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Methodenartikel

Erkennung von Migration und Infiltration von Neutrophilen bei Mäusen

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DOI:

10.3791/60543

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6. Februar 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Beijing University of Chinese Medicine, 2State Key Laboratory of Biocontrol, Department of Biochemistry, School of Life Sciences, Sun Yat-Sen (Zhongshan) University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier stellen wir drei Methoden zur Beurteilung der Neutrophilenmigration und -infiltration sowohl in vivo als auch in vitro vor. Diese Methoden können verwendet werden, um vielversprechende Therapeutika zu entdecken, die auf neutrophile Migration abzielen.

Zusammenfassung

Neutrophile sind ein wichtiges Mitglied des angeborenen Immunsystems und spielen eine zentrale Rolle bei der Wirtsabwehr gegen Krankheitserreger und pathologische Entzündungsreaktionen. Neutrophile können über die Anleitung von Zytokinen und Chemokinen an Entzündungsstellen rekrutiert werden. Überwältigende Infiltration von Neutrophilen kann zu wahllosen Gewebeschäden führen, wie bei rheumatoider Arthritis (RA). Neutrophile, die aus peritonealem Exutat isoliert sind, reagieren auf ein definiertes Chemolockan, N-Formyl-Met-Leu-Phe (fMLP), in vitro in Transwell- oder Zigmond-Kammertests. Das Luftbeutelexperiment kann verwendet werden, um die Chemotaxis von Neutrophilen in vivo zu Lipopolysaccharid (LPS) zu bewerten. Das adjuvantinduzierte Arthritis-Mausmodell (AA) wird häufig in der RA-Forschung verwendet, und die immunhistochemische Färbung von Gelenkabschnitten mit Antimyeloperoxidase (MPO) oder Anti-Neutrophilen-Elastase-Antikörpern (NE) ist eine etablierte Methode zur Messung Neutrophileninfiltration. Diese Methoden können verwendet werden, um vielversprechende Therapien zu entdecken, die auf neutrophile Migration abzielen.

Einleitung

Neutrophile sind die am häufigsten vorkommenden weißen Blutkörperchen und machen 50 bis 70% der gesamten weißen Blutkörperchen population beim Menschen1. Neutrophile sind einer der primären Responder bei akuter Entzündung. Neutrophile können an Entzündungsstellen über die Führung von Zytokinen und Chemokinen rekrutiert werden, die von geweberesidenten Zellen2,3,4freigesetzt werden, die durch die Wechselwirkungen zwischen Zelladhäsionsmolekülen auf der Oberfläche von Neutrophilen und vaskulären Endothelzellen vermittelt wird5. Neutrophile sind von grundlegender Bedeutung für die Wirtsabwehr und spielen eine Rolle bei pathologischen Entzündungsreaktionen aufgrund ihrer starken Fähigkeit, Gewebe durch die Freisetzung von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) und anderen gewebeschädigenden Molekülen3,6zu schädigen.

Frühere Studien haben mehrere neutrophile Isolationsprotokolle von Mäusen oder Menschen beschrieben. Oh et al. demonstrierte eine Methode zur Trennung des Dichtegradienten, um menschliche Neutrophile aus ganzem menschlichen Blut zu isolieren7. Allerdings ist die Isolierung ausreichender Neutrophilen aus Mausblut aufgrund des geringen Blutvolumens schwierig. Alternativ kann eine große Anzahl von reinen und lebensfähigen Mausneutrophilen aus Mausperitonealflüssigkeit entlockt werden, und diese gereinigten Neutrophilen können ex vivo verwendet werden, um mehrere Aspekte der zellulären Funktionen ex vivo zu untersuchen, einschließlich neutrophiler Infiltration, Migration, Chemotaxis, oxidativen Bursts, Zytokin und neutrophiler extrazellulärer Falle (NET)Produktion 8. Transwell-Assays9 oder Zigmond-Kammer-Assays10,11 können verwendet werden, um neutrophile Migration in vitro zu bewerten. Das Luftbeutelmodell wird verwendet, um die Migration und Infiltration von Neutrophilen in vivo zu bewerten. Das subkutane Luftbeutelmodell ist ein praktisches in vivo Tiermodell, um die Migration von Entzündungszellen zu untersuchen.

