Eine Methode zur Quantifizierung von Laub-Behausungs-Arthropoden

Summary

Wir beschreiben, wie BlattbehausungShropoden quantifiziert werden, indem die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material abgeschnitten und eingefroren und das zuvor gefrorene Material in Wasser entspült wird, um Arthropoden zur Quantifizierung vom Substrat zu trennen.

Abstract

Terrestrische Arthropoden spielen eine wichtige Rolle in unserer Umwelt. Die Quantifizierung von Arthropoden in einer Weise, die einen präzisen Index oder Schätzungen der Dichte ermöglicht, erfordert eine Methode mit hoher Nachweiswahrscheinlichkeit und einem bekannten Probenahmegebiet. Während die meisten beschriebenen Methoden eine qualitative oder semiquantitative Schätzung liefern, die für die Beschreibung von Artenpräsenz, Reichtum und Vielfalt geeignet ist, bieten nur wenige eine ausreichend konsistente Nachweiswahrscheinlichkeit und bekannte oder konsistente Probenahmegebiete, um einen Index oder eine Schätzung mit ausreichender Genauigkeit, um Unterschiede in der Häufigkeit zwischen Umgebungs-, Räum- oder Zeitvariablen zu erkennen. Wir beschreiben, wie Blattbewohnende Arthropoden quantifizieren, indem man die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material schneidet und einfriert und das zuvor gefrorene Material in Wasser spült, um Arthropoden vom Substrat zu trennen und zu quantifizieren. Wie wir zeigen, kann diese Methode auf einer Landschaftsskala verwendet werden, um Blattbehausende Arthropoden mit ausreichender Präzision zu quantifizieren, um zu testen und zu beschreiben, wie räumliche, zeitliche, ökologische und ökologische Variablen Dendurchreich und Überfluss der Arthropoden beeinflussen. Diese Methode ermöglichte es uns, Unterschiede in der Dichte, dem Reichtum und der Vielfalt der Blattbewohnenden Arthropoden zwischen 5 Gattungen von Bäumen zu erkennen, die häufig in südöstlichen Laubwäldern zu finden sind.

Introduction

Terrestrische Arthropoden spielen eine wichtige Rolle in unserem Ökosystem. Neben wissenschaftlichem Interesse können Arthropoden sowohl schädlich als auch nutzbringend für Kulturen, Gartenbaupflanzen und natürliche Vegetation sein und eine wichtige trophische Funktion in Nahrungsbahnen bieten. Daher ist das Verständnis der Faktoren, die die Entwicklung und Fülle von Arthropoden beeinflussen, von entscheidender Bedeutung für Landwirte, Schädlingsbekämpfungsmanager, Pflanzenbiologen, Entomologen, Wildtierökologen und Naturschutzbiologen, die die Dynamik der Gemeinschaft untersuchen und insektenfressende Organismen zu bewirtschaften. Um Faktoren zu verstehen, die Arthropodengemeinschaften und Überfluss beeinflussen, müssen oft Individuen erfasst werden. Erfassungstechniken können im Allgemeinen in qualitative Techniken kategorisiert werden, die nur das Vorhandensein einer Art für Schätzungen des Artenreichtums, des Reichtums und der Vielfalt oder semiquantitative und quantitative Techniken, die einen Index oder eine Schätzung der Häufigkeit und Dichte von Individuen innerhalb einer taxonomischen Gruppe.

Qualitative Techniken, die nur Rückschlüsse auf das Vorhandensein einer Art oder Gemeinschaftsstruktur zulassen, haben eine unbekannte oder an sich geringe Nachweiswahrscheinlichkeit oder fehlen nicht, um Rückschlüsse auf die Nachweiswahrscheinlichkeit und die Größe der beprobten Fläche zu liefern. Da die Erkennungswahrscheinlichkeit mit diesen Techniken gering ist, schließt die mit der Detektion verbundene Variabilität eine angemessene Genauigkeit aus, um zu ableiten, wie erklärende Variablen die Meter der Arthropodenpopulation beeinflussen. Qualitative Techniken zur Schätzung der Anwesenheit sind Saugprobenahme¹, Lichtfallen², Emergenzfallen³, Fütterungsmuster auf Wurzeln⁴, Solerohre⁵, Köder⁶, Pheromon³, Fallfallfallen fallen ⁷, Malaise Fallen⁸, Fensterfallen⁹, Saugfallen¹⁰, Schlagschalen¹¹, Spinnennetze¹², Blattminen, frass¹³, Arthropoden Gallen¹⁴, Vegetation und Wurzelschaden¹⁵ .

