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Methodenartikel

Ein modifiziertes Zwei-Nieren-One-Clip-Mausmodell der Reninregulation bei Nierenarterienstenose

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DOI:

10.3791/61058

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26. Oktober 2020

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1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein modifiziertes Goldblatt-Mausmodell mit 2 Nieren 1 Clip (2K1C) wurde unter Verwendung von Polyurethanschläuchen entwickelt, um eine Nierenarterienstenose einzuleiten, die eine Erhöhung der Reninexpression und Nierenschädigung induziert. Hier beschreiben wir ein detailliertes Verfahren zur Vorbereitung und Platzierung der Manschette auf der Nierenarterie, um ein reproduzierbares und konsistentes 2K1C-Mausmodell zu erstellen.

Zusammenfassung

Nierenarterienstenose ist eine häufige Erkrankung bei Patienten mit koronarer oder peripherer Gefäßerkrankung, bei der das Renin-Angiotensin-Aldosteron-System (RAAS) überaktiviert ist. In diesem Zusammenhang kommt es zu einer Verengung der Nierenarterien, die eine Erhöhung der Expression und Freisetzung von Renin, der geschwindigkeitsbegrenzenden Protease bei RAAS, stimuliert. Der daraus resultierende Anstieg der Reninexpression ist ein bekannter Treiber der renovaskulären Hypertonie, die häufig mit Nierenschäden und Endorganschäden einhergeht. Daher besteht ein großes Interesse an der Entwicklung neuartiger Behandlungen für diese Erkrankung. Der molekulare und zelluläre Mechanismus der Reninkontrolle bei Nierenarterienstenose ist nicht vollständig verstanden und erfordert weitere Untersuchungen. Um eine Nierenarterienstenose bei Mäusen zu induzieren, wurde ein modifiziertes 2-Nieren-1-Clip (2K1C) Goldblatt-Mausmodell entwickelt. Die rechte Niere wurde bei Wildtyp-Mäusen stenosiert und scheinoperierte Mäuse wurden als Kontrolle verwendet. Nach Nierenarterienstenose bestimmten wir die Reninexpression und Nierenschädigung. Nieren wurden geerntet, und frische Kortices wurden verwendet, um die Protein- und mRNA-Expression von Renin zu bestimmen. Dieses Tiermodell ist reproduzierbar und kann verwendet werden, um pathophysiologische Reaktionen, molekulare und zelluläre Signalwege zu untersuchen, die an renovaskulärer Hypertonie und Nierenschäden beteiligt sind.

Einleitung

Die Nierenarterienstenose (RAStenosis) ist ein hartnäckiges Problem, von dem etwa 6% der Menschen über 65 und bis zu 40% der Menschen mit koronarer oder peripherer Gefäßerkrankung betroffen sind 1,2. Aktuelle Behandlungen für die Krankheit sind begrenzt; Daher besteht ein dringender Bedarf an der Entwicklung neuer Therapien zur Behandlung der renovaskulären Hypertonie oder der resistenten Hypertonie, die durch RAStenosis induziert wird. Das Renin-Angiotensin-Aldosteron-System (RAAS) ist der Schlüsselweg, der an der Pathogenese der RAStenosis-induzierten Hypertonie oder der renovaskulären Hypertonie beteiligtist 3,4. Bekannte Therapien, die auf RAAS abzielen, wie ACE-Hemmer oder Angiotensin-Rezeptorblocker, lindern Bluthochdruck, müssen jedoch eingehend auf Nierenversagen und Hyperkaliämie untersuchtwerden 5,6,7. Renin katalysiert den ratenbegrenzenden Schritt in RAAS; es wandelt Angiotensinogen in Angiotensin I um. Bei Atherosklerose verursacht die Bildung von Plaque die Verengung der Nierenarterie, die die Reninsekretion antreibt, was zu renovaskulärer Hypertonie und Nierenschäden führt8. Eine Reihe von Studien berichtete über erhöhte oxidative Belastungen während der renovaskulären Hypertonie beim Menschen, die mit dem Modell der zwei Nieren One Clip (2K1C) Mäuse sowie anderen hypertensivenTiermodellen 2,9,10,11,12,13,14,15,16 bestätigt wurden. . Der molekulare Mechanismus der Reninexpressionskontrolle während der RAStenosis-induzierten renovaskulären Hypertonie ist nicht gut verstanden und rechtfertigt weitere Untersuchungen.

