Summary
Ce manuscrit décrit un protocole détaillé pour l’utilisation de l’imagerie par ultrasons à haute fréquence pour mesurer le diamètre de la luminale, la vitesse de propagation des impulsions, la distensibilité et la souche radiale sur un modèle murin d’anévrisme aortique abdominal.
Abstract
Un anévrisme aortique abdominal (AAA) est défini comme une dilatation localisée de l’aorte abdominale qui dépasse le diamètre intraluminal maximal (MILD) de 1,5 fois de sa taille d’origine. Des études cliniques et expérimentales ont montré que les petits anévrismes peuvent se rompre, tandis qu’une sous-population de grands anévrismes peut rester stable. Ainsi, en plus de la mesure du diamètre intraluminal de l’aorte, la connaissance des traits structurels de la paroi du navire peut fournir des informations importantes pour évaluer la stabilité de l’AAA. Le raidissement aortique a récemment émergé comme un outil fiable pour déterminer les changements précoces dans la paroi vasculaire. La vitesse de propagation des impulsions (VPP) ainsi que la distensibilité et la souche radiale sont des méthodes très utiles basées sur l’échographie pertinentes pour évaluer la rigidité aortique. L’objectif principal de ce protocole est de fournir une technique complète pour l’utilisation du système d’imagerie par ultrasons pour acquérir des images et analyser les propriétés structurelles et fonctionnelles de l’aorte telles que déterminées par MILD, PPV, distensibility et souche radiale.
Introduction
Un anévrisme aortique abdominal (AAA) représente une maladie cardio-vasculaire significative caractérisée par une dilatation localisée permanente de l’aorte dépassant le diamètre original de vaisseau de 1,5 fois1. AAA se classe parmi les 13 principales causes de mortalité aux États-Unis2. La progression de AAA est attribuée à la dégénérescence de la paroi aortique et à la fragmentation d’élastine, menant finalement à la rupture aortique. Ces changements dans la paroi aortique peuvent se produire sans une augmentation significative du diamètre intraluminal maximal (MILD), suggérant ainsi que MILD seul n’est pas suffisant pour prévoir la sévérité de la maladie3. Par conséquent, d’autres facteurs doivent être identifiés pour détecter les changements initiaux dans la paroi aortique, ce qui peut guider les options de traitement précoce. L’objectif global de ce protocole est de fournir un guide pratique pour évaluer les propriétés fonctionnelles aortiques à l’aide de l’imagerie par ultrasons caractérisée par des mesures de la vitesse de propagation des impulsions (VPP), de la distensibilité et de la souche radiale.
Un modèle expérimental bien caractérisé pour étudier AAA, décrit pour la première fois par Daugherty et ses collègues, implique l’infusion sous-cutanée d’angiotensine II (AngII) par l’intermédiaire de pompes osmotiques dans Apoe-/- souris4. La mesure précise de MILD utilisant l’imagerie par ultrasons a joué un rôle déterminant dans la caractérisation de l’AAA dans ce modèle de souris5. Bien que les changements histologiques au cours du développement de l’AAA aient été largement étudiés, les changements dans les propriétés fonctionnelles de la paroi du navire, comme la rigidité aortique, n’ont pas été bien caractérisés. Ce protocole met l’accent sur l’utilisation de l’échographie à haute fréquence en combinaison avec les analyses sophistiquées comme outils puissants pour étudier la progression temporelle de l’AAA. Plus précisément, ces approches nous permettent d’évaluer les propriétés fonctionnelles de la paroi du navire mesurées par le VPP, la distensibilité et la souche radiale.
