entstehung benötigen, um die Geschlechtsreife zu erreichen22,23.

2. Starten Sie das Flugmühlen-Softwareprogramm vor dem Flugtest

HINWEIS: Die Flugmühlenprogrammdateien (.vi Dateierweiterungen, die in einer kommerziellen Softwareplattform laufen, siehe Tabelle der Materialien) und Details für ihre Verwendung werden zum Download über Links zur Verfügung gestellt ("Datenanalyseroutine" und "Circular Flight Mill Instructions", bzw.) im Abschnitt "Flugmühlenverdrahtung und Software" auf der Jones et al.18 Website. Wenn die Programme in neueren oder zukünftigen Versionen der Softwareplattform nicht mehr funktionieren oder wenn der Benutzer neue Funktionen hinzufügen möchte, können die von Jones et al. 18 bereitgestellten Routinen vom Benutzer nach Bedarf geändert werden.

  1. Öffnen Sie das Flugmühlen-Softwareprogramm (Abbildung 3).
  2. Geben Sie die Informationen unter der Registerkarte Initialisierung ein.
    1. Legen Sie die Start- und Endzeit für die gewünschte Dauer des Flugtests fest.
      HINWEIS: Alle Erwachsenen sollten bis 30 min vor der Startzeit an Flugmühlen gefesselt und montiert werden. Es kann eine erfahrene Person 30 min bis 45 min dauern, um zu tether und bereiten 16 Käfer für Flugtests (siehe Abschnitt 3).
    2. Stellen Sie den Min-Schwellenwert (min) auf 0 ein. Dadurch wird sichergestellt, dass jede Erkennung des Flugarms aufgezeichnet wird, und ist die standardempfohlene von Jones et al. 18.
    3. Stellen Sie den Max-Schwellenwert (min) auf 1 ein. Hier wurde 1 min verwendet. Dieser Wert bedeutet, dass 1 min zwischen der Sensorerkennung des Flugarms vergehen muss, um das Ende eines Fluges zu "rufen".
    4. Geben Sie einen Namen für die Datei ein.
    5. Legen Sie das Rohdatenprotokollintervall (min) auf 1 fest. Dieser Wert steuert das Intervall, über das die Rohdaten für die Ausgabeberichterstattung kompiliert werden. Hier ist es auf 1 min eingestellt. So wird z.B. die Ausgabe von Umdrehungen pro Minute protokolliert.
      ANMERKUNG: Das tatsächliche Zeitintervall zwischen dem elektronischen Scannen der Sensoraktivität ist sehr kurz, aber ein Intervall von 1 min ermöglicht die Protokollierung in einem ausreichend großen Maßstab für die meisten Forschungszwecke, während die Anzahl der Zeilen in der Tabellenkalkulation auf eine angemessene Anzahl beschränkt wird. zur Untersuchung mit dem Auge.
  3. Füllen Sie unter der Registerkarte Betreffinformationen die Spalten mit der Bezeichnung ID, Ernährung, Geschlecht, Arten und Kommentare nach Belieben aus.
  4. Klicken Sie auf die START-Schaltfläche auf der linken Seite des Bildschirmdisplays. Das Programm beginnt mit dem Sammeln von Rohdaten, sobald die aktuelle Zeit mit der Startzeitübereinstimmt.

