Methodenartikel

Untersuchung neurobehavioraler Auswirkungen von Umweltschadstoffen auf Zebrafischlarven

DOI:

10.3791/60818

⸱

5. Februar 2020

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Marine Geology, Tongji University, 2Key Laboratory of Yangtze River Water Environment, Ministry of Education, College of Environmental Science and Engineering, Tongji University, 3Shanghai Collaborative Innovation Centre for WEEE Recycling, WEEE Research Center of 10 Shanghai Polytechnic University, 4Shanghai Institute of Pollution Control and Ecological Security

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ein detailliertes experimentelles Protokoll wird in diesem Beitrag zur Bewertung der neurobehavioralen Toxizität von Umweltschadstoffen unter Verwendung eines Zebrafischlarvenmodells vorgestellt, einschließlich des Expositionsprozesses und Tests für neurobehaviorale Indikatoren.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In den letzten Jahren haben sich immer mehr Umweltschadstoffe als neurotoxisch erwiesen, vor allem in den frühen Entwicklungsstadien von Organismen. Zebrafischlarven sind ein herausragendes Modell für die neurobehaviorale Untersuchung von Umweltschadstoffen. Hier wird ein detailliertes Versuchsprotokoll für die Bewertung der Neurotoxizität von Umweltschadstoffen mit Zebrafischlarven, einschließlich der Entnahme der Embryonen, des Expositionsprozesses, neurobehavioraler Indikatoren, des Testprozesses und Datenanalyse. Außerdem werden die Kulturumgebung, der Expositionsprozess und die experimentellen Bedingungen diskutiert, um den Erfolg des Assays sicherzustellen. Das Protokoll wurde bei der Entwicklung psychopathischer Medikamente, der Erforschung neurotoxischer Umweltschadstoffe, verwendet und kann optimiert werden, um entsprechende Studien zu erstellen oder für mechanistische Studien hilfreich zu sein. Das Protokoll zeigt einen klaren Operationsprozess zur Untersuchung neurobehavioraler Wirkungen auf Zebrafischlarven und kann die Auswirkungen verschiedener neurotoxischer Substanzen oder Schadstoffe aufzeigen.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In den letzten Jahren wurden immer mehr Umweltschadstoffe neurotoxisch1,2,3,4. Die Bewertung der Neurotoxizität in vivo nach Exposition gegenüber Umweltschadstoffen ist jedoch nicht so einfach wie die der endokrinen Störung oder der Entwicklungstoxizität. Darüber hinaus hat die frühzeitige Exposition gegenüber Schadstoffen, insbesondere in umweltrelevanten Dosen, in Toxizitätsstudien5,6,7,8zunehmend Aufmerksamkeit erregt.

Zebrafisch wird als Tiermodell etabliert, das für Neurotoxizitätsstudien während der frühen Entwicklung nach der Exposition gegenüber Umweltschadstoffen geeignet ist. Zebrafische sind Wirbeltiere, die sich nach der Befruchtung schneller entwickeln als andere Arten. Die Larven müssen nicht gefüttert werden, da die Nährstoffe im Chorion ausreichen, um sie für 7 Tage nach der Befruchtung zu erhalten (dpf)9. Larven kommen aus dem Chorion bei 2 dpf und entwickeln Verhaltensweisen wie Schwimmen und Drehen, die beobachtet, verfolgt, quantifiziert und automatisch mit Verhaltensinstrumenten10,11,12,13 ab 3-4 dpf14,15,16,17,18analysiert werden können. Darüber hinaus können Hochdurchsatztests auch durch Verhaltensinstrumente realisiert werden. So sind Zebrafischlarven ein herausragendes Modell für die neurobehaviorale Untersuchung von Umweltschadstoffen19. Hier wird ein Protokoll mit Hochdurchsatzüberwachung angeboten, um die neurobehaviorale Toxizität von Umweltschadstoffen auf Zebrafischlarven unter Lichtreizen zu untersuchen.