Des études cliniques récentes chez des sujets humains atteints d’AAA, ainsi que dans le modèle AAA induit par l’élastase murine, suggèrent une corrélation positive entre la rigidité aortique et le diamètre aortique6,7. Le VPP, un indicateur de rigidité aortique, est accepté comme une excellente mesure pour quantifier les changements de rigidité dans la paroi du navire6,8. Le VPP est calculé en mesurant le temps de transit de la forme d’onde pulsée à deux endroits le long de la vascularisation, fournissant ainsi une évaluation régionale de la rigidité aortique. Nous avons récemment démontré que la rigidité aortique accrue telle que mesurée par PPV, et au niveau cellulaire tel que déterminé utilisant la microscopie de force atomique, corrèle positivement avec le développement d’anévrisme9. En outre, la littérature suggère que la rigidité aortique peut précéder la dilatation anévrismale et peut donc fournir des informations utiles sur les propriétés intrinsèques régionales de la paroi du navire pendant le développement de AAA10. De même, la distensibilité et les mesures de la souche sont les outils de quantification pour mesurer les changements antérieurs de la condition artérielle. Les artères saines sont souples et élastiques, tandis qu’avec une rigidité accrue et moins d’élasticité, la distensibilité et la tension diminuent. Ici, nous fournissons un guide pratique et un protocole étape par étape pour l’utilisation d’un système d’échographie à haute fréquence pour mesurer le MILD, le VPP, la distensibilité et la souche radiale chez la souris. Le protocole fournit des approches techniques qui devraient être utilisées en conjonction avec les informations de base fournies par les manuels pour des instruments d’imagerie par ultrasons spécifiques et le tutoriel vidéo qui l’accompagne. Fait important, dans nos mains, le protocole d’imagerie décrit fournit des données reproductibles et précises qui semblent précieuses dans l’étude du développement et de la progression de l’AAA expérimental.
Pour démontrer davantage l’utilité de l’imagerie par ultrasons, nous fournissons des exemples d’images et de mesures tirées de nos propres études visant à utiliser des approches pharmacologiques pour prévenir l’AAA11. Plus précisément, la signalisation d’encoche a été proposée pour être impliquée dans de multiples aspects du développement vasculaire et de l’inflammation12. En utilisant l’haploinsufficience génique et les approches pharmacologiques, nous avons déjà démontré que l’inhibition de Notch réduit le développement de l’AAA chez la souris en empêchant l’infiltration de macrophages sur le site des lésions vasculaires13,14,15. Pour l’article actuel, en utilisant l’approche pharmacologique pour l’inhibition de Notch nous nous concentrons sur la relation entre la rigidité aortique et les facteurs relatifs à AAA. Ces études illustrent que l’inhibition de Notch réduit la rigidité aortique, qui est une mesure de la progression AAA11.
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Protocol
Le protocole de manipulation des souris et de l’imagerie par ultrasons a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université du Missouri (numéro de protocole animal 8799) et a été mené selon AAALAC International.
1. Configuration et préparation de l’équipement des souris
- Configuration de l’équipement
- Allumez l’instrument à ultrasons, le réchauffeur de gel à ultrasons et le coussin chauffant.
- Ouvrez le programme d’échographie et entrez le nom de l’étude et l’information descriptive pour chaque souris.
- Sélectionnez l’application comme General Imaging.
- Choisissez le transducteur approprié pour l’imagerie abdominale (Figure 1B,C). Dans cette expérience, le transducteur MS400 est utilisé.
- Assurez-vous que les niveaux d’isoflurane et d’oxygène de l’anesthésie sont adéquats pour chaque séance expérimentale.
- Nettoyer la plate-forme d’imagerie animale par ultrasons.
- Préparation de la souris
- Placer la cage de souris sur un coussin chauffant (36,5 à 38,5 oC).
- Tenez doucement la souris par sa base de queue et placez-la dans la chambre d’isoflurane remplie d’oxygène.
- Dirigez l’isoflurane et le flux d’oxygène vers la chambre d’induction.
- Allumez le vaporisateur d’isoflurane et fixez le niveau d’isoflurane à 1-2% vol/vol. Allumez la pression du réservoir d’oxygène à 1-2 L/min.
- Après 2 min, confirmer la profondeur adéquate de l’anesthésie par l’absence de réflexes de sevrage lors du pincement de la bande de pied de la souris.
- Ensuite, éteignez la branche d’alimentation de la chambre d’induction et allumez la branche dirigée vers le cône nasal d’anesthésie.
- Transférer la souris de la chambre d’induction au stade d’imagerie par ultrasons et placer le cône d’anesthésie sur le nez de l’animal.
- Inclinez la plate-forme d’imagerie animale autour de 10 degrés vers le coin inférieur droit pour un balayage optimal (figure 1B).
