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Stimulation von Stammzellnischen und Geweberegeneration in der Haut von Mäusen durch schaltbare Protoporphyrin IX-abhängige Photogeneration reaktiver Sauerstoffspezies in situ

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DOI:

10.3791/60859

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8. Mai 2020

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1Ramón y Cajal Institute for Health Research (IRYCIS), Ramón y Cajal University Hospital, 2Centro Integrativo de Biología y Química Aplicada (CIBQA), Universidad Bernardo O'Higgins, 3Department of Molecular Biology, Faculty of Sciences, Universidad Autónoma de Madrid (UAM), 4Instituto de Investigaciones Biosanitarias, Facultad de Ciencias Experimentales, Universidad Francisco de Vitoria, 5Department of Radiology, Rehabilitation & Physiotherapy, Faculty of Medicine, Complutense University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Protokolls ist es, die vorübergehende In-vivo-Produktion von nicht-letalen Mengen an reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) in der Haut von Mäusen zu induzieren und so die physiologischen Reaktionen im Gewebe weiter zu fördern.

Zusammenfassung

In dieser Arbeit beschreiben wir ein Protokoll zur induzierbaren in vivo Photogenerierung von endogenen reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) in der Haut von Mäusen. Diese transiente Produktion von ROS in situ aktiviert effizient die Zellproliferation in Stammzellnischen und stimuliert die Geweberegeneration, was sich stark in der Beschleunigung von Verbrennungsheilungs- und Haarfollikelwachstumsprozessen manifestiert. Das Protokoll basiert auf einer regulierbaren photodynamischen Behandlung, bei der das Gewebe mit Vorstufen des endogenen Photosensibilisators Protoporphyrin IX behandelt und das Gewebe unter streng kontrollierten physikalisch-chemischen Parametern weiter mit rotem Licht bestrahlt wird. Insgesamt stellt dieses Protokoll ein interessantes experimentelles Werkzeug zur Analyse der ROS-Biologie dar.

Einleitung

Reaktive Sauerstoffspezies (ROS) sind das Ergebnis der chemischen Reduktion von molekularem Sauerstoff zu Wasser und umfassen Singulett-Sauerstoff, Superoxid-Anion, Wasserstoffperoxid und das Hydroxylradikal 1,2,3. ROS haben aufgrund ihrer extrem chemisch reaktiven Natur eine sehr kurze Lebensdauer. In aeroben Organismen werden ROS zufällig in den Zellen als großes undichtes Nebenprodukt der aeroben Atmung (Elektronentransportkette) in den Mitochondrien gebildet. Die vorübergehende Anhäufung hoher ROS-Konzentrationen in der Zelle führt zu einem oxidativen Stresszustand, der die irreversible Inaktivierung von Proteinen, Lipiden und Zuckern und die Einführung von Mutationen im DNA-Molekül 2,3,4,5 provozieren kann. Die allmähliche Anhäufung oxidativer Schäden in Zellen, Geweben und ganzen Organismen nimmt mit der Zeit stetig zu und wurde mit der Induktion von Zelltodprogrammen, verschiedenen Pathologien und dem Alterungsprozess in Verbindung gebracht 2,3,4,6.

Aerobe Organismen haben stetig effiziente molekulare Mechanismen entwickelt, um die übermäßige ROS-Akkumulation in Zellen und Geweben zu bekämpfen. Zu diesen Mechanismen gehören Mitglieder der Superoxiddismutase (SOD)-Proteinfamilie, die die Superoxidradikal-Dismutation in molekularen Sauerstoff und Wasserstoffperoxid katalysieren, sowie verschiedene Katalasen und Peroxidasen, die den antioxidativen Pool (Glutathion, NADPH, Peroxiredoxin, Thioredoxin7,8) nutzen, um die anschließende Umwandlung von Wasserstoffperoxid in Wasser und molekularen Sauerstoff zu katalysieren.