3. Tether westlicher Maiswurzelwurm zur Flugmühle

  1. Biegen Sie einen 40-mm-Längen-Stahldraht mit 28-Spur-Stahl 90° in der Mitte.
    HINWEIS: Der Draht kann auch aus einem anderen Metall wie Kupfer oder Messing sein.
  2. Nehmen Sie eine kleine Menge Zahnwachs, etwas größer als ein Pinhead, und rollen Sie es zwischen den Fingerspitzen, bis eine Kugel gebildet wird. Stellen Sie sicher, dass die Finger sauber sind, um zu verhindern, dass Schmutz, Schmutz und Öl in das Wachs einfließen, da es das Anhaften des Wachses am Insekt verhindern kann.
  3. Schieben Sie ein Ende der 40 mm den gebogenen Draht in die Mitte der Kugel aus Wachs.
  4. Anästhetisieren Sie den Test Erwachsener mit CO2 wie oben beschrieben (siehe 1.11.1 und 1.11.2).
  5. Legen Sie den anästhesierten Erwachsenen auf eine flache Oberfläche und positionieren Sie seine Rückenseite nach oben. Wenn der Käfer nicht ganz flach auf der Oberfläche liegt, positionieren Sie die Beine so, dass sie es tun. Es ist wichtig, dass der Käfer so flach wie möglich auf der Oberfläche liegt, um die korrekte Positionierung des Drahtes zu gewährleisten.
  6. Kurz (< 1 s) erhitzen Sie das Zahnwachs auf dem Draht mit einem Butanfeuerzeug. Wenn das Wachs zu lange erhitzt wird, fällt das geschmolzene Wachs vom Draht ab. Verwenden Sie das Wachs nicht wieder, wenn es vom Draht gefallen ist, da es nicht effektiv an der Insektenhaut haftet.
  7. Legen Sie das Ende des Stahldrahtes mit dem geschmolzenen Zahnwachs vorsichtig auf die dorsale Oberfläche des Pronotums, während Sie das andere Ende des Drahtes (d. h. das Ende ohne Zahnwachs) entlang der Mittellinie des Bauches zeigen. Alternativ weisen Sie auf Wunsch das Ende des Drahtes ohne das Zahnwachs auf den Kopf. In diesem Fall drückt ein fliegender Käfer den Flugarm, anstatt ihn zu ziehen. Achten Sie darauf, dass das geschmolzene Wachs nicht auf das Elytra oder seine Nähte gelangt, da es den Flug verhindern oder behindern kann.
  8. Legen Sie das freie Ende des Drahtes in die Öffnung des Hohlmetallrohrs des Flugmühlenarms. Stellen Sie sicher, dass der Draht so fest sitzt, dass er durch Reibung an Ort und Stelle hält. Der gefesselte Käfer kann so positioniert werden, dass er entweder im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn fliegt.
  9. Unmittelbar nach der Montage eines Käfers, reißen Sie ein kleines Stück (ca. 1 cm Durchmesser) Von Tissuepapier aus einem größeren Gewebe. Bieten Sie das Gewebestück dem gefesselten Käfer an, der an der Flugmühle hängt, für den Tarsalkontakt; Die meisten Käfer greifen das Gewebe und halten es gegen die Schwerkraft, bis sie es zu Beginn ihrer ersten Flugaktivität freisetzen. Dies wird das anfängliche Flucht- oder Landeflugverhalten erheblich reduzieren.
    HINWEIS: Die Anwesenheit des Menschen im Flug-Testraum sollte auf das Anbringen und Entfernen von Erwachsenen aus den Flugmühlen beschränkt sein. Die Testphase beginnt in der Regel erst nach Ablauf von mindestens 30 min seit der Anhaftung (siehe Anmerkung unter 2.2.1), und Der Mensch sollte während dieser Zeit oder während der Testphase selbst nicht im Flugraum anwesend sein.
  10. Entfernen Sie alle fluggeprüften Erwachsenen nach Abschluss eines Flugmühlentests. Entfernen Sie die Wachsperle, die den Tether mit dem Pronotum verbindet, indem Sie den Draht vorsichtig vom Pronotum wegschälen. Das Wachs trennt sich leicht, ohne die Nagelhaut zu beschädigen, so dass das Insekt auf Wunsch für weitere Experimente zur Verfügung steht.