Traditionell wurden Neutrophile als Pathogeneliminatoren in akuten Entzündungsphasen betrachtet. Jüngste Ergebnisse haben jedoch gezeigt, dass Neutrophile komplizierte Zellen sind, die eine signifikante Vielfalt an spezialisierten Funktionen ausführen. Neutrophile können viele Prozesse regulieren, wie akute Verletzungen und Reparaturen, Tumorgenese, Autoimmunreaktion und chronische Entzündung12,13. Neutrophile modulieren auch adaptive Immunantworten und können B-Zellen und T-Zellen14,15regulieren. Erheblicher Mangel an Neutrophilen führt zu Sterblichkeit oder schwerer Immunschwäche beim Menschen und neutrophiler Erschöpfung bei Mäusen führt zum Tod, während übermäßige Aktivierung oder Rekrutierung von Neutrophilen in Organen mehrere Immunerkrankungen verursacht, wie rheumatoide Arthritis (RA) und systemische Lupus erythematodes (SLE)6. Neutrophile sind die am häufigsten vorkommenden Zellen in der Synovialflüssigkeit von RA-Patienten. Neutrophile produzieren übermäßige Mengen an Myeloperoxidase (MPO) und neutrophiler Elastase (NE) durch Abbau, was die Knorpelerosion verschärft. MPO ist ein Peroxidase-Enzym, das hauptsächlich in den Granulaten von Neutrophilen16exprimiert wird. NE ist mit Gelenkknorpelzerstörungassoziiert 17. MPO und NE könnten verwendet werden, um den Status der Neutrophilenmigration und Infiltration im Gewebe von RA-Patienten zu bewerten.

Dieser Artikel enthält drei konventionelle Methoden zur Bewertung der Migration normaler Neutrophilen, die sowohl in vivo als auch in vitro induziert werden, sowie die Infiltration pathologischer Neutrophile in einem Mausgelenk-spezifischen Entzündungsmodell.

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Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden vom Beijing University of Chinese Medicine Animal Care and Use Committee überprüft und genehmigt.

HINWEIS: Es wurden C57BL/6-Mäuse (7-8 Wochen alt) verwendet.