Mehrere Berichte unterstützen jedoch die Rolle von ROS als Schlüsselkomponenten molekularer Schaltkreise, die kritische Zellfunktionen regulieren, einschließlich Proliferation, Differenzierung und Mobilität 2,3,4. Dieses Konzept wird durch die anfängliche Identifizierung und Charakterisierung von ROS-produzierenden Mechanismen in aeroben Organismen, einschließlich Lipoxygenasen, Cyclooxygenasen und NADPH-Oxidasen, weiter unterstützt 9,10. In diesem Sinne spielen ROS eine aktive Rolle während der Embryonalentwicklung von Wirbeltieren 11,12,13 und Schlüsselrollen für diese Moleküle bei der Regulation spezifischer physiologischer In-vivo-Funktionen wurden in verschiedenen experimentellen Systemen beschrieben, einschließlich des Differenzierungsprogramms von hämatopoetischen Vorläuferzellen in Drosophila14, der heilenden Induktion bei Zebrafischen oder der Schwanzregeneration bei Xenopus-Kaulquappen 15. Bei Säugetieren waren ROS am Selbsterneuerungs-/Differenzierungspotenzial von neuralen Stammzellen in einem Neurosphärenmodellbeteiligt 16 und an der Deregulierung der intestinalen Stammzellfunktion während der Darmkrebsentstehung17. In der Haut wurde die ROS-Signalgebung mit der epidermalen Differenzierung und der Regulierung der Hautstammzellnische und des Wachstumszyklus der Haarfollikel in Verbindung gebracht18,19.

In dieser Perspektive ist eine wesentliche experimentelle Einschränkung zur Bestimmung der physiologischen Rolle von ROS in biologischen Systemen, sowohl unter normalen als auch unter pathologischen Bedingungen, das Fehlen geeigneter experimenteller Werkzeuge, um eine kontrollierte Produktion dieser Moleküle in Zellen und Geweben zu induzieren, die ihrer physiologischen Produktion als sekundäre Signalboten genau ähneln. Derzeit beinhalten die meisten experimentellen Ansätze die Verabreichung von exogenen ROS, meist in Form von Wasserstoffperoxid. Wir haben kürzlich einen experimentellen Ansatz implementiert, um eine transiente, nicht-letale In-vivo-Produktion von endogenen ROS in der Maushaut einzuschalten, basierend auf der Verabreichung von Vorläufern des endogenen Photosensibilisators Protoporphyrin IX (PpIX; z.B. Aminolaevulinsäure oder ihr Methylderivat Methylaminolevulinat) und einer weiteren Bestrahlung der Probe mit rotem Licht, um die in situ Bildung von ROS aus intrazellulärem molekularem Sauerstoff zu induzieren (Abbildung 1). Dieses photodynamische Verfahren kann effizient genutzt werden, um residente Stammzellnischen zu stimulieren, wodurch die Regenerationsprogramme des Gewebes aktiviertwerden 19,20 und der Weg für neue therapeutische Modalitäten in der regenerativen Hautmedizin eröffnet wird. Hier präsentieren wir eine detaillierte Beschreibung des Protokolls und zeigen repräsentative Beispiele für die Stimulation von Stammzellnischen, gemessen als Erhöhung der Anzahl von Langzeit-5-Brom-2'-Desoxyuridin (BrdU)-Markierungsretentionszellen (LRCs) in der Wölbungsregion des Haarfollikels19,21 und die anschließende Aktivierung von Regenerationsprogrammen (Beschleunigung des Haarwachstums und der Heilung von Verbrennungen), die durch transiente, nicht-letale ROS-Produktion in der Haut des C57Bl6-Mausstamms.

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Protokoll

Alle Mäusehaltungs- und Versuchsverfahren müssen in Übereinstimmung mit den lokalen, nationalen und internationalen Gesetzen und Richtlinien für Tierversuche durchgeführt werden.

1. Induktion des Haarwachstums, Induktion von Verbrennungen und Identifizierung langfristiger BrdU-LRCs in den Schwanzhautepithel-Wholemounts

HINWEIS: Verwenden Sie 10 Tage oder 7 Wochen alte C57BL/6-Mäuse, vorzugsweise Wurfgeschwister, für die unten beschriebenen Versuchspläne. Bei allen experimentellen Verfahren werden die Tiere durch 3%ige Isofluran-Inhalation betäubt oder durch Zervixluxation euthanasiert, wie angegeben.