- Mettez une goutte de solution ophtalmique stérile dans les deux yeux des souris pour empêcher le séchage sous anesthésie.
- Placez la souris en position de supine avec son nez inséré dans le cône d’anesthésie.
- Appliquer le gel d’électrode sur les quatre pattes à l’aide d’un coton-tige et ruban adhésif les pattes sur les fils de cuivre sur la plate-forme d’imagerie animale pour les lectures d’électrocardiogramme (Figure 1C).
- Utilisez des tondeuses pour raser les cheveux au site d’imagerie, puis appliquez de la crème dépilatoire pour enlever la fourrure restante. Laisser reposer moins de 1 min.
- Essuyez délicatement la crème et les cheveux à l’aide d’un essuie-tout humide.
- Surveillez la respiration et assurez-vous que la fréquence cardiaque est maintenue entre 450-550 battements/min. Si en dessous de ce niveau, réduire le flux d’isoflurane et attendre jusqu’à ce que la fréquence cardiaque se rétablisse.
- Appliquer le gel ultrasonique préchauffé (37 oC) sur le site de la peau préparée et attacher le transducteur à son support et abaisser jusqu’à ce qu’il touche le gel (Figure 1C).
2. Imagerie par ultrasons de l’aorte abdominale
- Positionnez le transducteur horizontalement (c.-à-d. perpendiculaire à la ligne médiane de la souris).
- Lisser le gel ultrasonique et enlever les bulles à l’aide du bâton de bois d’un coton-tige.
- Baisser le transducteur et placer 0,5 à 1 cm sous le diaphragme après avoir touché le gel. Maintenant, commencez à observer les images.
- Visualisez l’aorte abdominale dans la vue de l’axe court (Figure 1C).
REMARQUE : Le mode B est le mode par défaut et le plus efficace pour localiser anatomiquement l’aorte et positionner le transducteur. L’aorte abdominale est identifiée par la présence d’écoulement pulsatile utilisant la couleur Doppler et les modes Doppler de puissance dans l’axe court (c.-à-d., la section transversale circonférence de l’aorte). Ajustez les micromanipulateurs sur la scène animale et le transducteur pour amener la section transversale de l’aorte au centre de l’image. - Faites pivoter doucement le transducteur dans le sens des aiguilles d’une montre et ajustez lentement le bouton de micromanipulateur à axe X pour visualiser l’aorte dans une vue longue axe (section longitudinale de l’aorte).
REMARQUE : Dans de nombreux cas, les gaz gastro-intestinaux peuvent interférer avec l’image, ou l’aorte peut ne pas être à l’angle optimal pour permettre une vue claire de long axe. Ajustez l’angle du transducteur lentement et horizontalement jusqu’à ce qu’une vue d’axe longue acceptable soit obtenue. Si des problèmes persistent, élèvez le transducteur, vérifiez s’il y a des bulles d’air sous le transducteur, ajustez légèrement l’angle d’inclinaison de l’étape animale, réappliquez les gels et répétez toutes les étapes. - Définir la zone de mise au point et la profondeur à la région de l’aorte à l’aide des bascules Focus Zone et Focus Depth, respectivement. Ajustez le curseur de compensation de gain de temps manuellement pour assombrir le lumen de l’aorte pour réaliser un contraste optimal de la paroi d’aorte.
- Ajustez le manipulateur d’axe de y pour visualiser les points de ramification du mésentérique supérieur et des artères rénales droites. Utilisez l’artère rénale droite comme point de repère pour capturer l’image de l’aorte suprarénale (Figure 2A).
- Enregistrez au moins 100 images en mode B sur l’aorte suprarénale.
- Appuyez sur cinestore pour enregistrer les images en mode B.
- Appuyez sur le bouton mode M sur le clavier de l’instrument pour activer l’enregistrement en mode M. Rouler la boule de curseur pour amener la ligne d’indicateur jaune à une section d’aorte normale avec l’image claire de mur de navire, ou aux sections où le diamètre maximal de l’anévrisme est observé.