1. Neutrophile Isolation

  1. Erwerb von peritonealen Exutatzellen
    1. Bereiten Sie frische 10% Proteose Peptonlösung in ddH2O. Berechnen Sie das Volumen benötigt nach der Anzahl der Mäuse.
      HINWEIS: Legen Sie die Anzahl der Mäuse auf N,(2N+1) ml der Lösung fest, die im Voraus gelöst und gefiltert werden muss.
    2. Sprühen Sie den Arbeitsbereich mit 70% Ethanol. Verwenden Sie einen Insulininjektor, um 1 ml Peptonlösung zu zeichnen und Blasen zu entladen.
    3. Führen Sie die erste intraperitoneale Injektion von 1 ml Peptonlösung pro Maus durch.
      1. Schnappen Sie sich die Maus in einer Head-Down-Position mit einer Hand. Desinfizieren Sie den Injektionspunkt mit alkoholgetränkten Baumwollkugeln.
        HINWEIS: Die bevorzugte Injektionsposition liegt im seitlichen Aspekt des unteren linken oder rechten Quadranten des Bauches.
      2. Die Reagenzien schnell einlösen. Mit dem Insulininjektor 1 ml in die Peritonealhöhle jeder Maus injizieren.
        HINWEIS: Der Winkel zwischen der Nadel und der Haut sollte etwa 15 bis 30° betragen, um eine Verletzung des Darms oder anderer Organe zu vermeiden.
    4. Lassen Sie entzündungshemmende Reaktionen über Nacht entwickeln. Führen Sie nach 12 h die zweite Injektion auf die gleiche Weise wie die erste Injektion durch.
    5. Drei Stunden nach der zweiten Injektion, vollständig anästhesieren Mäuse mit 5% Isofluran für 5 min in einer Gasanästhesiekammer mit einer Geschwindigkeit von 2 L/min. Entfernen Sie die anästhesierten Mäuse aus der Kammer und opfern Sie sie durch zervikale Dislokation.
      HINWEIS: Eine ausreichende Tiefe der Anästhesie wird durch Kneifen der Zehen gewährleistet, bevor Mäuse aus der Kammer auf die einzelne Atemeinheit gebracht werden. Die Beine sollten sich nicht bewegen, wenn die Zehen eingeklemmt sind.
      HINWEIS: Alle folgenden Schritte sollten in einer Gewebekulturhaube verarbeitet werden.
    6. Sprühen Sie die Maus mit 70% Ethanol. Legen Sie die Maus auf ein steriles Plastikpad und fixieren Sie die Gliedmaßen mit Nadeln.
    7. Verwenden Sie einen sterilen Satz von chirurgischen Werkzeugen, um einen horizontalen Schnitt (ca. 1 cm) in der Mitte des Unterbauchs zu machen. Heben Sie die Haut des Oberbauchs mit Zange und schneiden Sie entlang der Mittellinie des Bauches und setzen Sie die intakte Peritonealwand aus.
    8. Injizieren Sie 5 ml steriles RPMI-1640 komplettes Medium mit einer 30 G x 1/2" Nadel in die Bauchhöhle. Setzen Sie die Nadel durch die Peritonealwand mit der abgeschrägten Kante der Nadel nach oben und injizieren Sie das gesamte Volumen.
    9. Schütteln Sie das Pad horizontal für 5 min. Massieren Sie den Bauch sanft mehrmals.
    10. Injizieren Sie eine 23 G x 1 1/4" Nadel in den seitlichen Raum des Bauches. Extrahieren Sie die Bauchflüssigkeit (ca. 5 ml) und sammeln Sie sie in einem 50 ml Zentrifugenrohr.
      HINWEIS: Legen Sie die Rohre so schnell wie möglich auf Eis, wenn Neutrophilen aktiviert werden.
    11. Injizieren Sie weitere 5 ml vollständiges Medium und wiederholen Sie den Vorgang, um die verbleibenden Zellen aus dem Peritoneum zu entfernen. Die Peritonealflüssigkeit im 50 ml Zentrifugenrohr bündeln.
    12. Zentrifugieren Sie die gepoolte Peritonealflüssigkeit bei 400 x g für 10 min bei Raumtemperatur (RT).
    13. Entsorgen Sie den Überstand. Setzen Sie die Zellen in 1 ml RPMI-1640 komplettem Medium aus.
      HINWEIS: Wirbel nicht, um die Neutrophilenaktivierung zu vermeiden.
  2. Isolierung von Neutrophilen
    1. 4 ml frisch zubereitetes 70,2% Dichtegradientenmedium (z.B. Percoll) in ein 15 ml Zentrifugenrohr geben.
    2. Überlagern Sie vorsichtig 4 ml frisch zubereitetes 54,8% Dichtegradientenmedium auf dem 70,2%igen Dichtegradientenmedium langsam entlang der Randkante des Rohres mit scharfen Pipettenspitzen im 15 ml Zentrifugenrohr.
      HINWEIS: Seien Sie vorsichtig, um zu vermeiden, dass die Schnittstelle zwischen dem Medium mit 54,8 % Dichtegradienten und einem Dichtegradientenmedium von 70,2 % gestört wird.
    3. Überlagern Sie vorsichtig die 1 ml Peritonealzellaufhängung auf der 54,8%igen DichteGradienten-Mittelschicht langsam mit scharfen Pipettenspitzen (Abbildung 1A).
      HINWEIS: Seien Sie vorsichtig, um zu vermeiden, dass die Schnittstelle zwischen der Zellsuspension und dem Medium mit 54,8 % Dichtegradienten gestört wird.
    4. Zentrifuge bei 1.500 x g für 30 min bei 22 °C ohne Bremsen.
    5. Sammeln Sie die Neutrophile an der Schnittstelle des 54,8%-Dichtegradientenmediums und der mittleren Schichten mit 70,2 % Dichtegradienten (Abbildung 1B) zu einem neuen Rohr.
    6. Fügen Sie 1 ml RPMI-1640 komplettes Medium zu den gesammelten Zellen hinzu und setzen Sie Zellen vorsichtig wieder auf, indem Sie mehrmals sanft pipetieren. Zentrifugieren Sie bei 100 x g für 10 min bei RT und entfernen Sie vorsichtig den Überstand.
    7. Wiederholen Sie den Waschschritt (Schritt 1.2.6) einmal.
    8. Fügen Sie 0,5 ml Kulturmedium in das Pellet und resuspendieren Zellen durch sanfte Pipettierung mehrmals. Nehmen Sie ein 50-L-Aliquot, um die Zellen mit einem automatischen Hämatologie-Analysator zu zählen.