Experimentelle Tiermodelle, die RAStenosis zuverlässig und reproduzierbar rekapitulieren, sind wichtig, um die zellulären und molekularen Mechanismen der Renin-Expressionskontrolle für die Entwicklung neuartiger Therapien aufzuklären. Das 2K1C-Mausmodell ist ein etabliertes experimentelles Modell zur Untersuchung der Pathogenese der renovaskulären Hypertonie17,18,19,20. Dieses Modell wird durch die Verengung der Nierenarterie unter Verwendung eines Clips 17,20,21 erzeugt, wodurch ein Nierenarterienverschluss erzeugt wird, der zu einer Erhöhung der Reninexpression und Hypertonieführt 17,19,20,21. Es liegen jedoch keine technischen Berichte vor, die ein schrittweises Vorgehen zur Erzeugung einer Nierenarterienstenose im Tiermodell beschreiben.

Herkömmliche U-förmige Silberclips, Polyurethanröhrchen und andere Clips wurden verwendet, um die Nierenarterie zu verengen, um eine Nierenarterienstenose zu induzieren. Einige Studien haben gezeigt, dass das Design und das Material des Clips entscheidend sind, um zuverlässige und reproduzierbare Daten mit dem 2K1C-Tiermodell zu erhalten. Laut Lorenz et al. induziert die Verwendung herkömmlicher U-designter Silberclips eine niedrige Erfolgsrate von Bluthochdruck (40-60%)21. Aufgrund des Clip-Designs wird die Nierenarterie seitlich gedrückt, was einige Verengungen und eine größere Wahrscheinlichkeit auslöst, von der Nierenarterie entfernt zu werden. Silberformbarkeit und Duktilität können Änderungen der Clipbreiten ermöglichen; Daher verursacht dies unterschiedliche Hypertoniewerte bei Mäusen. Silberdioxid auf dem Clip kann perivaskuläre Entzündungen, Intimproliferation und Gewebegranulation verursachen und den Durchmesser der Nierenarterieverändern 22. Aufgrund der Variabilität der Hypertoniegrade, die mit dem herkömmlichen U-Design-Silberclip erzielt wurden, haben Warner et al. und Lorenz et al. erfolgreich einen Polyurethanschlauch mit runderen Design verwendet, um eine Nierenarterienstenose bei Mäusen einzuleiten, wodurch eine zuverlässigere und konsistentere Induktion des Tiermodells20,21 mit zwei Nieren erzeugt wurde.

In diesem Bericht beschreiben wir ein chirurgisches Protokoll zur Erzeugung einer experimentellen RAStenose bei Mäusen, wobei der Polyurethanschlauch verwendet wird, um die Nierenarterie zu verengen. Die Polyurethan-Manschette mit rundem Design ist ein reproduzierbarerer, zuverlässigerer und kostengünstigerer Clip zur Erzeugung von Stenosen bei Mäusen. Ziel dieses experimentellen Modells ist es, den molekularen und zellulären Mechanismus der Reninexpressionskontrolle während der Nierenarterienstenose zu untersuchen und zu definieren. Wir bestätigten den Erfolg des RAStenosis-Mäusemodells durch Messung der Reninexpression und des Nierenverletzungsmarkers neutrophiles Gelatinase-assoziiertes Lipocalin (N-GAL).

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Protokoll

Mäuse wurden im Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care nach den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) und dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren des US-Gesundheitsministeriums untergebracht und gepflegt. Alle Tierverfahren wurden vor Beginn der Experimente vom VUMC Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt.

