Die Entwicklung und Erprobung endovaskulärer Geräte zur intrakraniellen Aneurysmabehandlung ist nach wie vor von großer Bedeutung. Die meisten Aneurysmamodelle, die heute verwendet werden, übersehen entweder die wichtigen Eigenschaften einer arteriellen degenerierten Wand oder die Hämodynamik einer echten Bifurkation. Daher wollten wir ein neuartiges Modell zur Verzweigung des arteriellen Beutels bei Kaninchen entwerfen.
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Methodenartikel
Arterieller Beutel Mikrochirurgisches Bifurkationsaneurysma-Modell im Kaninchen
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die endovaskuläre Behandlung von intrakraniellen Aneurysmen hat in den letzten Jahrzehnten an Bedeutung gewonnen, so dass ein erhöhter Bedarf an der Prüfung endovaskulärer Geräte besteht. Tiermodelle, die rheologische, hämodynamische und Aneurysmawandbedingungen berücksichtigen, sind sehr gerechtfertigt. Ziel der vorliegenden Studie war es daher, eine neuartige standardisierte und reproduzierbare Operationstechnik zu entwickeln, um autologe Aneurysmen zur Verzweigung des arteriellen Beutels mit nicht modifizierten und modifizierten Wandbedingungen bei Kaninchen zu erzeugen.
Bifurkationsaneurysmen wurden durch eine End-to-Side-Anastomose der rechten auf der linken gemeinsamen Halsschlagader erzeugt, die beide als Elternarterien für den arteriellen Beutel dienten, der mikrochirurgisch aufgenäht wurde. Die Transplantate wurden aus der proximalen rechten gemeinsamen Halsschlagader entnommen, entweder für die Kontrollgruppe (n = 7, sofortige autologe Reimplantation) oder modifiziert (n = 7, inkubiert mit 100 internationalen Einheiten Elastase für 20 Minuten vor der autologen Reimplantation). Die Durchgängigkeit von Beutel und Elternarterie wurde unmittelbar nach der Entstehung durch Fluoreszenzangiographie kontrolliert. Bei der Nachuntersuchung (28 Tage) wurden alle Kaninchen einer kontrastverstärkten Magnetresonanzangiographie und Fluoreszenzangiographie unterzogen, gefolgt von einer Aneurysmaernte, makroskopischen und histologischen Untersuchungen.
Insgesamt wurden 16 weibliche neuseeländische weiße Kaninchen operiert. Zwei Tiere starben vorzeitig. Bei der Nachbeobachtung blieben 85,72% aller Aneurysmen patent. Beide Gruppen zeigten eine Zunahme der Aneurysmagröße im Laufe der Zeit; Dies war in der Kontrollgruppe (6,48 ±1,81 mm 3 zum Zeitpunkt der Erstellung gegenüber 19,85 ± 6,40 mm 3 bei der Nachbeobachtung, p = 0,037) ausgeprägter als in der modifizierten Gruppe (8,03 ± 1,08 mm 3 zum Zeitpunkt der Erstellung gegenüber 20,29 ± 6,16 mm3 bei der Nachbeobachtung, p =0,054 ).
Unsere Ergebnisse zeigen die Angemessenheit dieses neuen Kaninchenmodells, das die Bildung von Bifurkationsaneurysmen mit unterschiedlichen Wandbedingungen in einem mikrochirurgischen Ansatz ermöglicht. Angesichts der ausgezeichneten Langzeitdurchgängigkeit und der Eigenschaft des Aneurysmawachstums im Laufe der Zeit kann dieses Modell als wichtiges Instrument für die präklinische Bewertung neuartiger endovaskulärer Therapien dienen.
Einleitung
Subarachnoidalblutungen infolge einer intrakraniellen Aneurysma (IA)-Ruptur können entweder durch endovaskuläre oder mikrochirurgische Okklusionstechniken wirksam kontrolliertwerden 1,2,3,4. Verschiedene endovaskuläre Therapien, um die Haupteinschränkung des IA-Rezidivs nach dem Aufwickeln zu überwinden, gewannen in den letzten Jahrzehnten an Bedeutung, was zu einem erhöhten Bedarf an Tests endovaskulärer Geräte führte. Um diese neuartigen Behandlungsansätze zu testen, sind geeignete Tiermodelle, die rheologische Eigenschaften, Hämodynamik und Aneurysmawandbedingungen berücksichtigen, sehr gut gerechtfertigt 5,6,7. In diesem Zusammenhang haben sowohl klinische als auch präklinische Studien bereits die wichtige Rolle von Aneurysmawanderkrankungen in Bezug auf Aneurysmaruptur und Rezidiv nach Okklusion aufgezeigt, insbesondere mit Schwerpunkt auf dem Verlust von Wandzellen 7,8,9.
Bisher wurden experimentelle Aneurysmen bei Kaninchen am häufigsten entweder durch Elastase-inkubierte Stümpfe der gemeinsamen Halsschlagader (CCA) oder venöse Beutel erzeugt, die zu einer künstlichen CCA-Bifurkation vernäht wurden. 10,11,12,13,14,15,16 Somit wurde nie ein echtes Modell der Verzweigung des arteriellen Beutels beschrieben.