2. Neutrophile Rwanderung assay

  1. Messen Sie die Neutrophilenmigration durch Transwell-Assay9 oder Zigmond-Kammertest wie zuvor beschrieben10,11.

3. Luftbeutel-Assay

  1. Erste Lufteinspritzung
    1. An Tag 0 Mäuse mit 5% Isofluran für 3 min in einer Gasanästhesiekammer mit einer Geschwindigkeit von 2 L/min vollständig anästheisieren und die Anästhesie jeder Maus in einer einzigen Atemeinheit mit 2% Isofluran mit einer Geschwindigkeit von 0,5 l/min aufrecht erhalten.
      HINWEIS: Eine ausreichende Tiefe der Anästhesie wird durch Kneifen der Zehen gewährleistet, bevor Mäuse aus der Kammer auf die einzelne Atemeinheit gebracht werden. Die Beine sollten sich nicht bewegen, wenn die Zehen eingeklemmt sind.
    2. Verwenden Sie einen 0,22 m-Filter, der an einer 5 ml Spritze befestigt ist, um ein 3 ml Volumen sterilisierter Luft zu erhalten.
    3. Heben Sie die Rückenhaut der anästhesierten Maus mit einer Pinzette an und injizieren Sie 3 ml sterilisierte Luft subkutan mit einer 26 G x 3/8" Nadel.
    4. Entfernen Sie die Mäuse nach der Behandlung von der Atemeinheit. Überwachen Sie die Mäuse, um sicherzustellen, dass sie am Leben sind, bis sie anfangen, sich zu bewegen.
  2. Zweite Lufteinspritzung
    1. Injizieren Sie am 3. Tag weitere 3 ml sterilisierte Luft in die zuvor eingerichtete Lufttasche, um den Luftbeutel gemäß Abschnitt 3.1 zu erhalten.
  3. Behandlung
    1. An Tag 6, 6 h vor dem Opfer, injizieren Verschiedene Behandlungen in den Luftbeutel. Injizieren Sie 1 ml Phosphat-gepufferte Saline (PBS) als Negativkontrolle. Injizieren Sie 1 ml von 1 g/ml LPS als positive Kontrolle, um lokale Entzündungen zu induzieren.
    2. Voll anästhesieren Mäuse mit 5% Isofluran für 3 min in einer Gasanästhesiekammer mit einer Geschwindigkeit von 2 L/min, und halten Sie die Anästhesie jeder Maus in einer einzigen Atemeinheit mit 2% Isofluran mit einer Geschwindigkeit von 0,5 l/min. Bereiten Sie Waschpuffer nach Tabelle der Materialien.
      HINWEIS: Eine ausreichende Tiefe der Anästhesie wird durch Kneifen der Zehen gewährleistet, bevor Mäuse aus der Kammer auf die einzelne Atemeinheit gebracht werden. Die Beine sollten sich nicht bewegen, wenn die Zehen eingeklemmt sind.
    3. Für jeden Luftbeutel den Luftbeutel mit 1 ml Waschpuffer waschen und das entzündliche Exulat in einem 15 ml Zentrifugenrohr sammeln. Waschen Sie den Luftbeutel mit 2 ml Waschpuffer 2x und sammeln Sie das entzündliche Exudate im selben Zentrifugenrohr.
    4. Zentrifuge bei 100 x g für 10 min bei RT. Entsorgen Sie die Überstande und setzen Sie die Zellen in 1 ml Waschpuffer wieder auf. Zählen Sie die Zellen, um das Neutrophilenverhältnis mit dem automatischen Hämatologieanalysator zu quantifizieren.
      HINWEIS: Siehe repräsentative Ergebnisse in Abbildung 2.