- Appuyez sur la bascule SV/porte et ajustez la boule de curseur pour s’assurer que les parois du navire sont incluses dans le support de mesure. Mise à jour de presse pour enregistrer les mesures en mode M et appuyez sur cinestore pour capturer (Figure 2A,B).
REMARQUE : Le diamètre maximal de l’anévrisme peut ne pas être dans le même plan d’imagerie que la vue optimale de long axe de l’aorte. Ajustez légèrement le bouton de manipulateur x-axe pour chaque mesure en mode M afin de vous assurer que le MILD de chaque section est capturé. - Pour obtenir des images de visualisation Kilohertz (EKV) fermées par ECG, appuyez sur le bouton b-mode pour revenir à l’enregistrement en mode B.
REMARQUE: Si les images ne sont pas nettes, ajustez le manipulateur x-axe pour obtenir l’image la plus nette de la paroi supérieure du lumen sur une longueur de section (c.-à-d., 'gt; 6 mm). - Appuyez sur physio Paramètres bouton sur le clavier et sélectionnez Respiration Gating. Ajustez manuellement le délai de gating et la fenêtre pour enregistrer les données uniquement pendant les parties les plus plates de l’onde respiratoire. Les sections d’enregistrement seront affichées sous forme de blocs colorés sur le tracé de l’onde respiratoire.
REMARQUE : Sans l’ajustement de la respiration, les images d’EKV seront brouillées en raison du mouvement normal de l’animal pendant la respiration. - Appuyez sur le bouton EKV pour activer le mode EKV. Dans le menu approprié, sélectionnez Résolution Standard et taux d’image 3000 ou plus. Sélectionnez procéder à l’enregistrement des images EKV. Appuyez sur cinestore pour enregistrer les images. Utilisez l’image en mode EKV pour obtenir des mesures de la vitesse de propagation des impulsions (VPP), de la distensibilité et de la souche radiale.
REMARQUE : L’enregistrement de l’EKV peut échouer s’il y a des fluctuations anormales dans la respiration, que l’animal respire trop rapidement, ou que les réglages des taux d’images sont trop élevés. Dans ces cas, fixez le taux de trame plus bas et attendez que la respiration animale se stabilise. La fixation du taux d’armature à 3000 est généralement appropriée pour les souris et les rats.
3. Étapes post-imagerie
- Essuyez délicatement le gel ultrasonique de la région abdominale de la souris avec une serviette en papier humidifiée avec de l’eau chaude.
- Placez la souris dans sa cage d’accueil sur un coussin chauffant.
- Éteignez la machine à isoflurane, nettoyez la plate-forme d’imagerie animale et transductez avec des lingettes humides.
- Transférez les données d’image recueillies lors de l’échographie sur le disque dur.
- Éteignez l’appareil à ultrasons.
- Une fois que la souris se remet d’une anesthésie et qu’elle est alerte, retirez le coussin chauffant et retournez la cage au support de logement des animaux.
4. Analyse des images aortiques abdominales
- Analyse des images en mode M pour mesurer MILD
- Ouvrez le programme d’échographie et entrez le nom de l’étude et l’information descriptive pour chaque souris.
- Ouvrez les données d’échographie dans le logiciel d’analyse et ouvrez l’image en mode M et mettez en pause le rythme cardiaque.
- Cliquez sur Mesures.
- Sélectionnez le paquet vasculaire parmi les options de déroulant. Cliquez sur La profondeur et tracez une ligne à travers le lumen aortique s’étendant d’un mur intérieur à l’autre (Figure 2C,D).
REMARQUE : Pour la cohérence, les mesures doivent être prises à la phase systolique du cycle cardiaque lorsque l’aorte est maximalement étendue. Dessinez trois lignes à travers trois battements de cœur différents pour obtenir des mesures précises et moyennes de MILD. Dans AAA, les mesures sont prises à la dilatation maximale de l’aorte. Il est également conseillé de jeûner les animaux 4-6 h avant de recueillir des images pour éviter les interférences de la motilité intestinale et assurer la clarté de l’image.
- Analyse de la vitesse de propagation des impulsions (VPP)
- Ouvrez l’image EKV et mettez en pause le rythme cardiaque.
