Methodenartikel

Generierung eines Rattenmodells für akutes Leberversagen durch Kombination von 70% partieller Hepatektomie und Acetaminophen

DOI:

10.3791/60146

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27. November 2019

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1National Institute of Immunology, 2Center for Cellular and Molecular Biology

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Das in der aktuellen Studie entwickelte Modell für akutes Leberversagen stellt eine praktikable Alternative zur Untersuchung potenzieller Therapien dar. Das aktuelle Modell nutzt die kombinierte Wirkung von körperlichen und drogeninduzierten Leberverletzungen und bietet ein geeignetes Zeitfenster, um das Potenzial neuartiger Therapien zu untersuchen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Akutes Leberversagen (ALF) ist ein klinischer Zustand, der durch verschiedene Ätiologien verursacht wird, was zum Verlust von metabolischen, biochemischen, synthetisierenden und entgiftenden Funktionen der Leber führt. In den meisten irreversiblen Leberschäden, orthotrope Lebertransplantation (OLT) bleibt die einzige verfügbare Behandlung. Um das therapeutische Potenzial einer Behandlung für ALF zu untersuchen, ist ihre vorherige Prüfung in einem Tiermodell von ALF unerlässlich. In der aktuellen Studie wurde ein ALF-Modell bei Ratten entwickelt, indem 70% partielle Hepatectomie (PHx) und Injektionen von Acetaminophen (APAP) kombiniert wurden, das ein therapeutisches Fenster von 48 h bietet. Die medianen und linken seitlichen Lappen der Leber wurden entfernt, um 70% der Lebermasse zu verbrauchen und APAP wurde 24 h postchirurgisch für 2 Tage gegeben. Das Überleben bei ALF-induzierten Tieren wurde als stark verringert. Die Entwicklung von ALF wurde durch veränderte Serumspiegel der Enzyme Alanin-Aminotransferase (ALT), Aspartat-Aminotransferase (AST), alkalische Phosphatase (ALP); Veränderungen der Prothrombinzeit (PT); und Bewertung des international normalisierten Verhältnisses (INR). Die Untersuchung des Genexpressionsprofils durch qPCR ergab einen Anstieg der Expressionskonzentrationen von Genen, die an Apoptose, Entzündungen und am Fortschreiten der Leberverletzung beteiligt sind. Diffuse Degeneration von Hepatozyten und Infiltration von Immunzellen wurde durch histologische Auswertung beobachtet. Die Reversibilität von ALF wurde durch die Wiederherstellung des Überlebens- und Serumspiegels von ALT, AST und ALP nach intrasplenischer Transplantation syngenischer gesunder Rattenhepatozyten bestätigt. Dieses Modell stellt eine zuverlässige Alternative zu den verfügbaren ALF-Tiermodellen dar, um die Pathophysiologie von ALF zu untersuchen und das Potenzial einer neuartigen Therapie für ALF zu bewerten. Die Verwendung von zwei verschiedenen Ansätzen ermöglicht es auch, die kombinierte Wirkung von körperlichen und drogeninduzierten Leberverletzungen zu untersuchen. Die Reproduzierbarkeit und Durchführbarkeit des laufenden Verfahrens ist ein zusätzlicher Vorteil des Modells.

Einleitung

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Akutes Leberversagen (ALF) wird von der American Association for the Study of Liver Diseases als schnelle Entwicklung akuter Leberschäden ohne vorherige Anzeichen von Schäden definiert und ist durch eine schwere Beeinträchtigung der synthetischen, metabolischen und entgiftenden Funktionen der Leber gekennzeichnet1. ALF unterscheidet sich von chronischem Leberversagen, bei dem das Versagen als Folge von Leberschäden über einen langen Zeitraum verursacht und von akutem chronischem Leberversagen (ACLF), wo abrupte Leberschäden als Folge von chronischen Lebererkrankungen2,3,4. Die einzige verfügbare Heilung für ALF ist orthotopische Lebertransplantation (OLT), oder der Tod kann auftreten. Aufgrund des Mangels an Leberspendern ist die Sterblichkeitsrate bei Patienten mit ALF sehr hoch.