Unser Labor hat die neurobehaviorale Toxizität von 2,2',4,4'-Tetrabromodiphenylether (BDE-47)20,21, 6'-Hydroxy/Methoxy-2,2',4,4'-Tetrabromodiphenylether (6-OH/MeO-BDE-47)22, deca-bromiertes Diphenylether (BDE-209), Blei, und kommerziellen chlorierten Paraffinen23 unter Verwendung des vorgelegten Protokolls. Viele Labore verwenden auch das Protokoll, um die neurobehavioralen Auswirkungen anderer Schadstoffe auf Larven oder erwachsene Fische24,25,26,27zu untersuchen. Dieses neurobehaviorale Protokoll wurde verwendet, um mechanistische Unterstützung zu bieten, die zeigt, dass eine niedrig dosierte Exposition gegenüber Bisphenol A und Ersatzbisphenol S eine vorzeitige hypothalamische Neurogenese bei embryonalen Zebrafischeninduzierte 27. Darüber hinaus optimierten einige Forscher das Protokoll, um entsprechende Studien durchzuführen. Eine kürzlich durchgeführte Studie eliminierte die Toxizität von Amyloid-Beta (A) in einem einfachen Zebrafischmodell mit hohem Durchsatz mit Kasein-beschichteten Gold-Nanopartikeln ( Es zeigte sich, dass sich die "Cas AuNPs" in systemischer Zirkulation über die Blut-Hirn-Schranke von Zebrafischlarven translozierten und intracerebral A-42 beschlagnahmten, was Toxizität in einer unspezifischen, chaperonähnlichen Weise hervorrief, die durch die Verhaltenspathologie unterstützt wurde28.

Fortbewegung, Pfadwinkel und soziale Aktivität sind drei neurobehaviorale Indikatoren, die verwendet werden, um die neurotoxischen Auswirkungen von Zebrafischlarven nach der Exposition gegenüber Schadstoffen im vorgestellten Protokoll zu untersuchen. Die Fortbewegung wird anhand des Schwimmabstandes von Larven gemessen und kann nach der Exposition gegenüber Schadstoffen beschädigt werden. Pfadwinkel und soziale Aktivität sind enger mit der Funktion des Gehirns und des zentralen Nervensystems verbunden29. Der Pfadwinkel bezieht sich auf den Winkel des Pfades der Tierbewegung relativ zur Schwimmrichtung30. Im System werden acht Winkelklassen von -180°-+180° eingestellt. Um den Vergleich zu vereinfachen, werden sechs Klassen im Endergebnis definiert als Routinedrehungen (-10° - 0°, 0° + 10°), durchschnittliche Umdrehungen (-10° - 90°, +10° +90°) und reaktionsschnelle Drehungen (-180° - 90°, +90° + +180°) nach unseren vorherigen Studien21,22. Zwei-Fisch-Soziale Aktivität ist grundlegend für Gruppen-Shoaling-Verhalten; hier wird ein Abstand von < 0,5 cm zwischen zwei gültigen Larven als sozialer Kontakt definiert.

Das hier vorgestellte Protokoll zeigt einen klaren Prozess zur Untersuchung neurobehavioraler Wirkungen auf Zebrafischlarven und bietet eine Möglichkeit, die neurotoxischen Wirkungen verschiedener Substanzen oder Schadstoffe aufzudecken. Das Protokoll wird Forschern zugute kommen, die an der Untersuchung der Neurotoxizität von Umweltschadstoffen interessiert sind.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Protokoll entspricht den Richtlinien, die von der Tierethikkommission der Universität Tongji genehmigt wurden.

1. Zebrafisch-Embryo-Sammlung

  1. Legen Sie zwei Paare gesunder erwachsener Tubingen-Zebrafische in der Nacht vor der Exposition in die Laichbox und halten Sie das Geschlechterverhältnis bei 1:1.
  2. Entfernen Sie die erwachsenen Fische zurück in das System 30-60 min nach Tageslicht am nächsten Morgen.
  3. Entfernen Sie die Embryonen aus dem Laichkasten.
  4. Spülen Sie die Embryonen mit Systemwasser.
  5. Übertragen Sie die Embryonen in eine glasige Petrischale (9 cm Durchmesser) mit genügend Systemwasser.
  6. Beobachten Sie die Embryonen unter dem Mikroskop und wählen Sie gesunde Embryonen für eine spätere Exposition aus.
    HINWEIS: Gesunde Embryonen sind in der Regel transparent mit heller goldener Farbe unter dem Mikroskop. Die ungesunden Embryonen sind in der Regel blass und verklumpt, wie unter dem Mikroskop beobachtet.