- Ouvrez une nouvelle fenêtre sur le logiciel d’analyse (p. ex. Vevo Vac) en cliquant sur l’icône du nom.
- Cliquez sur l’option PPV (flèche dans la figure 3D). Une petite fenêtre apparaîtra plus loin avec l’image de l’aorte.
- Dessinez une boîte rectangulaire en cliquant sur le mur supérieur du navire et en faisant glisser le pointeur sur environ 4 mm couvrant les deux parois de l’aorte suprarénale.
REMARQUE : Gardez la longueur de la boîte cohérente (4 mm) pour toutes les images. L’utilisateur peut ajuster la boîte rectangulaire en tournant pour aligner la boîte et en sélectionnant la ligne puis en faisant glisser vers une nouvelle position sur le navire analysé pour obtenir l’inflexion la plus appropriée et claire de l’onde pulsée. Les lignes verticales des données du rectangle seront affichées et identifiées comme étant la gauche (image du haut) et la droite (image du bas) sur le roi-retour. Pour une meilleure visualisation de l’inflexion de l’onde pulsée, il est parfois utile à la boîte de tirage que sur le mur supérieur comme le montre la figure 3. Le logiciel calculera automatiquement le PPV (m/s). Cependant, il est toujours préférable d’ajuster manuellement les lignes violettes pour définir le point d’inflexion exact sur les ondes d’impulsion et PPV va changer en conséquence. - Enfin, sélectionnez la commande Accept pour enregistrer les valeurs PPV. Exportez les chiffres et les données vers le lecteur de stockage de données.
- Analyse de la distensibilité et de la souche radiale
- Ouvrez l’image EKV et mettez en pause le rythme cardiaque.
- Cliquez sur l’icône logicielle. Le logiciel ouvrira une nouvelle fenêtre.
- Cliquez sur la trace nouveau retour sur investissement et dessiner une boîte rectangulaire sur les deux murs du navire. Le logiciel tracera automatiquement les parois supérieures et inférieures du navire. L’utilisateur peut ajuster la trace pour aligner sur le mur en cliquant sur les points verts (Figure 4A,B).
- Acceptez la trace. Le logiciel calculera la distensibilité (1/Mpa) dans le roi-retour sélectionné.
- Pour la mesure de la souche radiale, sélectionnez l’option de contrainte appropriée dans les barres de menu en haut à gauche. Les images de la souche radiale et de la souche tangentielle s’ouvriront.
- Obtenir la valeur de la souche radiale (%) en déplaçant le curseur sur le sommet de la courbe. Exporter les données sous forme d’images ou en format vidéo (Figure 4A,B).
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Representative Results
Les images représentatives en mode M de l’aorte abdominale normale et anévrismale des souris sont montrées dans la figure 2A et la figure 2B,respectivement. L’aorte abdominale suprarénale est identifiée par son emplacement à côté de l’artère rénale droite et de l’artère mésentérique supérieure (Figure 2A). Les images représentatives utilisées pour le calcul de MILD, à trois battements de coeur différents du cycle cardiaque systolique, dans l’aorte normale et anévrismale sont montrées dans la figure 2C,D respectivement. Dans la situation où un anévrisme aortique s’est développé, le diamètre luminal est déterminé en dessinant une ligne jaune perpendiculaire entre les deux bords intérieurs du lumen à la zone de dilatation maximale (Figure 2B). Trois mesures indépendantes sont généralement moyennes pour déterminer un diamètre intraluminal précis.
Les images représentatives de l’Aorte abdominale utilisées dans l’analyse du VPP sont montrées à la figure 3. Le VPP est calculé en dessinant une boîte rectangulaire sur la paroi lumineuse de l’aorte suprarénale (figure 3E) et en ajustant les lignes verticales violettes des données obtenues à partir de la boîte rectangulaire (Figure 3F). Les lignes violettes doivent être ajustées pour définir le point d’inflexion des ondes d’impulsion. Les images représentatives de l’Aorte abdominale adaptées à l’analyse de la distensibilité et des souches radiales sont montrées dans la figure 4. La distensibilité et la souche radiale sont calculées en traçant les parois lumineuses de l’aorte suprarénale comme le montre la figure 4E. La valeur de la distensibilité (1/MPa) est obtenue en choisissant l’option disstensibilité/élasticité du menu déroulant de la boîte (flèche rouge, figure 4F). La souche radiale (%) est obtenu en choisissant l’option de souche radiale (Figure 4G) et en déplaçant le curseur au sommet du graphique de souche radiale (Figure 4H).