4. Speichern Sie die im Flugmühlenprogramm gesammelten Daten.

  1. Das Programm kann entweder auf MANUAL oder AUTOeingestellt werden. Wenn das Programm auf manuell eingestellt ist, muss der Benutzer das Programm beenden, indem er auf die Schaltfläche STOP klickt. Wenn das Programm auf AUTOeingestellt ist, stoppt das Programm das Sammeln von Rohdaten, sobald die aktuelle Zeit mit der Endzeitübereinstimmt.
  2. Klicken Sie nach Ablauf des Flugtestzeitraums auf EXIT.
  3. Stellen Sie sicher, dass eine TDMS-Datei unter dem Dateinamen gespeichert wird, der während der Programminitialisierung eingegeben wurde (Schritt 2.2).
  4. Klicken Sie auf die TDMS-Datei und speichern Sie das Dokument als Kalkulationstabelle (.xlsx).

5. Flugparameter aus der gespeicherten Kalkulationstabelle abrufen (.xlsx)

HINWEIS: Eine Kalkulationstabelle kann speziell entwickelt werden, um die Rohdatenausgabe der Flugmühlensoftware zu manipulieren. Hier war das Softwareprogramm das gleiche wie von Jones et al. 18beschrieben, aber eine zusätzliche Routine wurde hinzugefügt, um den längsten ununterbrochenen Flug eines einzelnen Insekts während der Testphase zu erkennen und zusammenzufassen.

  1. Für jede Person, die an der Flugaktivität beteiligt ist, enthält die Tabelle die folgenden Informationen: Flugnummer, Gesamtumdrehungen, Startzeit, Endzeit und Flugdauer in Minuten.
    1. Um die im Testzeitraum geflogene Gesamtentfernung zu berechnen, summieren Sie die Spalte mit der Bezeichnung "Total Revs" und multiplizieren Sie sie mit der pro Umdrehung geflogenen Entfernung. Die Entfernung pro Umdrehung hängt von der Länge des Flugarms vom zentralen Drehpunkt zum angeschlossenen Insekt ab. Wenn dieser Abstand beispielsweise 15,9 cm beträgt, entspricht jede Umdrehung einem geflogenen Meter. Die Gesamtzahl der Umdrehungen finden Sie auch auf der Registerkarte "Teststatistiken".
    2. Um die Gesamtdauer des Testzeitraums zu berechnen, summieren Sie die Spalte mit der Bezeichnung "Flugdauer (min)".
    3. Um die Entfernung und Dauer des längsten ununterbrochenen Fluges zu bestimmen, gehen Sie auf die Registerkarte "Teststatistiken" und sehen Sie unter der Spalte mit der Bezeichnung 'Longest Flight'.
    4. Die Fluggeschwindigkeit kann berechnet werden, indem die geflogene Entfernung durch die Flugdauer dividiert wird. Bei Insekten wird die Geschwindigkeit üblicherweise in m/s oder km/h ausgedrückt.

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Ergebnisse

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Abbildung 4 zeigt repräsentative Beispiele für Die ergebnisse, die nach Flugtests erwartet werden. Flugdaten wurden aus experimentellen Arbeiten am Department of Entomology der Iowa State University gewonnen. Die sechs Tage alten, gepaarten weiblichen westlichen Maiswurzelwürmer wurden an Flugmühlen gefesselt und in eine kontrollierte Umweltkammer mit 14:10 L:D, 60 % RH und 25° C gebracht. Die Käfer wurden 22 aufeinanderfolgende Stunden lang auf den Flugmühlen zurückgelassen, beginnend 30 mi...

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Diskussion

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Die Charakterisierung des westlichen Maiswurzelwurmflugverhaltens ist wichtig für die Entwicklung effektiver Resistenzmanagementpläne. Das Flugverhalten dieses Schädlings wurde im Labor mit verschiedenen Methoden untersucht, darunter Aktographen, Flugtunnel und Flugmühlen. Flugmühlen, wie in diesem Papier beschrieben und veranschaulicht, ermöglichen es Insekten, ununterbrochene Flüge zu machen, so dass Forscher Flugparameter wie Entfernung, Dauer, Periodizität und Geschwindigkeit einzelner Flüge über einen gesamten Testz...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