2. Vorbereitung vor Derexposition

  1. Bereiten Sie die Hanks-Lösung nach den Richtlinien des Zebrafischbuches31vor.
    HINWEIS: Die Hanks-Lösung umfasst 0,137 M NaCl, 5,4 mM KCl, 0,25 mM Na2HPO4, 0,44 mM KH2PO4, 1,3 mM CaCl2, 1,0 mM MgSO4und 4,2 mM NaHCO3.
  2. Verdünnen Sie die Hanks-Lösung mit sterilem Wasser zu 10% Hanks' Lösung.
  3. Fügen Sie 1 ml DMSO in 999 ml von 10% Hanks' Lösung hinzu, um eine Steuerungslösung von 10% Hanks' Lösung einschließlich 0,1% DMSO zu machen.
    HINWEIS: In den nächsten Schritten wird BDE-47 als Beispiel für eine Belichtungslösung verwendet.
  4. 5 mg des ordentlichen BDE-47 in 1 ml 100% DMSO auflösen, um eine Standard-Expositionslösung von 5 mg/ml herzustellen.
  5. Wirbel die 5 mg/ml Lösung für 1 min, um den BDE-47 im DMSO vollständig aufzulösen.
  6. Übertragen Sie 10 l der 5 mg/ml-Lösung in eine 12 ml braune Glasflasche.
  7. Fügen Sie sterilisiertes Wasser zu einem Endvolumen von 10 ml hinzu, um die Konzentration der BDE-47-Expositionslösung 5 mg/L und DMSO-Verhältnis bei 0,1% und dann Wirbel für 1 min zu machen.
  8. Übertragen Sie 10 l bzw. 100 l der 5 mg/L-Lösung in zwei 100 ml Volumetkolben.
  9. Fügen Sie die Lösung von 10% Hanks einschließlich 0,1% DMSO (in Schritt 2.3) bis 100 ml hinzu, um die Endkonzentrationen der BDE-47-Expositionslösungen 5 g/l bzw. 50 g/l herzustellen.
  10. Übertragen Sie die Lösungen in 100 ml braune Glasflaschen und lagern Sie sie bei 4 °C.

3. Exposition von Embryonen

  1. Übertragen Sie 50 Embryonen in jede der drei Glas-Petrischalen (6 cm Durchmesser) 3-5 Stunden nach der Befruchtung (hpf).
  2. Verwenden Sie eine 1 ml Pipettenspitze, um das Systemwasser um die Embryonen herum zu beulen.
  3. Verwenden Sie eine Pipette, um die Steuerung und zwei BDE-47 Belichtungslösungen (Steuerung, 5 g/L, 50 g/L) in die drei Glas-Petri-Schalen zu übertragen.
  4. Schütteln Sie die gläsernen Petrischalen sanft nacheinander, um die Embryonen im Boden der Platte zu zerstreuen.
  5. Die glasigen Petrischalen unter 28,5 °C in den Lichtbrutschrank geben.
  6. Erneuern Sie die Hälfte der Belichtungslösungen alle 24 h bis 5 dpf.
  7. Überprüfen Sie die toten Embryonen jeder Gruppe auf 1 dpf und 2 dpf und berechnen Sie die Sterberate.
  8. Überprüfen Sie die inkubierten Embryonen jeder Gruppe auf 2 dpf und 3 dpf und berechnen Sie die Schraffabilität.
  9. Überprüfen Sie die Deformität der Larven jeden Tag, nachdem sie aus dem Chorion herauskommen und berechnen Sie die Deformitätsrate jeder Gruppe.
    HINWEIS: Zu den Deformitätsindikatoren gehören Perikardzyste, Wirbelsäulenkrümmung, Schwanzkrümmung, unter anderem Faktoren32.

4. Vorbereitung auf den Verhaltenstest

  1. Bereiten Sie eine 48-Well-Mikroplatte für den Bewegungs- und Pfadwinkeltest und drei 6 Well-Mikroplatten für den social activity test am Morgen von 5 dpf vor.
  2. Übertragen Sie 800 l Belichtungslösung in jeden Brunnen der 48 Well-Mikroplatte.
    HINWEIS: Verwenden Sie 16 Bohrungen für jede Gruppe (d. h. die Steuerungslösung, 5 g/l und 50 g/l-Gruppe).
  3. Verwenden Sie eine 1 ml Pipettenspitze, um 200 l Belichtungslösung mit einer Larve aus der glasigen Petrischale in einen Brunnen der 48 Well-Mikroplatte zu übertragen.
  4. Übertragen Sie 4 ml Belichtungslösung in jeden Brunnen der 6 Well-Mikroplatte.
    HINWEIS: Verwenden Sie eine 6 Well-Mikroplatte für jede Gruppe.
  5. Verwenden Sie eine 1 ml Pipettenspitze, um 200 l Belichtungslösung mit zwei Larven in jeden Brunnen der 6 Well-Mikroplatte zu übertragen.
    HINWEIS: Jede Gruppe hat sechs sich wiederholende Gruppen.
  6. Stellen Sie vor dem Test sicher, dass die Temperatur des Prüfraums 28 °C 2 h beträgt.
    HINWEIS: Verhaltenstests werden in der Regel am Nachmittag durchgeführt.