  1. Induktion des Haarwachstums in der Rückenhaut von Mäusen in der zweiten Telogenphase (ca. Tag 50 postnatal)
    1. Betäuben Sie Mäuse mit Inhalation von 3% Isofluran. Bestätigen Sie die Volltiefenanästhesie durch das Fehlen eines Pedalreflexes (festes Einklemmen der Zehen). Rasieren Sie bei jeder einzelnen Maus zwei unabhängige, nebeneinander liegende Regionen der Rückenhaut mit einer Haarschneidemaschine und einer Enthaarungscreme (Materialtabelle). Verwenden Sie die linke Seite für die Steuerung und die rechte Seite für die Behandlung.
      HINWEIS: Vergewissern Sie sich, dass die darunter liegende Rückenhaut nach der Rasur rosa und nicht grau/schwarz ist, ein Indikator für die Melanogenese und den Eintritt in die Anagenphase (Wachstumsphase) bei diesem Mausstamm.
    2. Gründlich mit PBS waschen, um alle Cremereste zu entfernen, und mit der Induktion der vorübergehenden In-situ-Produktion nichtletaler ROS-Spiegel fortfahren, wie in Abschnitt 2.1 beschrieben.
    3. Zeichnen Sie das Wachstum der Haarfollikel auf, indem Sie täglich hochauflösende Bilder der Kontroll- und behandelten Hautpartien bei jedem Tier aufnehmen (z. B. mit einer HD-Kamera, die mit einem 5-20-fachen Fernglasobjektiv gekoppelt ist).
  2. Induktion von Verbrennungsläsionen 2. Grades in der hinteren Haut von Mäusen in der zweiten Telogenphase (Ruhephase) (ca. Tag 50 postnatal)
    1. Mäuse anästhesieren. Rasieren Sie die gesamte hintere Hautregion jeder einzelnen Maus mit einer Haarschneidemaschine und einer Enthaarungscreme und waschen Sie sie gründlich mit PBS, um alle Cremereste zu entfernen.
      HINWEIS: Subkutane In-situ-Injektionen von Lidocain 0,5% (2 mg/ml) in steriler Kochsalzlösung, nicht mehr als 7 mg/ml, kurz vor dem Verbrennungsvorgang.
    2. Eine Messingstange (1 cm Querschnitt) auf 95 °C durch Eintauchen in kochendes Wasser vorwärmen und dann für 5 s auf den zentralen Bereich der dorsalen hinteren Hautoberfläche jeder Maus auftragen.
    3. Unmittelbar nach der Verbrennungserzeugung injizieren Sie den Tieren intraperitoneal 1 ml physiologische Lösung (0,9 % NaCl) auf eine Heizdecke, um eine Dehydrierung zu verhindern. Lassen Sie die Tiere 24 Stunden lang erholen und fahren Sie mit der Induktion der vorübergehenden In-situ-Produktion nichtletaler ROS-Spiegel fort, wie in Abschnitt 2.3 beschrieben.
    4. Erfassen Sie das Fortschreiten der Brandwunde durch tägliche Aufnahme hochauflösender Bilder der Kontroll- und behandelten Rückenhautareale bei jedem Tier (z. B. mit einer HD-Kamera, die mit einem 5-20-fachen Fernglasobjektiv gekoppelt ist).
  3. Generierung und Identifizierung von langfristigen BrdU-LRCs im Schwanzhautepithel
    1. 10/14 Tage alte Wurfgeschwister einmal täglich intraperitoneal (ohne Anästhesie) an 4 aufeinanderfolgenden Tagen mit 50 mg/kg Körpergewicht BrdU gelöst in PBS injizieren. Lassen Sie die Mäuse nach der Markierungsphase 50 bis 60 Tage lang wachsen, bevor Sie mit der Behandlung beginnen.
      HINWEIS: Verwenden Sie für jede Injektion eine frische Nadel.
    2. Prozedur wie in Abschnitt 2.3 beschrieben für die Induktion der transienten in situ nichtletalen ROS-Produktion in der Schwanzhaut zu verschiedenen Zeitpunkten vor der Präparation von Gewebe-Wholemounts.
    3. Um ganze Schwanzepidermis vorzubereiten, euthanasieren Sie Mäuse durch Zervixverrenkung und schneiden Sie die Schwänze mit einer chirurgischen Schere ab.
      1. Machen Sie mit einem Skalpell einen geraden Längsschnitt entlang des Schwanzes und ziehen Sie die gesamte Haut als ein Stück von der Wirbelsäule ab. Inkubieren Sie die geschälte Haut in 5 mM EDTA in PBS in 5 ml-Röhrchen für 4 h bei 37 °C und trennen Sie die intakten Epidermisschichten vorsichtig mit einer Pinzette von der Dermis.
      2. Fixieren Sie das Gewebe in 4%igem Formaldehyd in PBS für mindestens 72 Stunden bei Raumtemperatur (RT) und fahren Sie mit dem BrdU-Nachweis unter Verwendung geeigneter Antikörper fort.
      3. Verwenden Sie Fluoreszenz-/Konfokalmikroskopie, um LRCs unter allen experimentellen Bedingungen zu identifizieren und zu quantifizieren, einschließlich Lichtkontrollen und photodynamischer Behandlungen zu verschiedenen Zeitpunkten vor der Präparation von Gewebe-Wholemounts, wie zuvor ausführlichbeschrieben 19,20.
        HINWEIS: Festsitzende Epidermisfolien können bis zu drei Monate lang in PBS mit 0,02 % Natriumazid bei 4 °C gelagert werden. Festsitzende Epidermisschichten können zur Immunlokalisierung der erforderlichen Proteine nach standardmäßigen histologischen Schnittverfahren verwendet werden.