4. Induktion des adjuvantinduzierten Arthritis (AA) Mausmodells

  1. Unterbrechen Sie das gesamte Freund-Adjuvans (CFA), indem Sie mindestens 5 s wirbeln, und ziehen Sie dann 100 l Suspension in einen Insulininjektor.
    HINWEIS: Wir empfehlen die Verwendung völlig neuer CFA in Experimenten, um Sterilität zu gewährleisten.
  2. Anästhesisieren von Mäusen, wie in Schritt 3.1.1 beschrieben.
  3. Markieren Sie die gewählte Pfote und injizieren Sie 20 L CFA in den Sprunggelenksraum. Injizieren Sie 20 l Suspension in vier periartikuläre Flecken auf der gewählten Pfote (insgesamt 80 l).
  4. Entfernen Sie Mäuse aus der Atemeinheit und legen Sie die verarbeiteten Mäuse in eine neue Kammer. Überwachen Sie Mäuse, um sicherzustellen, dass sie atmen, bis sie wieder die Fähigkeit, sich zu bewegen.
  5. Bewerten Sie alle 3 Tage den Gelenkdurchmesser, indem Sie den Durchmesser des Sprunggelenks mit einem Taschendickenmessgerät messen (Abbildung 3A).
  6. Alle 3 Tage, bewerten Arthritis Schweregrad durch Arthritis Scoring-Kriterium (Abbildung 3C): 0, normal, keine Beweise für Erythem und Schwellung; 1, die mildeste Arthritis, Erythem und leichte Schwellung enden auf die Tarsals oder Knöchelgelenk; 2, moderate Arthritis, Erythem und leichte Schwellung, die sich vom Knöchel bis zu den Tarsals erstreckt; 3, schwere Arthritis, Erythem und moderate Schwellung, die sich vom Knöchel bis zu den metatarsalen Gelenken erstreckt; 4, die schwerste Arthritis, Erythem und schwere Schwellung enden den Knöchel, Fuß und Ziffern, oder Ankylose der Gliedmaße.