Alternativ ermöglichen semiquantitative und quantitative Techniken es den Forschern, ein bestimmtes Probengebiet zu schätzen oder zumindest konsequent zu beproben und die Nachweiswahrscheinlichkeit zu schätzen oder anzunehmen, dass die Nachweiswahrscheinlichkeit nicht gerichtet und angemessen ist, verschleiern Sie die Fähigkeit des Forschers, räumliche oder zeitliche Variationen in Hülle und Fülle zu erkennen. Semiquantitative und quantitative Techniken umfassen Kehrnetze¹⁶, Saug- oder Vakuumprobenahme¹⁷, systematische Zählung sichtbarer Arthropoden¹⁸, Klebrige Fallen¹⁹, verschiedene Topffallen²⁰, Eingang oder Emergent Löcher²¹, chemische Knockdown²², klebrige und Wasser gefülltE Farbfallen²³, und Zweig Bagging und Clipping²⁴.

Die jüngsten anthropogen-induzierten Veränderungen der Klima- und Störungsregime haben zu dramatischen Veränderungen in pflanzengemeinschaften geführt, wodurch Wechselwirkungen zwischen pflanzengemeinschaftlichen Arten und Arthropodengemeinschaften zu einem aktiven Untersuchungsgebiet werden. Zu verstehen, wie sich Arthropodengemeinschaften mit der Zusammensetzung von Pflanzenarten unterscheiden, ist eine entscheidende Komponente, um die potenziellen wirtschaftlichen und ökologischen Auswirkungen von Veränderungen in Pflanzengemeinschaften zu verstehen. Es sind semiquantitative oder quantitative Methoden zur Quantifizierung des Gliederfüßerüberflusses mit ausreichender Präzision erforderlich, um Unterschiede zwischen Pflanzenarten zu erkennen. In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Indexierung von Laub-Wohnarthropoden, die mit angemessenem Aufwand eine angemessene Präzision lieferten, um Unterschiede in der individuellen Fülle und Biomasse, Vielfalt und Reichtum zwischen 5 Taxa von Bäumen zu identifizieren, die häufig in die südöstlichen Laubwälder Nordamerikas²⁵. Dieser Ansatz bot eine Präzision, die für die Schätzung des Überflusses ausreichte, um Rückschlüsse darauf zu ziehen, wie Veränderungen in der Artenzusammensetzung von Waldpflanzengemeinschaften aufgrund anthropisch modifizierter Störungsregime die Zusammensetzung von Arthropoden beeinflussen, Beeinflussung des Überflusses und der Verbreitung von höherer trophischer insektenfressender Vogel- und Säugetiere. Genauer gesagt, durch die Verwendung einer modifizierten Absacktechnik zuerst beschrieben von Crossley et al.²⁴, schätzten wir die Dichte der Oberfläche, Laub-Wohnung Arthropoden und testete die Vorhersage, dass wir Unterschiede in Derartithe, Reichtum und Fülle von Arthropoden im Laub der schneller wachsenden mehr xeric Arten von Bäumen im Vergleich zu langsamer wachsenden mehr mesischen Arten. Das Ziel dieses Artikels ist es, detaillierte Anweisungen der Technik zur Verfügung zu stellen.

Wir führten die Studie über den Shawnee National Forest (SNF) im Süden Illinoiss durch. Der SNF ist ein 115.738 ha großer Wald in der Region Central Hardwoods der Ozarks und Shawnee Hills Natural Divisions²⁶. Der Wald besteht aus einem Mosaik aus 37% Eichen-/Hickory-, 25% Gemischt-Upland-Laubhölzern, 16% Buchen/Ahorn und 10% Bodenlaub. Der SNF wird dominiert von zweiten Wachstum Eiche/Hickory in Upland xeric Bereiche und Zuckerahorn, amerikanische Buche und Tulpenbaum (Liriodendron tulipifera) in geschützten Mesic Täler^27,28.