Um das Potenzial alternativer therapietherapeutischer Ansätze zu untersuchen und die Pathophysiologie von ALF besser zu verstehen, sind Tiermodelle erforderlich, die die ALF beim Menschen widerspiegeln können. Viele der bereits verfügbaren ALF-Tiermodelle weisen einige Mängel auf. Acetaminophen (APAP) Effekte sind schwer zu reproduzieren, haben aber die engsten Ähnlichkeiten in Bezug auf zeitliche, klinische, biochemische und pathologische Parameter. APAP-induzierte Tiermodelle stoßen häufig auf Probleme aufgrund des Vorhandenseins von Methemoglobinämie, die durch die Oxidation von Hämoglobin durch APAP und seine Zwischenprodukte5,6,7verursacht wird. Ein weiteres Problem ist die mangelnde Reproduzierbarkeit, die sich in unvorhersehbaren Dosisreaktionen und dem Zeitpunkt des Todes widerspiegelt. Die ALF-Tiermodelle, die mit Tetrachlorkohlenstoff (CCl4) hergestellt wurden, haben eine schlechte Reproduzierbarkeit8,9,10,11. Concavalin A (Con A) und Lipoplysaccharid (LPS)-induzierte ALF-Tiermodelle spiegeln nicht das klinische Muster der menschlichen Krankheit wider, obwohl sie Vorteile in der Untersuchung von zellulären Mechanismen haben, die an Autoimmunlebererkrankungen beteiligt sind, und in der Studie von Sepsis bzw.12,13,14,15. In ähnlicher Weise erfordert Thioacetamid (TAA) auch eine Biotransformation zu einem aktiven Metaboliten Thioacetamidsulfoxid und zeigt Artenvariation16,17,18,19. D-Galactosamin (D-Gal) produziert einige biochemische, metabolische und physiologische Veränderungen ähnlich ALF, ist aber nicht in der Lage, den gesamten alf pathologischen Zustand20,21,22,23widerzuspiegeln. Es gab nur sehr wenige Versuche, zwei oder mehr dieser Methoden zu kombinieren, um ein ALF-Modell zu entwickeln, das in der Lage ist, das ALF-Syndrom besser widerzuspiegeln13. Daher sind weitere Studien erforderlich, um ein Modell zu entwickeln, das die Krankheitsparameter widerspiegeln kann, eine bessere Reproduzierbarkeit hat und genügend Zeit bietet, um die Auswirkungen einer therapeutischen Intervention zu untersuchen.

In der aktuellen Studie wurde ein alternatives ALF-Modell bei Ratten durch die Kombination der Wirkungen der partiellen Hepatektomie (PHx) und niedrigeren Dosen eines hepatotoxischen Reagenzes geschaffen. APAP hat eine etablierte Rolle bei der Entstehung von Leberschäden5,24,25. Es ist ein weit verbreitetes Schmerzmittel und ist toxisch für die Leber in supratherapeutischen Dosen durch die Bildung von toxischen Metaboliten. APAP ist die Ursache für viele Todesfälle in den Industrieländern. Körperliche Verletzungen durch partielle Hepatektomie initiieren Aktivierung verschiedener Prozesse bei Entzündungen sowie Leberregeneration. Die Injektion des hepatotoxischen Mittels APAP verursacht eine feindliche Umgebung in der Leber und verhindert die Proliferation von Hepatozyten. Dies reduziert die Belastungszeit für das Tier, was in Kombination mit kleineren Dosen von Hepatotoxin zu einer besseren Reproduzierbarkeit des Verfahrens führt. Daher wurde mit diesem Modell eine kombinatorische Wirkung von zwei Arten von Leberverletzungen untersucht. Um das entwickelte ALF-Tiermodell zu charakterisieren, wurden physiologische und biochemische Parameter untersucht. Die erfolgreiche Reversibilität von ALF wurde durch die Transplantation syngenischer gesunder Rattenhepatozyten bestätigt.

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Protokoll

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Das unten beschriebene Verfahren wurde von der Institutional Animal Ethics Committee of National Institute of Immunology, Neu-Delhi, genehmigt. Die Seriennummer der Zulassung lautet IAEC-355/14.