5. Immunhistochemische Färbung von Gelenkabschnitten

  1. Gemeinsame Isolierung
    1. Opfern Sie die Maus in Abschnitt 4 mit Zervixdislokation nach Anästhesie mit Isofluran. Sprühen Sie die Maus mit 70% Ethanol.
    2. Entfernen Sie die Haut und einen Teil des Muskels aus dem Hinterbein mit Pinzette und Schere. Sprühen Sie das Gelenk mit 70% Ethanol und entfernen Sie den Rest der Muskeln mit einem Papiertuch.
    3. Fixieren Sie das Sprunggelenk in 4% Paraformaldehyd für 2 Tage bei RT. Entkalken Sie das Gelenk in 10% EDTA für 1Monat bei RT und ändern Sie das Medium wöchentlich.
    4. Das Gewebe in Paraffin einbetten und 4-m-dicke Gewebeabschnitte vorbereiten.
      1. Legen Sie Gewebe in eine markierte Form mit einem bestimmten Volumen an flüssigem Paraffin. Kurz abkühlen.
      2. Stellen Sie die Dicke auf 4 m und schneiden Sie Scheiben auf ein Mikrotome. Schwimmerabschnitte in einem 43 °C Wasserbad.
      3. Montieren Sie die Abschnitte auf Rutschen und legen Sie die Rutschen bei 70 °C für 2 h in den Ofen. Für die zukünftige Verwendung die Dias bei -20 °C konservieren.
  2. Safranin O und schnelle grüne Färbung von Fugenabschnitten
    HINWEIS: Die folgenden Färbeschritte werden bei RT durchgeführt.
    1. Legen Sie die Dias aus Schritt 5.1.4.3 in ein Rack und führen Sie die folgenden Wäschen durch, um bei RT zu rehydrieren: Xylol für 5 min (3x), 100% Ethanol für 2 min (2x), 95% Ethanol für 2 min (2x), 70% Ethanol für 2 min und 50% Ethanol für 15 min. Waschen Sie in fließendem Leitungswasser für 3 min.
    2. Stain in 0.1% schnelle grüne Lösung für 5 min. Spülen Sie in 1% Essigsäure für 10 s.
    3. Stain in 0.1% Safranin O Färbung Lösung für 20 min. Tauchen Sie die Dias in die folgenden Wäbungen: 95% Ethanol für 2 min (2x), 100% Ethanol für 2 min (2x) und Xylol für 2 min (2x).
    4. Montieren Sie die Gewebeabschnitte und beobachten Sie das Gewebe unter dem Mikroskop.
      HINWEIS: Siehe repräsentative Bilder in Abbildung 4A.
  3. Immunhistochemische Färbung zur Visualisierung von Neutrophilen
    1. Die Paraffinabschnitte 2 h bei 78 °C backen. Legen Sie die Dias in ein Rack und führen Sie die folgenden Wässen durch, um bei RT zu rehydrieren: Xylol für 15 min (2x), 100% Ethanol für 5 min (2x), 95% Ethanol für 5 min, 80% Ethanol für 5 min, H2O für 3 min und PBS für 3 min.
      HINWEIS: Lassen Sie die Dias während dieses Schritts zu keinem Zeitpunkt trocknen.
    2. Fügen Sie einen Tropfen Permeabilisierungspuffer hinzu, um das Gewebe zu bedecken. Inkubieren Sie Abschnitte in einem feuchtigkeitskontrollierten Fach bei 37 °C.
    3. Spülen Sie Dias in PBS für 3 min (3x). Vermeiden Sie das direkte Spülen des Gewebes.
    4. Führen Sie wärmeinduzierte Antigen-Epitop-Retrieval mit einem Druckkessel.
      1. Ordnen Sie Dias in einem Rack an. Eintauchen in den mit Abrufpuffer gefüllten Druckkessel.
      2. Setzen Sie den Druckkessel auf einen Mikrowellenherd. Stellen Sie den Mikrowellenherd auf 600 W und erhitzen Sie die Dias für 10 min.
      3. Nach dem Kochen die Dias im Kessel auf 90 °C abkühlen lassen. Nehmen Sie die Dias heraus und spülen Sie sie in PBS für 3 min (3x).
    5. Endogene Peroxidaseaktivität in frisch zubereiteten 3%H2O2 bei RT für 15 min. Spülgleitet in PBS für 3 min (3x).
    6. Umreißen Sie einen großen Kreis um die Probe mit einem hydrophoben Stift, vermeiden Sie es, die Probe zu berühren. Block mit 3% Rinderserumalbumin (BSA) in einer feuchtigkeitsgesteuerten Kammer bei 37 °C für 60 min.
    7. Entfernen Sie die Blockierungslösung. Fügen Sie jedem Abschnitt schnell 50 L PBS-verdünnten Primärantikörper hinzu. Dann inkubieren Sie die Dias in einem feuchtigkeitskontrollierten Tablett bei 4 °C über Nacht.
      HINWEIS: Für verschiedene Antikörper werden unterschiedliche Verdünnungsverhältnisse verwendet (1:25 für MPO und 1:20 für NE).
    8. Nehmen Sie am zweiten Tag das Tablett heraus und lassen Sie es 30 min bei RT stehen. Dann spülen Sie die Dias in PBS für 3 min (3x).
    9. Fügen Sie dem Gewebe 50 l PBS-verdünnte sekundäre Antikörper hinzu.
      HINWEIS: Es wurden unterschiedliche Verdünnungsverhältnisse angewendet: 1:1.000 für MPO und 1:1.500 für NE.
    10. Inkubieren Sie diagletten in einem feuchtigkeitsgesteuerten Tablett bei 37 °C für 30 min. Dann spülen Sie die Dias in PBS für 3 min (3x).
    11. Entwickeln Sie in verdünnter 3,3'-Diaminobenzidin (DAB) Lösung für 5 min. Behalten Sie die Reaktion im Falle der Entwicklung einer dunklen Farbe im Auge. Spülen Sie die Dias in destilliertem Wasser.
    12. Die Dias in Hämatoxylin für 10 s verfärben. Spülen Sie die Dias in Leitungswasser für 5 min.
    13. Spülen Sie in sauren Alkohol superschnelle Differenzierungslösung für 3 s. Dann in Leitungswasser für 10 min abspülen.
    14. Tauchen Sie die Dias in die folgenden Wässer bei RT ein: 80% Ethanol für 5 min, 95% Ethanol für 5 min, 100% Ethanol für 5 min und Xylol für 15 min (2x). Befestigen Sie den Coverslip mit Montagelösung. Beobachten Sie das Gewebe unter dem Mikroskop.
      HINWEIS: Siehe repräsentative Bilder in Abbildung 4B.