5. Verhaltenstest

  1. Bewegungs- und Pfadwinkelprüfung
    1. Klicken Sie auf das Launcher-Symbol auf dem Computer-Schreibtisch, um die Software zu öffnen (siehe Tabelle der Materialien), die das Überwachungsgehäuse mit hohem Durchsatz steuert, um das Programm zu starten.
    2. Wählen Sie das Modul "Tracking, Rotations, Path Angles", um die Bedienoberfläche einzugeben.
    3. Übertragen Sie die in Schritt 4.3 vorbereitete 48-Well-Mikroplatte auf die Aufnahmeplattform und ziehen Sie die Abdeckung nach unten.
    4. Klicken Sie in der Software auf die Schaltfläche "Datei" ""Protokollgenerieren ", um mit der Generierung eines neuen Protokolls zu beginnen.
    5. Geben Sie "48" in die Position "Location count" ein und klicken Sie auf die Schaltfläche "OK".
    6. Klicken Sie in der Software auf die Schaltfläche "Parameter" "Protokollparameter" " "Zeit". Stellen Sie die Versuchsdauer auf 1 h und 10 min und die Integrationsdauer auf 60 s33ein.
    7. Zeichnen Sie die erkannten Bereiche.
      1. Wählen Sie die elliptische Form aus und zeichnen Sie den ersten Kreis um den ersten oberen linken Brunnen.
      2. Wählen Sie den Kreis aus, klicken Sie auf die Schaltfläche "Kopieren"" "Oben-Rechts-Markierung"" " "Auswählen"und ziehen Sie den kopierten Kreis mit der Maus nach oben rechts.
      3. Wählen Sie den Kreis aus, klicken Sie auf die Schaltfläche "Kopieren" "Bottom Mark"" " "Select" und verwenden Sie die Maus, um den kopierten Kreis gut nach unten rechts zu ziehen.
      4. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Build" "Clear marks".
        HINWEIS: Das System zieht automatisch jeden anderen Brunnen der Platte. Die neu geschaffenen Flächen sollten perfekt zwischen den eigentlichen Fischen und ihrer Reflexion auf der Seite des Brunnens passen.
    8. Klicken Sie auf die Schaltfläche"Skalen zeichnen", zeichnen Sie eine Kalibrierungslinie auf dem Bildschirm (ein diagonaler Pfad oder parallel zur Seite der Mikroplatte), geben Sie ihre Länge ein und legen Sie die "Einheit" fest. Klicken Sie dann auf die Schaltfläche "Gruppen anwenden".
    9. Legen Sie die Tierfarbe in der Software auf "Schwarz" fest.
    10. Legen Sie den Nachweisschwellenwert auf 16-18 fest, um die Erkennung der Tiere zu ermöglichen.
    11. Eingabe inaktiv/klein und klein/groß bei 0,5 cm/s bzw. 2,5 cm/s.
    12. Legen Sie die Pfadwinkelklassen fest. Eingabe "-90, -30, -10, 0, 10, 30 und 90", um Pfadwinkelklassen von -180°-+180° zu erstellen.
    13. Einstellen der Lichtverhältnisse
      1. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Parameter"" Light driving" verwendet eine der 3auslösenden Methoden unter"Enhanced stimuli" , um die Lichtverhältnisse einzustellen.
      2. Wählen Sie die Schaltfläche "Kante" und legen Sie dann eine dunkle Periode von 10 min fest, gefolgt von drei Zyklen mit abwechselnden 10 min hellen und dunklen Perioden.
    14. Speichern Sie das Protokoll, und schalten Sie das Licht des Testraums aus.
    15. Akklimatisieren Sie die Larven im System für 10 min und klicken Sie auf die Schaltfläche "Experiment" "Ausführen",wählen Sie dann den Ordner aus, in dem die Experimentierdateien gespeichert werden, und geben Sie den Ergebnisnamen ein.
    16. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Hintergrund" "Starten", um den Test zu starten.
    17. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Experiment" "Stop", um das Experiment zu beenden, wenn der Test endet.
      HINWEIS: Das System zeigt die Daten an, die beim Anhalten des Systems getestet wurden. Die Daten umfassen den verfolgten Abstand bei drei Geschwindigkeitsklassen und Pfadwinkelnummern bei acht Winkelklassen pro Minute. Für den Fortbewegungstest im vorgestellten Beispiel wird die Gesamtentfernung in jeder Lichtperiode (10 min) berechnet und die Differenz zwischen der Kontrollgruppe und den Behandlungsgruppen verglichen.