1. Vorbereitung

  1. Bereiten Sie sich auf den chirurgischen Eingriff vor, wie zuvor von Das B et al.26beschrieben.
  2. Verwenden Sie 6–8 Wochen alte inzuchtige Wistar-Ratten mit einem Körpergewicht von 200–250 g.
  3. Die Tiere unter normalen Tierpflegebedingungen unterbringen und vor und nach dem Eingriff mit Ratten-Chow und Libitum füttern.
  4. Verwenden Sie bei der Ausführung von 70 % PHx eine Standard-Cocktailmischung aus Ketaminhydrochlorid (100 mg/kg Körpergewicht) und Xylazin (10 mg/kg Körpergewicht), der intraperitoneal injiziert wird.
    HINWEIS: Die Art des verwendeten Anästhetikums kann postoperative Auswirkungen auf die Sterblichkeit und Morbidität haben.
  5. Verwenden Sie während der Zelltransplantation die anhalante Anästhesie Isoflurane (2-Chlor-2-(Difluormethoxy)-1,1,1-Trifluor-Ethan), um die Zeit der Genesung des Tieres nach der Transplantationsoperation zu verkürzen.
  6. Induzieren und pflegen Sie die inhalative Anästhesie mit einem maßgeschneiderten Anästhesiesystem. Halten Sie den Sauerstoffstrom bei 4 L/min. Zur Induktion sofluranbei bei 4% und zur Wartung 2–3% während des chirurgischen Eingriffs.

2. Präoperative Verfahren

  1. Anästhetisieren Sie die Ratte, indem Sie die in Schritt 3.1 beschriebene Ketamin-Xylazin-Mischung intraperitoneal injizieren. Bestätigen Sie die vollständige Anästhesisierung, indem Sie die Zehen des Tieres kneifen. Weitere Eingriffe werden nur durchgeführt, wenn kein Pedalreflex vorhanden ist.
  2. Um die Austrocknung der Hornhaut zu verhindern, wenden Sie einen carboxy Methyl-Zellulose-basierten Augentropfen auf beide Augen an.
  3. Halten Sie das anästhesierte Tier mit weißem Klebeband auf ein operationsgestütztes Brett zurück. Platzieren Sie das Tier mit der Bauchseite nach oben, um sicherzustellen, dass sich der Mund auf der distalen Seite der Person befindet, die die Operation durchführt.
  4. Entfernen Sie Das Haar aus dem rechten Rechten Bauchchirurgiebereich mit einem elektrischen Clipper.
  5. Desinfizieren Sie die chirurgische Stelle durch drei abwechselnde Peelings von Povidon-Jod und 70% Ethanol mit sterilisierten Wattepads in kreisförmiger Bewegung.

3. Partielle Hepatektomie (PHx), um 70% der Lebermasse zu entfernen

HINWEIS: Führen Sie den gesamten chirurgischen Eingriff unter einer sterilen Umgebung in einer laminaren Durchflusshaube durch. Verwenden Sie nur sterile chirurgische Instrumente, um das Infektionsrisiko postchirurgisch zu minimieren. Die Entfernung von 70% der Lebermasse, genannt 70% partielle Hepatektomie (70% PHx), wurde durchgeführt, wie von C. Mitchell und H. Willenbring beschrieben, 200827.