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Ergebnisse

Peritoneale Exutatzellen wurden aus der Spülflüssigkeit von Mäusen gesammelt. Die Zellen wurden in 1 ml RPMI-1640-Gesamtmedium resuspendiert, auf einem zweistufigen (54,8%/70,2%) diskontinuierlicher Dichtegradient (Abbildung 1A) und zentrifugiert bei 1.500 x g für 30 min. Neutrophile (ca. 95 %, 1 x 107 Neutrophile/Maus) wurden von der unteren Schnittstelle(Abbildung 1B) wieder...

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Diskussion

Detaillierte Protokolle von hochgereinigten Neutrophilen aus peripherem Blut7,Knochenmark und Gewebe18 sind seit langem verfügbar. Hier nehmen wir eine Methode zur Isolierung von Neutrophilen aus Peritonealflüssigkeit19 an, bei der reife Neutrophile für weitere entzündungshemmende und antioxidative Studien inaktiviert bleiben.

Wir nutzten das Luftbeutelexperiment, um die LPS-induzierte Infiltration von Neutrophilen in vivo...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (Grant-Nummern 81430099 und 31500704), Internationalen Kooperations- und Austauschprojekten (Grant-Nummer 2014DFA32950) und dem Forschungsprogramm der Pekinger Universität für Chinesische Medizin ( BUCM-2019-JCRC006 und 2019-JYB-TD013).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,1 % Fast Green SolutionSolarbio8348bÜbertragen Sie 20 mg Fast Grene FCF in einer Durchstechflasche in ein weiteres 100-ml-Becherglas. Geben Sie 20 ml H2O in das Becherglas und lösen Sie den Fleck durch Rühren auf, um eine 0,1%ige schnelle grüne Lösung herzustellen, und filtrieren Sie ihn mit einem Nalgene PES 75-mm-Filter
0,1 % Safranin O FärbelösungSolarbio8348aÜbertragen Sie 20 mg Safranin O-Färbung in einem Fläschchen in ein 100-ml-Becherglas. Geben Sie 20 ml H2O in das Becherglas und lösen Sie den Fleck durch Rühren auf, um 0,1 % Safranin O-Färbelösung herzustellen, und filtrieren Sie ihn mit einem Nalgene PES 75-mm-Filter
0,5 M Ethylendiamintetraessigsäurelösung (EDTA), pH 8,0Sigma324506steril
100 % EthanolBeijing Chemical Works
100 % MethanolChemical Works
15 mL konisches Zentrifugenröhrchen aus PolypropylenFalcon14-959-53A
23 G x 1 1/4" NadelBD305120
26 G x 3/8" NadelBD305110
3 % Rinderserumalbumin (BSA)Lösen Sie 0,3 g BSA in 10 mL PBS
3 % H2O2Mischen Sie 1 mL 30% H2O2 mit Methanol mit 9 mL Methanol
3,3'-Diaminobenzidin (DAB) KitZSGB-BIOZLI-9018
30 G x 1/2" NadelBD305106
30% H2O2Beijing Chemical Works
5 mL SpritzeBDZ683574
50 mL konisches Zentrifugenröhrchen aus PolypropylenFalcon14-432-22
50% EthanolMix 500 mL 100% Ethanol mit 500 mL dH2O
54,8% PercollMix 2,74 mL SIP mit 2,26 mL 1&mal; PBS, Stand still