1. Tierpräparation und Präparation

  1. Schalten Sie den Keimer und die Wasserpumpe des Heizkissens ca. 30 min vor Beginn der Operation ein.
  2. Schneiden Sie 0,5 mm lange Polyurethanschläuche mit einem scharfen Skalpell. Entfernen Sie 0,2 mm des Umfangs, indem Sie einen Schnitt der Länge nach machen, um eine Manschette zu machen.
    HINWEIS: Dies ist ein kritischer Teil der Nierenarterienstenose, der äußerste Präzision, Liebe zum Detail und Geduld erfordert. Versuchen Sie, mehrere Stücke Polyurethanschläuche gleichzeitig zu schneiden. Führen Sie alle diese Verfahren unter dem Mikroskop durch.
  3. Bevor Sie fortfahren, ziehen Sie chirurgische sterile Handschuhe und eine chirurgische Maske an.
  4. Verwenden Sie C57BL / 6 Wildtyp-Mäuse (WT) von 6-8 Wochen. Verwenden Sie eine gleiche Anzahl von männlichen und weiblichen Mäusen, um sexuelle Verzerrungen zu vermeiden.
  5. Notieren Sie das Gewicht der Mäuse, bevor Sie eine Operation durchführen. Das Idealgewicht für die Durchführung einer Nierenarterienstenose mit Polyurethanschlauch beträgt 18-22 g. Behandeln Sie Mäuse vorsichtig und bewegen Sie sich nicht, während Sie die Anästhesie injizieren. Präoperative Analgesie (Ketofgen, 5 mg/kg Körpergewicht) verabreichen.
    HINWEIS: Wenn Sie die Mäuse von ihrem Wohnzimmer in den Operationssaal bringen, tragen Sie sie mit großer Sanftheit und Vorsicht, um Unruhe zu vermeiden. Es wird dringend empfohlen, Mäusekäfige in den Händen anstelle eines Trolleys zu tragen.
  6. Betäuben Sie die Mäuse mit einer Mischung aus Ketamin (100 mg/kg KG) und Xylazin (10 mg/kg KG) über intraperitoneale (I.P.) Injektionen.
  7. Setzen Sie die Maus wieder in den Käfig, bis sie vollständig betäubt ist. Es dauert etwa 4-5 Minuten, bis die Maus völlig bewusstlos ist. Kneifen Sie den Schwanz oder Zeh mit einer Pinzette, um zu überprüfen, ob die Maus völlig bewusstlos und bereit für die Operation ist.
  8. Legen Sie die Maus auf den Rücken auf ein Papiertuch. Entfernen Sie die Haare des seitlichen Bauches mit einer elektrischen Haarschneidemaschine in entgegengesetzter Richtung des Haarwuchses. Nachdem Sie die Operationsstelle rasiert haben, reinigen Sie den Bereich mit einem chirurgischen Peeling, das Jod (oder Chlorhexidin) enthält, gefolgt von einer Spülung mit 70% Ethanol (oder steriler Kochsalzlösung).  Wiederholen Sie 3 mal.
    HINWEIS: Die Haarentfernung muss in einiger Entfernung oder vorzugsweise auf einer anderen Bank als die Operationsbank durchgeführt werden, um Haarstörungen und Haarkontaminationen während des chirurgischen Eingriffs zu vermeiden.
  9. Decken Sie das Heizkissen mit einem sterilen Blatt ab. Bringen Sie die Maus zur Operationsbank und legen Sie sie auf das sterile Blatt, wobei Sie die rechte seitliche Seite der Maus in Richtung Mikroskop zeigen. Halten Sie eine konstante Pad-Temperatur von 37 °C mit zirkulierendem Wasser aufrecht.
  10. Öffnen Sie den sterilisierten Beutel mit allen chirurgischen Geräten. Machen Sie mit einem Seziermikroskop und einer sterilen scharfen Schere einen kleinen Flankenschnitt (nahe der 13. Brustrippe, die letzte Rippe bei der Maus) und etwa 0,5 cm von den Wirbeln entfernt. Gehen Sie entlang der Lendenwirbel und machen Sie einen 1-Zoll-Einschnitt.
  11. Ziehen Sie die Haut und den Muskel zurück, um die Niere freizulegen.
  12. Reinigen und entfernen Sie das umgebende Fett mit sterilen Wattestäbchen, um die Nierenarterie zu isolieren. Isolieren Sie den Nierennerv mit einer gekrümmten Pinzette von der Nierenarterie.
  13. Wenn Sie die Scheinoperation durchführen, legen Sie Nähte an, um die Haut zu schließen, und tragen Sie ein Antibiotikum auf die geschlossene Wunde auf, dann fahren Sie mit der postoperativen Pflege fort. Wenn nicht, fahren Sie mit dem folgenden Abschnitt fort, um die Arterie zu stenosieren.
    HINWEIS: Jedes Experiment sollte Scheintiere als Kontrollen des chirurgischen Eingriffs haben. Scheintiere bestehen aus Mäusen, die den chirurgischen Eingriff durchlaufen haben, bei dem die Nierenarterie freigelegt wurde, ohne eine Manschette darauf zu legen.