E.Y.Y.s Graduiertenassistenz wurde von der National Science Foundation I/UCRC, dem Center for Arthropod Management Technologies, unter Grant No. IIP-1338775 und Industriepartner.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Butan-Mehrzweck-FeuerzeugBICUXMPFD2DCZum Erweichen von Wachs beim Anbinden
Klares Polystyrol-Kunststofffläschchen (45 ml)Freund Behälter und ZubehörAS112Zum Halten von Käfern während der Betäubung
Dehydriertes Nährmedium, Agar-PulverFisher ScientificS14153Zur Herstellung von Agar zum Halten von Feuchtigkeit für Erwachsene
Delrin-Stab (1" Durchmesser, 3,75" lang)Viele Anbieter: können am günstigsten im Internet nutzen.Für Post of Flight Mill
DenDental WaxDenTek47701000335Haftet Drahtseil an Prothorax
Ferrit-Ringmagneten (OD: 0,69", ID: 0,29", Dicke: 0,118"; 7oz Zug)Magnet Shop63B06929118Gegenüberliegend - um den Schwimmer zu erzeugen.
Hall-Effekt-SensorOptikincOHN3120USchauen Sie unter Magnetsensoren auf der linken Seite der Optekinc-Website nach und suchen Sie dann nach der Teilenummer. Es wird ein Link für aktuelle Lieferanten angegeben.
Injektionsschlauch (22 Gauge; 0,0358" Außendurchmesser x 0,01975" ID x 0,004" wand)Small Parts, Inc.HTX-22T-12Wird für Flugmühlenarme und Hauptachsenstange verwendet.
Inkubator (104,1 x 85,4 x 196,1 cm)Percival ScientificI-41VL
LabVIEW Vollständige Entwicklung Systemsoftware, Systemdesign-PlattformNational Instruments (siehe http://www.ni.com/en-us/shop/labview/select-edition.html)LabVIEW 2018 (Vollausgabe) Bietet die zum Ausführen von Flight-Mill-Dateien (.vi-Erweiterungen) erforderliche Umgebung, die von Jones et al.18 unter http://entomology.tfrec.wsu.edu/VPJ_Lab/Flight-Mill.  heruntergeladen werden können; LabVIEW 2018 Full ist kompatibel mit Win/Mac/Linux-Betriebssystemen.
Netzkäfig (18 x 18 x 18 cm)MegaView Science Co. Ltd.BugDorm-4M1515Maschenweite = 44 x 32, 650 µ m aperture
NadelwerkzeugBLICK34920-1063Zum Einritzen von Bodenoberflächen für die Eiablage im Labor
Nickel-Ringmagnete (3/16" Außendurchmesser x 1/16" Kennung x: 1/16" dick)K& J MagneticsR311Wird verwendet, um den digitalen Hall-Effekt-Sensor auszulösen.
Petrischale (100 mm x 15 mm)Fisher ScientificS33580A
Kunststoffbehälter (44 ml)Dart150PCFür die Erstaufzucht junger Larven
Kunststoffbehälter (473 ml)Placon22885Für die Aufzucht älterer Larven
Rundbürste (Größe 2)Simply Simmons10472906Zum Umfüllen von frisch geschlüpften Neugeborenen auf die Oberfläche der Wurzeln
Sieb ( 250-& Mikro; m)Fisher Scientific08-418-05Zum Trennen von Eiern vom Boden
Stahldraht (28 Gauge)The Hillman Group38902350282
Teflonstab (3/8" Durchmesser, 3/4" Länge)United States Plastic Corporation47503Zur Aufnahme des rotierenden Arms.
Vakuum Gast Manufacturing, Inc.1531-107B-G288XFür aspirierende Erwachsene im Labor
Poly-Chiffon-GewebeHobby Lobby 194811Um das Entweichen von Larven aus dem Aufzuchtbehälter zu verhindern
Weißes

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gillette, C. P. Diabrotica virgifera Lec. as a corn root-worm. Journal of Economic Entomology. 5 (4), 364-366 (1912).
  2. Rice, M. E. Transgenic rootworm corn: assessing potential agronomic, economic, and environmental benefits. Plant Management Network. , (2004).
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