2. Induktion der transienten Produktion von nicht-letalen ROS-Spiegeln in der Haut von Mäusen

HINWEIS: Um eine vorübergehende Produktion von nicht-letalen ROS-Spiegeln in der Haut von Mäusen zu induzieren, wird eine photodynamische Behandlung mit einem Vorläufer des endogenen Photosensibilisators PpIX, in diesem Fall Methylaminolevulinat (mALA), und rotem Licht verwendet.

  1. Um die transiente ROS-Produktion für die Induktion des Haarwachstums in der Rückenhaut einzuschalten, sind die Tiere wie in Abschnitt 1.1 beschrieben vorzubereiten.
    1. Tragen Sie ~25 mg mALA in Form einer topischen Creme (Materialtabelle) auf die rechte Region auf, wobei die linke Seite als interne Kontrolle beibehalten wird, um interindividuelle Unterschiede zu vermeiden. 2,5 h im Dunkeln inkubieren, überschüssige Creme gründlich mit PBS abwaschen. Um die Narkosetiefe zu bestätigen, überwachen Sie die Tiere alle 10 Minuten, bis sie sich vollständig erholt haben.
      HINWEIS: Die Produktion von PpIX in der Rückhaut sollte in situ durch seine rote Fluoreszenz unter blauer Lichtanregung (407 nm) getestet werden.
    2. Betäuben Sie die Tiere.
    3. Bestrahlen Sie die gesamte Rückenhaut mit einer geeigneten Rotlichtquelle (Materialtabelle) für eine Gesamtdosis von 2,5−4 J/cm2. Halten Sie die Mäuse bis zu ihrer vollständigen Genesung auf einer Heizdecke und fahren Sie wie in Schritt 1.1.3 beschrieben fort.
      HINWEIS: Die Bestrahlungsstärke sollte durch Manipulation des Abstands zwischen der Lichtquelle und dem Gewebe eingestellt und mit einem Leistungsenergiemessgerät (Materialtabelle) gemessen werden. Das Experiment gilt als beendet, wenn in einer der unabhängigen rasierten Regionen jedes Tieres volles Haarwachstum beobachtet wird. Das gesamte Verfahren umfasst nur eine einzige Fotobehandlung.
  2. Um die vorübergehende ROS-Produktion zur Heilung von Verbrennungen 2. Grades einzuschalten, sind die Tiere wie in Abschnitt 1.2 beschrieben vorzubereiten.
    1. Tragen Sie ~25 mg mALA in Form einer topischen Creme entlang der verbrannten Oberfläche auf, die etwa 4 mm angrenzendes Gewebe umfasst. 2,5 h im Dunkeln inkubieren, überschüssige Creme gründlich mit PBS abwaschen. Um die Narkosetiefe zu bestätigen, überwachen Sie die Tiere alle 10 Minuten, bis sie sich vollständig erholt haben.
    2. Betäuben Sie die Tiere.
    3. Bestrahlen Sie die gesamte Rückenhaut mit einer geeigneten Rotlichtquelle für eine Gesamtdosis von 2,5−4 J/cm2. Halten Sie die Mäuse bis zu ihrer vollständigen Genesung auf einer Heizdecke und fahren Sie wie in Schritt 1.2.4 beschrieben fort.
      HINWEIS: Das experimentelle Verfahren für jedes Tier gilt als abgeschlossen, wenn eine vollständige Heilung der Verbrennung beobachtet wird. Das gesamte Verfahren umfasst nur eine einzige Fotobehandlung.
  3. Um die vorübergehende ROS-Produktion in der Schwanzhaut einzuschalten, bereiten Sie Mäuse wie in Abschnitt 1.3 beschrieben vor, tragen Sie ~25 mg mALA in Form einer topischen Creme entlang des gesamten Rückengewebebereichs auf und gehen Sie wie in Abschnitt 2.1 für die Rückenhaut beschrieben vor. Führen Sie 24 h, 48 h oder 72 h vor der Euthanasie des Tieres und der weiteren Entnahme ganzer Halterungen der Schwanzhaut Fotobehandlungen und entsprechende Lichtkontrollen durch.
    ANMERKUNG: Bei allen Versuchsanordnungen ist die ROS-Abhängigkeit des Prozesses unter Verwendung von antioxidativen ROS-Fängern zu testen (z. B. tägliche Inokulation von 100 mg/kg Körpergewicht N-Acetyl-Cystein durch intraperitoneale Injektion einer 20 mg/ml-Lösung in PBS, pH 7,2, beginnend 5 Tage vor mALA-Behandlungen oder alternativ zwei Dosen von 100 mg/ml Ascorbinsäure in 50%igem Ethanol, im Abstand von 30 Minuten, topisch auf die Haut aufgetragen im Zeitintervall zwischen den mALA-Behandlungen und der Rotlichtbestrahlung).