Die Standortauswahl für diese Methode hängt von den übergeordneten Zielen der Studie ab. So bestand das Hauptziel unserer ursprünglichen Studie darin, Einen Einblick zu geben, wie Veränderungen in der Baumgemeinschaft höhere trophische Organismen beeinflussen könnten, indem die Metriken der laubbewohnenden Arthropoden-Gemeinschaft zwischen mesischen und xeric angepassten Baumgemeinschaften verglichen werden. Unser primäres Ziel war es daher, die Arthropodengemeinschaft auf einzelnen Bäumen innerhalb der Xeric- oder Mesikbaumgemeinschaft zu quantifizieren. Wir wählten 22 Studienplätze entlang einer Eiche/Hickory (xeric) bis Buche/Ahorn (mesic) dominierten Gradienten mit USFS Standabdeckungkarten (allveg2008.shp) in ArcGIS 10.1.1. Um mögliche Störeffekte zu vermeiden, wählten wir Standorte nach den folgenden Kriterien aus: nicht in Denrainergebieten, 12 ha, und innerhalb zusammenhängender Hochland-Laubwald-Lebensräume (d. h. Höhe über 120 m). Alle Standorte enthielten reife Bäume >50 Jahre alt in hügeligem Gelände, so dass ähnliche Hänge und Aspekte enthalten. Während die Grenzen der Buchen/Ahorn-Standorte anhand des Übergangs von Baumgemeinschaften unterschieden wurden, wurden Eichen-/Hickory-Standortgrenzen künstlich anhand von SNF-Deckkarten und ArcGIS 10.1.1 identifiziert. Alle Standorte waren große Waldblöcke in unvergletschertem Gelände; ihre Unterschiede in der Zusammensetzung der Baumarten waren nicht auf unterschiedliche Standortlagen in der Landschaft zurückzuführen, sondern repräsentativ für die frühere Landnutzung (z. B. klare Schnitte oder selektive Ernte). Wir haben die Karten geerdet, indem wir diskrete Polygon-Shapefiles jedes Studienortes in ein Handheld Global Positioning System (GPS) hochgeladen und die Zusammensetzung der Baumarten überprüft haben. Wir haben stichprobenartig (n = 5) an jedem Standort ausgewählt. An jedem Punkt haben wir vom 23. Mai bis zum 25. Juni 2014 drei Bäume von 0600 bis 1400 Stunden beprobt. Um Probenbäume zu lokalisieren, suchten wir nach außen zu einem 30 m Radius von Vegetationspunkten, bis reife Bäume (>20 cm d.b.h.) mit Ästen gefunden wurden, die niedrig genug für die Probe waren. Typischerweise wurden die drei reifen Bäume, die drei der fünf Gattungen (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron und Quercus) von Interesse darstellten und dem Mittelpunkt am nächsten waren, beprobt.