  1. Bestätigen Sie vor Beginn der Operation die vollständige Anästhesisierung des Tieres, indem Sie den Zehen kneifen. Weitere Eingriffe werden nur durchgeführt, wenn kein Pedalreflex vorhanden ist.
  2. Markieren Sie die Haut, die direkt unter dem Brustbein geschnitten werden soll, senkrecht zum Xiphoid und parallel zum Brustkorb.
  3. Legen Sie ein steriles Drapat mit einer Öffnung von ca. 3 cm x 1 cm über die markierte Haut.
  4. Führen Sie einen Querschnitt von etwa 2–3 cm entlang der markierten Linie mit einem Skalpell durch. Verwenden Sie die chirurgische Klinge Nr. 22. Entfernen Sie vorsichtig die Befestigung der Haut an der darunter liegenden Muskelschicht in der Nähe des eingeschnittenen Bereichs mit sterilen befeuchteten Baumwollspitzen.
  5. Als nächstes machen Sie einen Querschnitt durch die Peritonealschicht direkt unter dem xiphoiden Prozess.
  6. Mit Hilfe von zwei kochigen befeuchteten Baumwollspitzen, entlarven Sie den linken Leberlappen, indem Sie sanften Druck auf den Thorax ausüben. Legen Sie eine Baumwollspitze auf den Zwerchfellbereich des eingeschnittenen Teils und die andere Baumwollspitze unterhalb des eingeschnittenen Bereichs, um den Leberlappen nach oben zu heben.
  7. Schieben Sie eine 8–10 cm lange sterile Nylonfadenschlaufe (Größe 4–0, 0,15 mm Durchmesser) um den exponierten Leberlappen. Nehmen Sie die Schleife an die Basis des Lappens in der Nähe des Hilums mit Hilfe von mikrosezierenden Zangen oder befeuchteten Baumwollknospen.
  8. Mit Hilfe des Mikrochirurgie-Nadelhalters und der Mikrozange binden Sie die beiden Enden der Schleife, indem Sie den Knoten so nah wie möglich an die Basis des Lappens legen, um das Blutgefäß zu verengen und Blutungen zu reduzieren, nachdem der Leberlappen entfernt wurde. Binden Sie zwei zusätzliche Knoten auf der anderen Seite.
  9. Seien Sie vorsorglich, um den Knoten nicht zu nah an die nahe gelegenen Blutgefäße zu binden, was sonst zu venösen Obstruktionen (Stenose) führen kann.
  10. Verwenden Sie eine Mikrochirurgie-Schere, um den gebundenen Lappen knapp über dem Knoten zu schneiden, der eine verfärbte Gewebemasse hinterlässt, die als ischämischer Stumpf anstelle des Lappens bezeichnet wird.
    HINWEIS: Die Rattenleber ist, wie die von Mäusen, in vier verschiedene Lappen unterteilt: den Medianlappen, den rechten Seitenlappen, den linken Seitenlappen und den Caudatelappen, die etwa 40 %, 20 %, 30 % bzw. 7 % der gesamten Lebermasse ausmachen. Jede Kombination dieser Lappen kann entfernt werden, um 70% Lebermasse verbrauchen. In der aktuellen Studie wurden der Medianlappen und die linken Seitenlappen entfernt.
  11. Lokalisieren Sie den Mittleren Lappen vorsichtig, ohne den verbleibenden Stumpf des linken Seitenlappens zu beschädigen. Ziehen Sie es vorsichtig aus der Bauchhöhle, und an der Basis des Lappens binden Sie einen 8–10 cm langen Nylonfaden (Größe 4–0) Knoten, wie bereits erwähnt. Binden Sie zwei zusätzliche Knoten auf der anderen Seite. Unter Allen genannten Vorsichtsmaßnahmen müssen Sie vorsichtig verbrauchen und den gebundenen Mittellappen entfernen.
  12. Nach dem Entfernen der Lappen, Nähen Sie das Peritoneum mit einer resorbierbaren chromischen 4:0-Nähte mit kontinuierlichen Stichen, gefolgt von Haut nähen mit einer unterbrochenen Naht.
  13. Tragen Sie Povidon-Jod auf die Haut rund um die Nähte auf, um eine Infektion zu verhindern.
  14. Entfernen Sie das Drapat und entfernen Sie das Tier vom Operationsbrett.

4. Postoperative Pflege bei Tieren

  1. Intraperitoneal injizieren Sie das Tier mit einer Dosis von 12 mg Cefotaxam-Antibiotikum in 1 ml 5% Glukoselösung mit einer 1 ml Spritze, um es vor dem Risiko einer postoperativen Infektion zu schützen.
  2. Verabreichen Sie eine subkutane Injektion von schmerzstillendem Meloxicam (1 mg/kg Körpergewicht) zur Schmerzlinderung nach der Operation und folgen Sie ihr durch zwei weitere Dosen, wobei das Regime als eine Dosis pro Tag erhalten bleibt.
  3. Die betriebenen Tiere unter Standardbedingungen von 12 h Licht/Dunkel-Zyklus unterbringen und in regelmäßigen Abständen überwachen.

5. Injektion von Medikamenten bei teilweise hepatectomisierten Tieren, um Leberversagen zu induzieren

  1. Nach 24 h Postchirurgie, wenn die Tiere erfolgreich von 70% PHx erholt haben, messen Sie das Körpergewicht des Tieres gefolgt von den Injektionen.
  2. Injizieren Sie 750 mg/kg Körpergewicht von APAP intraperitoneal bei teilweise hepatectomisierten Tieren 24 h nach dem 70% PHx nach erfolgreicher Genesung der Tiere vom chirurgischen Eingriff. Wiederholen Sie die Dosis nach 24 h erneut.
    HINWEIS: Zwei Dosen APAP werden dem Tier intraperitoneal verabreicht (d. h. 24 h bzw. 48 h nach dem 70% PHx-Verfahren).
  3. Messen Sie zu jedem Zeitpunkt nach der Injektion von APAP das Körpergewicht des genesenden Tieres.
    HINWEIS: APAP (Biocetamol) wird bei Tieren als 150 mg/ml-Lösung in 2% Benzylalkohol injiziert.