3. ROS-Nachweis in der Haut

  1. Ex vivo Evaluierung der ROS-Produktion in der Schwanzhaut nach photodynamischer Behandlung mit Hydroethidin
    HINWEIS: Hydroethidin ist ein nicht fluoreszierendes Molekül, das spezifisch mit ROS reagiert, um den Fluoreszenzfarbstoff 2-Hydroxyethidium (hET) zu produzieren.
    1. Ganze Schwanzhäute, die gemäß Abschnitt 1.3.3 erhalten werden, werden 3 h lang bei 37 °C in 5 mM EDTA in PBS-Lösung (Kontrollproben) oder zusätzlich mit 2 mM mALA (photodynamische Behandlungsproben) inkubiert.
    2. In allen Fällen wird Hydroethidin zu einer Endkonzentration von 3,2 μM aus einem 25 mg/ml-Stamm in Dimethylsulfoxid (DMSO) zugegeben und 1 Stunde lang im Dunkeln bei RT inkubiert.
    3. Die Schwanzhautproben werden mit den Fingerspitzen über eine Glasoberfläche gespannt und mit 636 nm rotem Licht bei einer Fluenz von 10 J/cm2 bestrahlt.
    4. Fahren Sie sofort fort, um die Epidermis von der Dermis zu trennen und die Epidermisblätter wie in Abschnitt 1.3.3 beschrieben zu fixieren.
    5. Bewerten Sie die hET-Rotemission unter einem Fluoreszenz-/Konfokalmikroskop mit grünem, anregendem Licht, nehmen Sie qualitativ hochwertige Bilder auf und fahren Sie mit der weiteren Analyse fort.
      HINWEIS: Verwenden Sie die hET-Färbung von Gewebeproben ohne photodynamische Behandlung als Negativkontrolle für die hET-Autoxidation.
  2. In-vivo-Nachweis der ROS-Produktion in der Rückenhaut nach Induktion des Haarwachstums und der Heilung von Verbrennungen mit anschließender photodynamischer Behandlung
    HINWEIS: Dieser Schritt wird unter Verwendung von 2′,7′-Dichlordihydrofluoresceindiacetat (DHF-DA) durchgeführt, einer zelldurchlässigen, nicht fluoreszierenden Verbindung, die nach der Spaltung durch intrazelluläre Esterase-Enzyme spezifisch mit ROS reagiert und den 2′,7′-Dichlorfluorescein (DCF)-Fluoreszenzfarbstoff ergibt.
    1. Verwenden Sie Tiere, die für die Induktion des Haarwachstums (Abschnitt 1.1) oder die Heilung von Verbrennungen (Abschnitt 1.2) vorbereitet sind. Unmittelbar vor topischen mALA-Cremebehandlungen (siehe Abschnitte 2.1 und 2.2) topisch 100 μl 1 mg/ml in 50%igem DHF-DA-Ethanol auf alle Zielkontroll-/behandelten Hautbereiche geben, die Haut das Material vollständig aufnehmen lassen und mit der topischen Anwendung der mALA-Creme fortfahren.
    2. Behandelte Tiere 4 Stunden lang im Dunkeln inkubieren, die topische mALA-Creme gründlich mit PBS von der Haut abwaschen und eine zweite Dosis von 100 μl DHF-DA-Lösung auf die Haut geben. Um die Narkosetiefe zu bestätigen, überwachen Sie die Tiere alle 10 Minuten, bis sie sich vollständig erholt haben.
    3. Die behandelten Tiere werden 50 Minuten lang im Dunkeln bebrütet, betäubt und die gesamte Rückenhaut mit einer Fluenz von 2,5 bis 4 J/cm2 von 636 nm Rotlicht mit einer LED-Lampe bestrahlt.
    4. Unmittelbar nach der Bestrahlung sind die in der Haut erzeugten ROS-Werte mit einem In-vivo-Bildgebungssystem zu beurteilen (Materialtabelle). Stellen Sie das Filterfeld auf 445−490 nm Anregung und 515−575 nm Emission ein, nehmen Sie qualitativ hochwertige Bilder auf und fahren Sie mit der weiteren Analyse fort.
      HINWEIS: Verwenden Sie die DHF-DA-Färbung von Gewebeproben ohne photodynamische Behandlung als Negativkontrolle für die DHF-DA-Autoxidation.