Protocol

1. Erstellen der Probenahmevorrichtung vor dem Gang zum Feld

1. Entfernen Sie mit Bolzenschneidern, großen Drahtschneidern oder einer elektrischen Schleifscheibe den unteren 1/3 des 30 cm Drahttomatenkäfigs, so dass er ca. 55 cm lang ist.
2. Schneiden Sie zwei, 50 cm Langebchen aus Aluminium oder ähnlich halbstarren Materialien, um sie als Befestigungsstäbe und Zahnspangen auf jeder Seite des größten Endes des Tomatenkäfigs zu verwenden. Verwenden Sie 38 cm vom Ende entfernt ein Tisch-Laster oder ein großes Greifwerkzeug wie Kanalschlösser, um die Klammer in einen Winkel von ca. 30° zu biegen. Befestigen Sie das längere Ende jeder der beiden Befestigungsstäbe an den gegenüberliegenden Seiten des Tomatenkäfigs mit Reißverschlüssen und Kanal oder Klebeband, um sicherzustellen, dass das Band um mindestens 6 cm des Käfigs und der Stange gewickelt ist. Achten Sie darauf, das Band um den Käfig und die Stange mehrmals zu wickeln, um sicherzustellen, dass der Käfig dauerhaft an der Stange befestigt ist.
3. Befestigen Sie das andere Ende jeder der beiden Befestigungsstäbe an den gegenüberliegenden Seiten des Endes eines ausziehbaren Pols mit Reißverschlüssen und Kanal oder Elektroband. Wickeln Sie das Band wie bisher mehrmals, um es dauerhaft zu befestigen, um sicherzustellen, dass das Band den Pol und die Stäbe um mindestens 6 cm überlappt. Seien Sie sicher, dass die Öffnung des Käfigs mit dem Ende des Teleskopmastens in Kontakt ist, wenn der Käfig befestigt ist.
4. Befestigen Sie den Käfig direkt am Ende der Stange mit Reißverschlüssen und elektrischem oder Kanalband. Befestigen Sie Klettverschlussstreifen an 3 Punkten an der Öffnung des Käfigs um 90° vom zuvor angebrachten Pol.
   HINWEIS: Diese Streifen werden später verwendet, um die Tasche offen zu halten.

2. Einschließen der Zweigstelle

1. Befestigen Sie 2 Haken-schleifen-Befestigunganstriche an der Äußeren Öffnung der Tasche, damit sie sich an der Ankundung des Käfigs ausrichten. Diese werden verwendet, um das Öffnen der Tasche an Ort und Stelle zu halten, während sie über einen Probenzweig gebracht wird. Achten Sie darauf, dass der Klettverschluss so ausgerichtet ist, dass beim Einlegen und Anbringen der Tasche die Öffnung zu den Zugschnüren der Tasche parallel zum Teleskoppol verläuft.
2. Legen Sie einen Küchenmüllbeutel im Küchenkorb mit einem Küchenkorb von 49 L in den Drahttomatenkäfig ein. Legen Sie einen Gator-Clip auf jede Seite der Unterseite der Tasche und befestigen Sie die Clips sowohl an der Tasche als auch am Drahtkäfig, um die Tasche gegen den Käfig zu halten. Wiederholen Sie das gleiche Verfahren für die Oberseite der Tasche mit einem Gator-Clip, der an der Zugschnur und dem Drahtkäfig gegenüber dem Pol befestigt ist.
3. Befestigen Sie Paracord an der Ziehschnur der Tasche, die dem Pol am nächsten liegt. Schneiden Sie vier Stück Kunststoff- oder Hartgummischläuche in 4 cm Abschnitte und befestigen Sie sie an vier Stellen mit Kanal oder Elektroband. Der erste sollte auf dem sich ausdehnenden Teil des Pols etwa 0,5 m vom Ende des Pols in der Nähe des Tomatenkäfigs platziert werden.  Die restlichen 3 sollten äquiabstand entlang des unteren Abschnitts des Verlängerungspols platziert werden, beginnend etwa 5 cm von der Oberseite des unteren Abschnitts (d. h. jeweils eine entlang der oberen, mittleren und unteren). Fädeln Sie das Ende der Paraschnur, die nicht an der Tasche befestigt ist, durch den Kunststoffschlauch.
4. Verwenden Sie für jeden Stichprobenbaum einen Zufallszahlengenerator, um eine Stichprobenhöhe auszuwählen, die sich innerhalb der Höhe des Verlängerungspols befindet, wenn sie bei maximaler Länge verlängert wird. Verwenden Sie einen Zufallszahlengenerator, um einen Stichprobenabstand vom Baumstamm auszuwählen. Identifizieren Sie einen Ast, der mit minimaler Störung des Laubs in den Beutel passt und die Höhe und der Abstand vom Stamm basierend auf den Zahlen ist, die aus dem Zufallszahlengenerator generiert werden.
5. Heben Sie den Abtastpol auf eine Höhe parallel zum gewünschten Ast. Schieben Sie die Tasche schnell über den Ast und ziehen Sie dann schnell die an den Ziehschnüren befestigten Schnürse auf der Tasche, um die Tasche zu versiegeln. Üben Sie dies ein paar Mal vor dem ersten Versuch, effizient bei der Einbeziehung des Laubs mit minimalen Störungen der Blätter zu werden.
6. Lassen Sie eine zweite Person den Ast an der Stelle neben der Öffnung der Tasche mit dem Verlängerungsstangenschneider beschneiden. Bringen Sie den Probenbeutel vorsichtig zu Boden und binden Sie die Ziehschnüre des Beutels schnell zu. Versuchen Sie, die Absack-, Schneid- und Beutelbindeschritte so schnell wie möglich abzuschließen, um zu verhindern, dass Insekten entkommen.
7. Bewahren Sie den verpackten Zweig in einem Gefrierschrank auf, bis er bereit ist, die Laborarthropodenanalyse durchzuführen.