6. Transplantation gesunder Hepatozyten in ALF-Tiermodellen

HINWEIS: Um die Reversibilität von ALF bei Ratten zu untersuchen, transplantieren Sie gesunde syngene Rattenhepatozyten intrasplenisch bei den ALF-induzierten Tieren zusammen mit der1. Dosis von APAP. In der aktuellen Studie, um genügend Zeit für die transplantierten Zellen für Homing und Engraftment zu bieten, wurde die Transplantation kurz nach der1. Dosis von APAP durchgeführt. Rattenhepatozyten werden durch ein Protokoll isoliert, das zuerst von Berry and Friends et al.28 veröffentlicht und später in verschiedenen anderen Studien29,30,31 mit einigen Modifikationen angepasst wurde. Für intrasplenische Transplantation von Zellen im ALF-Tiermodell, folgen Sie den unten genannten Schritten.

  1. Die Ratte zur Induktion der Anästhesie mit 4% Isofluran und 4 L/min Sauerstoffdurchfluss für eine Ratte von 250–350 g Körpergewicht in eine Poly-Methacrylat-Kammer geben. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch den Mangel an Pedalreflexen beim Kneifen der Zehen des Tieres.
  2. Legen Sie die anästhesierte Ratte so auf das Operationsbrett, dass ihr linker seitenteil nach oben gerichtet ist. Halten Sie die Anästhesie bei 2–3% Isofluran-Inhalation durch ein geeignetes Mundstück aufrecht.
  3. Rasieren Sie die Haut auf der linken Seitenregion und sterilisieren Sie sie mit Povidon Jodlösung.
  4. Machen Sie einen Querschnitt auf den rasierten Bereich der Haut.
  5. Machen Sie einen 1-2 cm großen Schnitt in der Peritonealschicht, um die Milz freizulegen.
  6. Nehmen Sie vorsichtig die Milz der Peritonealhöhle heraus und heben Sie sie mit Hilfe von zwei befeuchteten Baumwollspitzen an.
  7. Bewahren Sie die Zellen (in der Regel 107 pro Tier) auf, die in 50 L IMDM-Medien in einer 1 ml Insulinspritze mit einer 29 G-Nadel transplantiert werden.
  8. Pierce die Nadel vorsichtig in den Milzkortex und lassen Sie die Zellsuspension innerhalb von 2-3 min in die Milz.
  9. Nach Abschluss der Zelltransplantation nehmen Sie vorsichtig die Nadel heraus und tupferen Sie den Bereich der Nadelpunktion mit einer befeuchteten Baumwollspitze, um ein Auslaufen der Zellsuspension von der Stelle zu vermeiden.
  10. Schließen Sie das Peritoneum und die Haut durch eine 4:0-absorbierbare Naht mit kontinuierlicher bzw. diskontinuierlicher Naht.
  11. Tragen Sie Povidon Jodlösung auf die Haut an der Stelle der Nähte, um eine Infektion auf der operierten Stelle zu verhindern.
  12. Intraperitoneal injizieren 1 ml Volumen von 12 mg/ml Antibiotikum (z. B. Cefotaxim) Lösung und subkutan injiziert analgetisch (z. B. Meloxicam) 1 mg/kg Körpergewicht in das Tier als Teil der postoperativen Pflege. Bewegen Sie das Tier in einen warmen, sich erholenden Käfig.
  13. Halten Sie das operierte Tier unter normalen Bedingungen von 12 h Hell/Dunkel-Zyklus isoliert, bis die chirurgischen Wunden vollständig geheilt sind. Dies kann 3 bis 4 Tage dauern.

7. Charakterisierung der ALF-Entwicklung

  1. Euthanisieren Sie die Tiere durch Überdosierung der Ketamin-Xylazin-Lösung 2 h nach der2. Dosis der APAP-Behandlung und sammeln Sie Blut- und Gewebeproben.
  2. Serum aus Blut für biochemische Studien sammeln32.
  3. Verarbeiten Lebergewebeproben für histologische und Genexpressionsstudien33,34,35.