Nous avons validé l’importance de LA VPP dans le modèle de souris induit e angII de l’AAA et examiné plus en détail le potentiel thérapeutique d’un inhibiteur de Notch (N-[N-(3,5-difluorophenacetyl)-L-alanyl]-(S)-phenylglycine t-butyl ester; DAPT) sur la progression et la stabilité de l’AAA préétabli. Plus précisément, toutes ces études d’anévrisme ont été effectuées sur apoe 8-10 semaines -/- souris mâles suivant l’infusion d’AngII par les protocoles publiés4,13. Au jour 28 de l’infusion d’AngII, les souris ont été aléatoirement divisées en deux groupes et ont été administrées véhicule ou DAPT (10 mg/kg) jusqu’à ce que le sacrifice au jour 5613. L’imagerie par ultrasons transabdominal a montré une augmentation progressive de la MILD, PPV, et une diminution de la distensibilité et de la souche radiale en réponse à AngII au jour 28 (figure 5A-E). L’infusion d’AngII a légèrement augmenté le MILD du jour 28 à 56 et le DAPT n’a pas changé de façon significative MILD par rapport à AngII seul(figure 5A et figure 5B). Cependant, le VPP a augmenté progressivement avec l’infusion d’AngII à partir du jour 28 au jour 56 et DAPT a considérablement diminué d’autres augmentations de PPV au jour 56 (figure 5C). La sensibilité et les souches radiales, les paramètres pour évaluer l’élasticité de la paroi du navire ont été diminués avec l’infusion d’AngII tandis que DAPT n’a montré aucun effet significatif(figure 5D et 5E). Il est important de comprendre que le PWV était fortement corrélé avec le MILD au jour 28 (R2-0,51, Figure 5F), alors qu’au jour 56, la corrélation était relativement faible (R2-0,22) (Figure 5G). La rigidité aortique dans AAA est principalement associée à des changements dans l’architecture de mur aortique. Histologiquement, l’infusion d’AngII a augmenté la dégradation du collagène et l’activité protéolytique dans la couche médiale de l’aorte (Figure 5H, rangée supérieure). Le traitement DAPT a minimisé ces changements dans la dégradation de l’ECM(figure 5H, rangée inférieure).
Figure 1 : Configuration de l’instrument. (A) Vue d’ensemble de la machine d’ultrason avec chambre d’induction pour l’anesthésie et le réchauffeur de gel. (B) Fermez la vue de la plate-forme d’imagerie et du système de transducteur. (C) La vue du placement transducteur tout en capturant l’image d’axe court de l’aorte abdominale. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Analyse des images en mode M pour obtenir un diamètre intraluminal maximal (MILD). Les images de mode M de l’aorte normale (A) et de l’aorte avec l’anévrisme aortique abdominal (B) des souris sont montrées. (C) et (D), MILD dessiné à la phase systolique du cycle cardiaque dans l’aorte suprarénale des souris normales (C) et des souris avec AAA (D). Les mesures à trois battements de cœur différents sont prises comme indiqué et la valeur moyenne est calculée. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Analyse des images EKV pour obtenir la vitesse de propagation des impulsions (VPP). Images EKV recueillies à partir de l’aorte normale de souris. L’analyse se fait en cliquant sur les mesures (A) et l’icône logicielle (B). Une nouvelle fenêtre apparaîtra avec les icônes sur le côté droit, comme indiqué en C. Maintenant, cliquez sur PPV (D) et encore une fois, une petite fenêtre apparaîtra (E). Dessiner une boîte rectangulaire sur le mur supérieur du lumen comme indiqué dans E et cliquez sur accepter. La valeur PPV sera obtenue comme indiqué en F (flèche). Les lignes violettes sont ajustées pour définir le point d’inflexion des ondes d’impulsion (G). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Mesure de la distensibilité et de la souche radiale. Images EKV recueillies à partir de l’aorte normale de souris. L’analyse se fait en cliquant sur les mesures (A) et l’icône logicielle (B). Une nouvelle fenêtre apparaîtra avec les icônes sur le côté droit, comme indiqué en C. Maintenant, cliquez sur trace nouveau ROI (D), une nouvelle fenêtre apparaîtra avec des traces sur le haut et le mur inférieur de la lumen comme indiqué dans E et cliquez sur accepter. La valeur de la distensibilité sera obtenue dans le tableau comme le montre le F. Pour la contrainte, cliquez sur la souche (G). La fenêtre affichera la valeur de la souche radiale (%, boîte verte surlignée), comme le curseur est placé sur le pic du graphique de souche radiale (H). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5 : Le VPP est en corrélation avec les traits structurels de l’aorte dans l’AAA établi. (A) Images transabdominales représentatives d’ultrason montrant le MILD au jour 0, 28, 42 et 56 des groupes expérimentaux indiqués dans Apoe-/- souris. DAPT a commencé au jour 28. Des lignes jaunes pointillées décrivent le lumen. (B) Quantification de MILD dans les groupes indiqués (la couleur pourpre et verte montre les souris traitées AngII et AngII et DAPT respectivement (n-16-18). (C, D et E) PPV, distensibility et souche radiale à divers jours des traitements AngII et DAPT (n-8). (F et G), Graphiques montrant la corrélation de Pearson entre PPV et MILD au jour 28 (F) et le jour 56 (G). (H) Images histologiques représentatives pour la coloration au collagène (tachée de trichrome et considérée comme une coloration bleue) et l’activité protéolytique par zymographie in situ avec ou sans traitement DAPT au jour 56. Le test de comparaisons multiples De Tukey a été utilisé pour l’analyse des données. Pet lt;0,05; ns - non significatif. Échelle de 50 m en H. Ce chiffre est adapté de Sharma et coll. (2019), Scientifc Reports (SREP-19-16491B)11. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
L’imagerie par ultrasons fournit une technique puissante pour déterminer les propriétés fonctionnelles de l’aorte grâce à des mesures de la VPP, la distensibilité et la souche radiale. Ces mesures sont particulièrement instructives pour l’étude des modèles murins de l’AAA et l’approche in vivo permet la collecte de données longitudinales qui sont potentiellement importantes pour comprendre le développement temporel de la pathologie aortique. Plus précisément, les mesures de la raideur aortique in vivo sont déterminées localement dans l’aorte abdominale par le VPP, la distensibilité et la souche radiale en analysant les données eKV et sont considérées comme un facteur de risque indépendant d’instabilité AAA16. Les techniques décrites dans ces protocoles sont relativement simples et ne prennent que 8-10 min pour obtenir des ensembles d’images à partir d’une souris. Toutes les images doivent de préférence être collectées par un seul opérateur à l’aide de repères bien définis et cohérents pour générer des données reproductibles et précises.
Il existe des facteurs potentiels qui nécessitent une expertise technique pour l’application de ces outils. Par exemple, tout d’abord, le VPP peut ne pas refléter uniquement le degré de développement de l’AAA dans la paroi artérielle locale parce qu’il s’agit d’une mesure indirecte de la rigidité artérielle régionale. Deuxièmement, il peut être difficile de mesurer avec précision le VPP si le mur intimal est endommagé. Troisièmement, il peut être difficile d’obtenir des images à résolution nette sans expertise dans l’utilisation de l’instrument. Certaines de ces préoccupations ont été abordées dans des versions récentes de systèmes d’imagerie par ultrasons où le bruit des taches et les artefacts sont réduits, tout en préservant et en améliorant l’acquisition de données pour les études sur les petits animaux.