3. Arthropodenanalyse

1. Halten Sie die gefrorene Tasche und Zweig aufrecht und schütteln Sie die Probe Zweig, während in der Tasche, um Arthropoden in die Tasche zu lösen. Entfernen Sie vorsichtig den Ast und spülen Sie in einer großen Sammelpfanne, um die verbleibenden Arthropoden zu entfernen. Leeres Restmaterial aus der Tasche in die Pfanne. Entfernen Sie alle nicht arthropoden Ablagerungen.
2. Trennen Sie Arthropoden in gewünschte taxonomische Gruppen. Beachten Sie Unterschiede zwischen Larven und Erwachsenen.
3. Quantifizieren Sie Arthropoden nach Belieben. Wenn Biomasse von Interesse ist, messen Sie entweder die Länge der Gliederfüßer und verwenden Sie die veröffentlichte Längenmassentabelle, um Biomasse abzuschätzen, oder legen Sie Arthropoden in kleine Trockenpfannen, trocknen Sie im Trockenschrank für 24 h bei 45 °C und wiegen Sie auf einer elektronischen Waage.

4. Abschätzen der Dichte

1. Zur Schätzung der Dichte und Kontrolle für die Variation der Blattstruktur und der Blattdichte zwischen Proben innerhalb von Baumarten und zwischen Baumarten entweder:
2. Zählen und messen Sie die Oberfläche der Blätter aus jeder Probe.
3. Die Blätter im Trockenschrank 48 h bei 45 °C trocknen und auf elektronischem Gleichgewicht wiegen.
4. Messen Sie die Länge aller holzigen Zweige innerhalb der Probe.
   HINWEIS: Die L-Unterschiede treten in Arthropodengemeinschaften auf, daher sollte die Probenahme während des gesamten Inferenzzeitraums durchgeführt werden.

Results

Wir sammelten 626 Proben von 323 einzelnen Bäumen, die 5 Baumgruppen zusammenstellen. Bei Schätzungen der gesamten Arthropodenbiomasse pro Meter der beprobten Astmenge lag der Standardfehler zwischen 12 % und 18 % des Mittelwerts für die 5 Baumgruppen (Tabelle 1). Diese Genauigkeit war ausreichend, um Variationen zwischen Baumgruppen und eine quadratische Veränderung der Biomasse mit Datum²⁵zu erkennen. Diese Technik lieferte mehr Präzision bei der...

Discussion

Zwei Notwendigkeiten der genau quantifizierenden Arthropodengemeinschaften sind relativ hohe Nachweiswahrscheinlichkeiten und bekannte oder konsistente Probenahmebereiche. Bei der Probenahme für Arthropoden kann die Erkennungswahrscheinlichkeit von weniger als 100 % entweder auf einzelne Arthropoden zurückgeführt werden, die Fallen vermeiden, oder auf einige Personen, die während der Verarbeitung unentdeckt waren. Abfangfallen, die fliegende Arthropoden abfangen (Malaise/Fensterfallen, Klebrige Fallen usw.) scheinen der ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
13 Gallonen Müllsäcke	Glad	78374
Aluminiumstange	Grainger	48ku20
Gartenschere	Bartlet Baumpfleger Versorgung	pp-125b-2stick
Teleskopstange	BES	TPF620
Tomatenkäfig	Gilbert und Bennet	42 Zoll verzinkt