70% EthanolMix 700 mL 100% Ethanol mit 300 mL dH2O
70,2% PercollMix 3,51 mL SIP mit 1,49 mL 1&mal; PBS, Stand
still 80% EthanolMix 800 mL 100% Ethanol mit 200 mL dH2O
95% EthanolMix 950 mL 100% Ethanol mit 50 mL dH2O
Saurer Alkohol Superschnelle DifferenzierungslösungBeyotimeC0165S
ANTIKÖRPER
Anti-Myeloperoxidase AntikörperAbcamab208670
Anti-Neutrophilen-Elastase-AntikörperAbcamab21595
Automatischer Hämatologie-AnalysatorSysmexXS-800i
Rinderserumalbumin (BSA)VWR0332-100G
Komplettes Freund's Adjuvans, 10 mg/mlSigma1002036152
DeckglasCITOGLAS10212432C
Zifferblatt DickenmessgerätMitutoyo7301
Eppendorf Mikroröhrchen, 1,5 mLSigmaZ606340
Fötales Rinderserum (FBS) PremiumPANP30-1302
GasanästhesiesystemZS DichuangZS-MV-IV
Ziege Anti-Kaninchen IgG H& L (HRP)PPLYGENC1309Dies ist der Sekundärantikörper, der bei der immunhistochemischen Färbung verwendet wird.
Hank's Balanced Salt Solution (HBSS)Biological Industries, Beth HaEmek, Israel02-016-1ASterile
Hämatoxylin-FärbelösungZSGB-BIOZLI-9609
Lipopolysaccharid (LPS)SigmaL3012
MEDIEN UND ERGÄNZUNGSMITTEL
Modifiziertes Safranin O-fast Green FCF Knorpel-FärbesetSolarbioG1371
N-Formyl-Met-Leu-Phe (fMLP)Sigma47729
Penicillin-Streptomycin-Lösung, 100-fach;Invitrogen1514022
PercollGE Healthcare10245207Density Gradient Medium
Permeabilization BufferMix 100 μ L Triton X-100 mit 1 L dH2O um 0,01% Triton X-100
Phosphatpuffer Kochsalzlösung (PBS) zu erhalten, 1&fach;Mischen Sie 90% ddH2O mit 10% (v/v) 10& PBS, autoklavierte
Phosphatpuffer-Kochsalzlösung (PBS), 10-fach;16 g NaCl, 0,4 g KCl, 2,88 g Na2HPO4· 2H2O, 0,48 g KH2PO4 (wasserfrei) in 200 mL ddH2O, pH 7,4 einstellen, autoklaviert
PLASTIC WARES AND EQUIPMENTS POWDER
Proteose PeptonOxoid1865317
Retrieval BufferMischen Sie 18 mL Rückholpuffer A mit 82 mL Rückholpuffer B, fügen Sie dH2O auf 1000 mL hinzu, stellen Sie den pH-Wert auf 6,0
ein Rückholpuffer A Stamm für IHCLösen Sie 4,2 g Zitronensäure (C6H5O7· H2O) in 200 mL dH2O
Rückholpuffer B Stamm für IHC5,88 g Trinatriumcitrat-Dihydrat (C6H5Na3O7· 2H20) in 200 mL dH2O
Roswell Park Memorial Institute (RPMI)-1640 MediumSigmaR8758
RPMI-1640 CompleteMedium RPMI-1640 Medium wird mit 10 % FBS und 1 % Penicillin/Streptomycin ergänzt.
Shu Rui U40 sterile Einweg-Insulininjektionsnadel 1 mLBD328421
ObjektträgerCITOGLAS10127105P-G
LÖSUNG
Stock Isotonic Percoll (SIP)Mischen Sie 90% (v/v) Percoll mit 10% (v/v) 10&fach; PBS, Stillstand für 20 min
Waschpuffer im Air Pouch Assay0,5 M EDTA auf 10 mM mit HBSS
Xylol verdünnenBeijing Chemical Works
Beijing

Referenzen

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