2. Rechtsrenarterienstenose

  1. Legen Sie zwei Nylonnähte unter die rechte Nierenarterie, machen Sie lose Knoten und legen Sie dann die Manschette um die Hauptnierenarterie ungefähr gleich weit entfernt zwischen Niere und Aortenbifurkation
  2. Schließen Sie die Manschette mit den Nylonnähten. Machen Sie vier Knoten für jede Naht, um die Wahrscheinlichkeit zu vermeiden, dass die Nähte nach der Operation verloren gehen.
  3. Schließen Sie den Schnitt im Muskel, indem Sie eine einfache durchgehende Naht anwenden.
  4. Machen Sie einfache unterbrochene Nähte, um die Haut zu schließen.
  5. Verabreichen Sie IACUC-zugelassene Analgetika.
    HINWEIS: Autoklavieren Sie chirurgische Instrumente vor jedem Gebrauch. Wenn mehr als eine Operation gleichzeitig durchgeführt wird, wischen Sie alle verwendeten Werkzeuge mit einem sterilen Alkoholmessgerät ab und legen Sie sie nach jeder Operation für 15-30 s in einen heißen Keimer. Wechseln Sie sterile Handschuhe auch für jede Maus.

3. Nachsorge

  1. Bringen Sie die Mäuse in ihren Käfig zurück und lassen Sie den Käfig halb an, halb aus, ein zirkulierendes Wasserheizkissen für 2 - 3 Stunden. Fügen Sie Gel-Diät-Erholungsnahrung in den Käfig ein.
  2. Schmerzmittel (Ketoprofen) intraperitoneal (Dosis: 5 mg/kg Körpergewicht) am nächsten Tag verabreichen.
  3. Wiegen Sie die Mäuse für die nächsten zwei Tage; Wenn einige Mäuse mehr als 20% ihres Gewichts verlieren, konsultieren Sie den Tierarzt und entscheiden Sie, ob das Tier nach dem entsprechenden IACUC-zugelassenen Verfahren eingeschläfert werden muss.
  4. Überwachen Sie die Mäuse täglich, um Rötungen, Schwellungen, Schmerzen oder Infektionen zu beurteilen.
  5. Suchen Sie tierärztliche Beratung für postoperative Komplikationen in Übereinstimmung mit den institutionellen IACUC-Richtlinien.

4. Gewebeentnahme

  1. Gewebe 3 Wochen nach dem chirurgischen Eingriff entnehmen. Notieren Sie das Gewicht jeder Maus.
  2. Euthanasieren Sie die Maus mit einem IACUC-zugelassenen Verfahren.
  3. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine sterile Plattform, um sie zu sezieren.
  4. Sichern und strecken Sie die Gliedmaßen, um die Bewegung einzuschränken.
  5. Besprühen Sie die Mäuse gründlich mit 70% Ethanol.
  6. Machen Sie einen Mittellinienschnitt, um den Bauch und den Brustbereich mit einer scharfen Schere zu öffnen.
  7. Ziehen Sie die Haut und die Peritonealwand zurück.
  8. Belichten Sie vorsichtig das Herz und punktieren Sie den rechten Ventrikel und entbluten Sie die Maus.
  9. Entfernen Sie beide Nieren mit einer Pinzette. Nieren befinden sich auf dem Rücken der Mäuse.
    HINWEIS: Mischen Sie nicht beide Nieren. Achten Sie auf stenosierte, vorgetäuschte und kontralaterale Nieren.
  10. Entfernen Sie die Nierenkapsel, reinigen Sie sie von jeglichem Fett und notieren Sie das Gewicht jeder Niere separat.
  11. Schneiden Sie einen Längsschnitt beider Nieren ab und fixieren Sie 4% PFA über Nacht bei 4 ° C, um später für die Paraffineinbettung verarbeitet zu werden, um eine In-situ-Hybridisierung (ISH) und Immunhistochemie (IHC) durchzuführen. Befolgen Sie die ISH- und IHC-Protokolle wie berichtet23,24.
  12. Isolieren Sie den Kortex der verbleibenden Niere und gefrieren Sie in flüssigem Stickstoff, um Western Blot durchzuführen. Lagern Sie die Proben bis zur Analyse bei -80 °C.
  13. Quantifizieren Sie Renin- und N-GAL-Ausdrücke mit Western Blot, wie in der Literatur 23,24 beschrieben.