    18. Übertragen Sie die 48 Well-Mikroplatte für andere Experimente zurück auf den Licht-Inkubator.
  2. Sozialer Aktivitätstest
    1. Klicken Sie auf das Launcher-Symbol auf dem Computer-Schreibtisch, um die Software zu öffnen, die das Überwachungsgehäuse mit hohem Durchsatz steuert, um das Programm zu starten.
    2. Wählen Sie das Modul "Soziale Interaktionen", um die Bedienoberfläche einzugeben.
    3. Übertragen Sie die vorbereitete 6 Well-Mikroplatte (Steuergruppe) in Schritt 4.4 auf die Aufnahmeplattform und ziehen Sie die Abdeckung nach unten.
    4. Klicken Sie in der Software auf die Schaltfläche "Datei" ""Protokollgenerieren ", um mit der Generierung eines neuen Protokolls zu beginnen.
    5. Geben Sie "6" in die Position "Location count" ein und klicken Sie auf die Schaltfläche "OK".
    6. Klicken Sie in der Software auf die Schaltfläche "Parameter" "Protokollparameter" " "Zeit". Stellen Sie die Experimentdauer auf 1 h und 10 min und die Integrationsdauer auf 60 s.
    7. Zeichnen Sie die erkannten Bereiche.
      1. Wählen Sie die elliptische Form aus und zeichnen Sie den ersten Kreis um den ersten oberen linken Brunnen.
      2. Wählen Sie den Kreis aus, klicken Sie auf die Schaltfläche "Kopieren"" "Oben-Rechts-Markierung"" " "Auswählen"und ziehen Sie den kopierten Kreis mit der Maus nach oben rechts.
      3. Wählen Sie den Kreis aus, klicken Sie auf die Schaltfläche "Kopieren" "Bottom Mark"" " "Select" und verwenden Sie die Maus, um den kopierten Kreis gut nach unten rechts zu ziehen.
      4. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Build" "Clear marks".
        HINWEIS: Die neu geschaffenen Bereiche sollten perfekt zu jedem gut passen und zwischen den eigentlichen Larven und ihrer Reflexion auf der Seite des Brunnens.
    8. Klicken Sie auf die Schaltfläche"Skalen zeichnen", zeichnen Sie eine Kalibrierungslinie im Bildschirm (ein diagonaler Pfad oder parallel zur Seite der Mikroplatte), geben Sie ihre Länge ein und legen Sie die "Einheit" fest. Klicken Sie dann auf die Schaltfläche "Gruppen anwenden".
    9. Legen Sie den Nachweisschwellenwert auf 16-18 fest, um die Erkennung der Tiere zu ermöglichen.
    10. Klicken Sie in der Software auf die Schaltfläche "Schwarzes Tier".
    11. Wählen Sie die Schaltfläche "Abstandsschwelle" und geben Sie "5" in die Software ein.
    12. Stellen Sie die Lichtverhältnisse ein.
      1. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Parameter"" Light driving" verwendet eine der 3auslösenden Methoden unter"Enhanced stimuli" , um die Lichtverhältnisse einzustellen.
      2. Wählen Sie die Schaltfläche "Kante" und legen Sie dann eine dunkle Periode von 10 min fest, gefolgt von drei Zyklen mit abwechselnden 10 min hellen und dunklen Perioden.
    13. Speichern Sie das Protokoll und schalten Sie das Licht des Raumes aus.
    14. Akklimatisieren Sie die Larven im System für 10 min und klicken Sie auf die Schaltfläche "Experiment" "Ausführen",wählen Sie dann den Ordner aus, in dem die Experimentierdateien gespeichert werden, und geben Sie den Ergebnisnamen ein.
    15. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Hintergrund" "Starten", um den Test zu starten.
    16. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Experiment" "Stop" , um das Experiment in der Software zu beenden, wenn der Test endet.
      HINWEIS: Das System zeigt die Daten an, die beim Anhalten des Systems getestet wurden.
    17. Übertragen Sie die 6 Well-Mikroplatte (Kontrollgruppe) für andere Experimente zurück auf den Lichtinkubator.
    18. Übertragen Sie die 6 Well-Mikroplatten (5 g/L- und 50-g/L-Gruppen) wiederum auf die Aufnahmeplattform und wiederholen Sie die Schritte von 5.2.4 bis 5.2.17 durch Ordinal.