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Ergebnisse

Die topische Verabreichung des mALA-Vorläufers in die Rücken- und Schwanzhaut der Maus führt zu einer signifikanten Akkumulation von PpIX im gesamten Gewebe und spürbar im Haarfollikel, wie die rötlich-rosa Fluoreszenz dieser Verbindung unter blauer Lichtanregung (407 nm) zeigt (Abbildung 2A,C). Die anschließende Bestrahlung des behandelten Gewebes mit rotem Licht (636 nm) bei einer Fluenz von 2,5−4 J/cm2 fördert die vorübergehende Produktion von ROS im Gewebe, in...

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Diskussion

In dieser Arbeit stellen wir eine Methodik vor, die eine transiente Aktivierung der endogenen ROS-Produktion in vivo in der Haut von Mäusen mit physiologischen Effekten ermöglicht. Die Methodik basiert auf einem photodynamischen Verfahren, um eine kontrollierte und lokale Stimulation des endogenen Photosensibilisators PpIX zu induzieren (Abbildung 1B). Dieser experimentelle Ansatz ist ein interessantes Werkzeug zur Untersuchung der ROS-Biologie in In-vivo-Versuchssystemen, der einen signifik...

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Offenlegungen

Alle kommerziellen Anwendungen der in dieser Arbeit beschriebenen Verfahren sind durch ein CSIC-UAM-Patent (EP2932967A1) geschützt, das von EC, MIC und JE verfasst und an Derma Innovate SL zur kommerziellen Nutzung lizenziert wurde. JE und JJM haben eine beratende Position bei Derma Innovate SL.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des Ministerio de Economía y Competitividad (RTC-2014-2626-1 an JE) und des Instituto de Salud Carlos III (PI15/01458 an JE) aus Spanien unterstützt. EC wurde durch das Atracción de Talento Investigador Stipendium 2017-T2/BMD-5766 (Comunidad de Madrid und UAM) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2′,7′-DichlorfluorescindiacetatSigma AldrichD6883-50MG
5'-bromo-2'-deoxiuridinSigma AldrichB5002-500MG
Anti-Bromodeoxyuridin-FluoresceinRoche11202693001
Enthaarungscreme (z.B. Veet)Veet
DihydroethidiumSigma Aldrich37291-25MG
In-Vivo-Bildgebungssystem, z. B. IVIS Lumina 2Perkin Elmer
mALA in Form einer topischen Creme, z. B. METVIX Crema 160 mg/gGalderma
Power Energiemessgerät (z. B. ThorLabs Modell PM100D)ThorLabs
Rote Lichtquelle, z. B. 636 nm Aktilite LED-LampePhotocure ASA

Referenzen

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Schlagwörter

Photodynamische TherapieRotlichtbestrahlungHaarfollikelwachstumBrandwundheilungKonfokalmikroskopie

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