5. Statistik

  1. Verwenden Sie Einweg- oder Zweiweg-ANOVA für Experimente mit drei oder mehr Bedingungen, gefolgt von Bonferroni-Post-hoc-Tests für Vergleiche zwischen einzelnen Gruppen. Betrachten Sie einen p-Wert gleich oder kleiner als 0,05 als signifikant. Verwenden Sie Software (z. B. GraphPad Prism 8.2), um alle statistischen Analysen durchzuführen.

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Ergebnisse

Die Verengung der Nierenarterien erhöht die Reninexpression in der stenosierten Niere und unterdrückt die Expression in der kontralateralen Niere. Das Zwei-Nieren-Eins-Clip (2K1C) oder Goldblatt-Modell der Stenose induziert eine erhöhte Reninexpression und Nierenschädigung. Dies gilt als das beste repräsentative Modell der einseitigen Nierenarterienstenose beim Menschen.

Die Expression von Renin und Prorenin (Vorstufe von Renin) wurde mittels Immunoblotting gemessen. Die Daten zeigen, dass die...

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Diskussion

Nierenarterienstenose ist eine wichtige Ursache für sekundäre oder resistente Hypertonie und Nierenschädigung 1,29. Das Goldblatt-Modell mit zwei Nieren (2K1C) wurde verwendet, um RAStenosis-induzierte renovaskuläre Hypertonie 1,17,18,19 zu untersuchen. Eine Reihe früherer Studien mit verschiedenen Tiermodellen haben gezeigt, dass eine ...

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Offenlegungen

Es werden keine Interessenkonflikte, finanziell oder anderweitig, von den Autoren erklärt.

Danksagungen

Die Forschung wurde durch den NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) an JAG unterstützt. Vielen Dank an David Carmona-Berrio und Isabel Adarve-Rengifo für ihre technische Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Diet GelClear H2ODiet-Gel 76ASurgery Recovery Diet
EMC Heated Hard PadHallowell000A2788BHeizkissen wurden verwendet, um Mäuse warm zu halten
Ethilon Nylon NahtEthicon662G4-0 (1,5 metrisch), Diese Naht wurde verwendet, um das Bauchfell und die Haut zu schließen
Ethilon Nylon NahtEthicon2815 G8-0 (0,4 metrisch), Diese Naht wurde verwendet, um die Manschette zu schließen, um die Arterie zu binden und zu verengen
Germinator 500Braintree Scientific Inc.GER 5287Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente zwischen Operationen
KetoprofenZoetisKetofenSchmerzmittel
PolyurethanBraintree Scientific Inc.MRE-025Dieser Schlauch wurde verwendet, um eine Stenose einzuleiten
Povidon-Jod antiseptische TupferMedlineMDS093901Es wurde nach der Haarentfernung und Operation auf der Haut aufgetragen
Reflex 7 Clip ApplierRoboz Chirurgisches Instrument Co204-1000Dieser Clip Applier wurde verwendet, um einen Clip anzubringen, falls eine oder mehrere Nähte abgingen
Sterile HandtuchabdeckungenDynarex4410Es wurde während der Operation als Bettlaken für Mäuse verwendet
Dreifache antibiotische SalbeMedi-First22312
WasserpumpeStrykerT/Pumpe ProfisWird verwendet, um Wasser im Heiz-Hartkissen zu erwärmen und zu zirkulieren, um Mäuse während und nach der Operation warm zu halten

Referenzen

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263(2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15(2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35(2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

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