Les techniques utilisées dans le passé (Doppler, microangiographie, imagerie par résonance magnétique) pour déterminer la rigidité aortique se limitaient aux images bidimensionnelles. PPV calculé à partir de l’imagerie par ultrasons a été émergent comme une méthode fiable et reproductible pour déterminer la raideur aortique et semble être indépendant de la pression artérielle9,17. Il est important de noter que la définition dominante de l’AAA en utilisant le diamètre maximal comme indice standard n’est pas toujours en corrélation fiable avec les observations cliniques. Par exemple, les petits anévrismes peuvent se rompre alors que certains grands anévrismes ont tendance à rester stables18,19,20. Le raidissement aortique est un changement précoce générant le stress de mur aortique qui déclenche la croissance aneurysmal, et remodelant10 et a été fortement corrélé avec Mmp2 et Mmp9 dans les modèles de souris de AAA10. Ainsi, en plus du diamètre de l’aorte, les analyses fonctionnelles peuvent fournir des informations importantes pour évaluer la progression et la stabilité de l’AAA.
En utilisant ces protocoles, nous avons examiné le potentiel thérapeutique d’un inhibiteur pharmacologique puissant de Notch (2S-N-(3,5-Difluorophenyl) acétyl]-L-alanyl-2-phenylglycine 1,1-dimethylethyl ester ; DAPT) sur la progression et la stabilité de l’AAA préétabli à l’aide d’un modèle de souris induit egicien de AAA11. La formation image transabdominale d’ultrason a montré une augmentation progressive de la MILD, du PWV, et d’une diminution de la distensibilité et de la tension radiale dans l’Apoe-/- souris en réponse à AngII que des contrôles au jour 28. Aucune autre augmentation du MILD n’a été observée au-delà du 28e jour jusqu’au jour 56 (figure 5). Cependant, le PPV a augmenté progressivement et était sensiblement plus élevé au jour 56 comparé au jour 28. Avec l’inhibition de la signalisation de Notch par DAPT, les souris MILD n’étaient pas significativement différentes de AngII seule au jour 56. Fait intéressant, le DAPT a empêché une nouvelle augmentation du VPP de sorte qu’il était nettement inférieur à celui d’AngII au jour 56 (figure 5C). Le traitement DAPT n’a pas affecté de façon significative la distensibilité ou la souche radiale (figure 5D,E). Fait intéressant, le VPP était fortement corrélé avec le MILD au jour 28 (R2-0,51), alors qu’au jour 56, la corrélation était relativement faible (R2-0,22; Figure 5F). Ces changements dans la rigidité aortique ont été reflétés dans la dégradation accrue de collagène et l’activité protéolytique avec AngII et l’atténuation par DAPT (figure 5H). Cet exemple d’étude met en évidence la valeur potentielle des mesures de rigidité aortique à base d’ultrasons pour comprendre le cours du temps et la prévisibilité de la progression et de la stabilité de l’AAA.
De plus, l’approche fondée sur l’échographie semble utile pour évaluer le rôle potentiel des interventions pharmacologiques, en particulier dans les stades susceptibles d’être indépendants des changements de diamètre intra-luminal (c.-à-d. au-delà de l’attente régression). En résumé, la compréhension détaillée et l’utilisation de cette technologie bénéficieront en évaluant le pronostic de AAA à un stade précoce de la maladie pour des interventions thérapeutiques efficaces.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à révéler.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par R01HL124155 (CPH) et le financement de l’Institut de recherche de l’Université du Missouri à CPH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Angiotensin II | Sigma | A9525 | |
| Apoe-/- mice | The Jackon lab |  |
|
| Clippers | WAHL | 1854 | |
| Cotton swab | Q-tips | ||
| DAPT | Sigma | D5942 | |
| Depilatory cream | Nair | LL9038 | |
| Electrode cream | Sigma | 17-05 | |
| Gel warmer | Thermasonic (Parker) | 82-03 (LED) | |
| Heating pad | Stryker | T/pump professional | |
| Isoflurane | VetOne | Fluriso TM | |
| Isoflurane vaporizer | Visualsonics | VS4244 | |
| Lubricating ophthalmic ointment | Lacri-lube | ||
| Osmotic pumps | Alzet | Model 2004 | |
| Oxygen tank | Air gas | ||
| Tranducer | Visualsonics | MS-400 or MS550D | |
| Ultrasonic gel | Parker | Aquasonic clear | |
| Ultrasound Imaging System | Visualsonics | Vevo 2100 | |
| Vevo Vasc Software | Visualsonics |
References
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