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Ergebnisse

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Überlebensprozentsatz in Tiermodellen von ALF
Die optimale Dosis von APAP, die ALF in Kombination mit 70% PHx verursachte, wurde als 750 mg/kg Körpergewicht standardisiert. Das Behandlungsschema begann 24 h nach 70% PHx, als sich die Tiere vollständig von der Operation erholt hatten, und bestand aus zwei APAP-Dosen in 24-Stunden-Intervallen. Die Sterblichkeit wurde mit einer Rate von 80% nach der Verabreichung der zweiten Dosis von APAP, 48 h nach der Operation beobachtet. Der Überlebensprozentsatz wu...

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Diskussion

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Die Entwicklung eines geeigneten Tiermodells für ALF ist für ein besseres Verständnis der Pathogenese und des Fortschreitens von ALF von größter Bedeutung. Ein gut charakterisiertes ALF-Tiermodell bietet auch die Möglichkeit, neue therapeutische Ansätze gegen ALF zu entwickeln und zu erproben. Es wurden viele Versuche unternommen, ein klinisch relevantes Modell von ALF6,12,21,23,

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde durch den Kernzuschuss des Department of Biotechnology, Government of India an das National Institute of Immunology, Neu-Delhi, unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Paracetamol (Biocetamol)EG PharmaceuticalsKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Alkalisches Phosphatase-Kit (DEA)Coral Clinical System, IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Automatisiertes AnalysegerätTulip, Alto Santracruz, IndienScreen Maaster 3000Biochemisches Analysegerät für Leberfunktionstest
Betadin ( Povidon-Jod-Lösung)Win-Medicare; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Biologische Sicherheitswerkbank (Klasse I)Kartos international; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
HellfeldmikroskopOlympus, JapanLX51
Cefotaxim (Taxim®)AlKem; IndienCefotaxim-Natrium-Injektion, keine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
ZellsiebSigma; USCLS431752
Kollagenase Typ IGibco von Life Technologies17100-017
WattestäbchenPure Swabs Pvt Ltd; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
AbdecktuchJSD Surgicals, Delhi, IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
DPX MountantSigma; US6522
Eosin Y-Lösung, alkoholischesSigma; USHT110132
ZangenGroße chirurgische Eingriffe; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
GasanästhesiesystemUgo Basile; Italien211000
GlucoseHimedia, IndienGRM077
Haarentfernungscreme (Veet®)Reckitt Benckiser, IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Hämatoxylin-Lösung, Mayer'sSigma; USMHS16
Heparin-NatriumsalzHimedia; IndienRM554
Hyaluronidase aus Schafen HodenSigma; USH6254
I.V. Kanüle (Plusflon)Mediplus, IndienRef 1732411420
InsulinspritzenBD; USREF 303060
Isofluran (Foran®)Asecia QueenboroughNr. B506Inhalationsanästhetikum
Ketamin (Ketamax®)Troikaa Pharmaceuticals GmbHIP für Ketaminhydrochlorid, keine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Meloxicam (Melonex®)Intas Pharmaceuticals Ltd; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Mikronadelhalter gerade &
gebogener		Mercian; EnglandBS-13-8
Mikro-Nadelhalter gerade &
gebogener		Mercian; EnglandBS-13-8
MikrotomHisto-Line Laboratories, ItalienMRS3500
Nylon Threadmächtig; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
ParaformaldehydHimedia; IndienGRM 3660
Percoll®GE Healthcare17-0891-01
Refresh Tears/Eyemist GelAllergan India Private Limited/Sun Pharma, IndiaP3060Keine spezifische Katalognummer
RPMIHimedia; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
ScalpelMajor Ssurgeonicals; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
SchereGroße Chirurgie; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
SGOT (ASAT) KIT CoralClinical System, IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
SGPT (ALAT) KITCoral Clinical System, IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Shandon Cryotome E CryostatThermo Electron Corporation; USKeine spezifische Katalognummer
SaccharoseSigma; USS0389
Chirurgische Klinge Nr. 22La Medcare, IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Chirurgische Platinelokal hergestelltKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Chirurgisches weißes Klebeband3M Indien; Indien1530-1Mikroporen-Chirurgie-Bandnähte
Ethicon, Johnson & Johnson, IndienNW 5047
Spritzen (1ml, 26 g)Dispo Van; IndienKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
Trimmer (Clipper)PhilipsNL9206AD-4 DRACHTEN QT9005
WaageBraunKeine spezifische Katalognummer (lokale Beschaffung)
William's E MediaHimedia; IndienAT125
Xylazin (Xylaxin®)Indian Immunologicals LimitedBeruhigungsmittel, Präanästhetikum, Analgetikum und Muskelrelaxans

Referenzen

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