6. Datenanalyse

  1. Öffnen Sie die Tabellenkalkulationsdatei in den Ergebnissen für Fortbewegung und Pfadwinkel.
  2. Wählen Sie die drei Abstandsspalten (inadist, smldist, lardist) und addieren Sie sie.
    HINWEIS: Die Daten von Inadist, smldistund lardist bedeuten unterschiedliche Entfernungen, die vom System in verschiedenen Geschwindigkeitsklassen (inaktiv/klein/groß) aufgezeichnet werden.
  3. Berechnen Sie für jede 10-minütige Lichtperiode die Entfernung jedes Brunnens, berechnen Sie die durchschnittliche Entfernung von 16 Brunnen und vergleichen Sie die Daten der drei Gruppen unter Lichtreizen.
  4. Fassen Sie für jede 10-minütige Lichtperiode die Winkelzahl jedes Brunnens in jeder Lichtdauer von cl01 bis cl08 nacheinander zusammen, und vergleichen Sie die Daten der drei Gruppen unter Lichtreizen.
    HINWEIS: Die Daten von Spalten von cl01 bis cl08 bedeuten unterschiedliche Pfadwinkelnummern, die vom System in unterschiedlichen Pfadwinkeln aufgezeichnet werden.
  5. Öffnen Sie die Tabellenkalkulationsdatei in den Ergebnissen der sozialen Aktivität.
  6. Wählen Sie die Contct- und Contdur-Säulen aus, und summieren Sie für jede 10 minuten Lichtperiode die gesellschaftlichen Zeiten und ihre Dauer für jeden Brunnen.
  7. Berechnen Sie die durchschnittlichen sozialen Zeiten und die Dauer einer Gruppe in jeder Lichtdauer und vergleichen Sie die Daten der drei Gruppen unter Lichtreizen.

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Ergebnisse

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Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Untersuchung der neurobehavioralen Auswirkungen von Umweltschadstoffen mit Zebrafischlarven unter Lichtreizen. Die Fortbewegungs-, Pfadwinkel- und sozialen Aktivitätstests werden in der Einleitung definiert. Die Einrichtung der Mikroplatten in den Bewegungs- und Pfadwinkeltests sowie die Bilder der Software sind unten dargestellt. Darüber hinaus werden unsere eigenen Forschungsergebnisse als Beispiele vorgestellt. Zwei Studien zeigen die Bewegungs- u...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit liefert ein detailliertes experimentelles Protokoll zur Bewertung der Neurotoxizität von Umweltschadstoffen unter Verwendung von Zebrafischlarven. Zebrafische durchlaufen den Prozess von Embryonen bis zu Larven während der Expositionsphase, was bedeutet, dass eine gute Versorgung der Embryonen und Larven unerlässlich ist. Alles, was die Entwicklung der Embryonen und Larven beeinflusst, kann das Endergebnis beeinflussen. Hier werden die Kulturumgebung, der Belichtungsprozess und die experimentellen Bedingunge...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren sind dankbar für die finanzielle Unterstützung durch die National Natural Science Foundation of China (21876135 und 21876136), das National Major Science and Technology Project of China (2017ZX07502003-03, 2018ZX07701001-22), die Stiftung von MOE-Shanghai Key Laboratory of Children es Environmental Health (CEH201807-5) und Swedish Research Council (Nr. 639-2013-6913).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
48-Well-MikroplatteCorning3548Embyros Gehäuse
6-Well-MikroplatteCorning3471Embyros Gehäuse
BDE-47AccuStandard5436-43-1Schadstoff
DMSOSigma67-68-5Cosolvent
MikroskopOlympusSZX 16Beobachtungsinstrument
PipetteEppendorf3120000267Transferlösung
ZebraboxViewpointZebraBoxVerhaltensinstrument
ZebrafischShanghai FishBio Co., Ltd.TübingenZebrafisch Lieferant
ZebraLabViewpointZebraLabVerhaltenssoftware

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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