Ziel dieser Studie war es, eine sichere, schnelle und standardisierte Technik zur mikrochirurgischen Erzeugung von Bifurkationsaneurysmen mit unterschiedlichen Wandbedingungen in einem Kaninchenmodell zu entwerfen (Abbildung 1). Dies wurde erreicht, indem nicht modifizierte und modifizierte arterielle Beutel zu einer künstlich erzeugten Verzweigung beider CCAs genäht wurden.
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Protokoll
Die gesamte tierärztliche Versorgung wurde in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien durchgeführt (alle Versuche wurden vom Lokalen Komitee für Tierpflege des Kantons Bern, Schweiz (BE 108/16) genehmigt und unter Aufsicht eines zertifizierten Tierarztes Anästhesisten durchgeführt. Die ARRIVE-Richtlinien und die 3R-Prinzipien wurden strikt befolgt17,18.
HINWEIS: Unterbringen Sie alle Tiere bei einer Raumtemperatur von 22\u201224 Celsius (°C) und halten Sie einen Hell-Dunkel-Zyklus von 12 Stunden (h) aufrecht. Bieten Sie jedes Mal freien Zugang zu Wasser, Pellets und Ad-libitum-Heudiät. Statistische Analysen wurden mit dem nicht-parametrischen Wilcoxon-Mann-Whitney-U-Test durchgeführt. Ein Wahrscheinlichkeitswert (p) von ≤ 0,05 wurde als signifikant eingestuft.
1. Prächirurgische Phase
- Führen Sie eine detaillierte präoperative klinische Untersuchung aller Kaninchen durch, die für eine Operation geplant sind, unmittelbar neben einem ruhigen, aseptischen Operationssaal mit einer Temperatur von 23 ± 3 ° C.
- Erfassen Sie das Gewicht jedes Tieres, bewerten Sie makroskopisch die Schleimhäute, die Kapillarnachfüllzeit und die Pulsqualität.
- Führen Sie weiterhin eine kardiale Auskultation mit einem Stethoskop und einer Bauchpalpation durch.
- Basierend auf den klinischen Befunden weisen Sie jedem Kaninchen19 eine Klassifizierung der American Society of Anesthesiologists (ASA) zu. Schließen Sie nur Tiere mit einem ASA I-Score in die Studie ein.
- Rasieren Sie beide Außenohren mit einem Elektrorasierer und tragen Sie Prilocain-Lidocain-Creme auf beide Ohrmuscheln und Venen auf.
- Das Kaninchen mit einer Kombination aus 20 Milligramm (mg)/Killogramm (kg) Ketamin, 100 mg/kg Dexmedetomidin und 0,3 mg/kg Methadon, subkutan (SC) über eine Spritze injiziert, sedieren.
- Lassen Sie jedes Tier mindestens 15 Minuten lang ungestört.
- Danach legen Sie unter zusätzlicher Sauerstoffversorgung mit 3 Liter (l) / Minute (min) durch eine lose Gesichtsmaske und einer stetigen Überwachung durch ein Pulsoximeter eine 22-G-Kanüle in die linke Ohrenzentralarterie und eine weitere 22-G-Kanüle in die Ohrvene des kontralateralen Ohres.
- Rasieren Sie das Operationsfeld (Hals) und injizieren Sie intradermal 0,75% peri-inzisionelles Ropivacacain. Als nächstes rasieren Sie die Stirn und bereiten Sie sich darauf vor, pädiatrische elektroenzephalografische (EEG) Sensoren zu platzieren.
- Bewirken Sie eine Vollnarkose mit Propofol 1-2 mg/kg intravenös (IV). Intubieren Sie dann sofort die Luftröhre aller Kaninchen mit einem Silikonschlauch (3 Millimeter (mm) Innendurchmesser) unter kapnographischer Kontrolle. Anschließend transportieren Sie alle Kaninchen in den Operationssaal, legen sie in die dorsale Liege und verbinden den Schlauch mit einem pädiatrischen Kreissystem.
- Erreichen Sie eine Vertiefung und Aufrechterhaltung der Anästhesie durch Isofluran in Sauerstoff, wobei eine maximale End-Tidal-Isofluran-Konzentration von 1,3% angestrebt wird.
- Stellen Sie die klinische und instrumentelle Überwachung (Pulsoximetrie, Doppler und invasiver Blutdruck, 3-Kanal-Elektrokardiogramm, EEG, rektale Temperaturüberwachung und ein- und ausgeatmete Gase) bis zur Trachealextubation sicher.
- Um die Hydratation aufrechtzuerhalten, geben Sie Ringer-Laktat mit einer kontinuierlichen Injektionsrate (CRI) von 5 ml / kg / h durch den venösen Zugang ab. Bestätigen Sie immer die richtige Anästhesie mit Zehenkneifen im Abstand von 10 min.
- Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit Povidonjod aus dem Manubrium sterni in beide Kieferwinkel. Führen Sie nun eine sterile Drapierung des Operationsfeldes durch.
- Während der Operation Analgesie mit Lidocain bei einem CRI von 50 Mikrogramm (μg) / kg / min und Fentanyl bei 3 \ u201210 μg / kg / h. Wenden Sie spontane oder assistierte Beatmung sowie permissive Hyperkapnie an. Führen Sie während der Operation mindestens einmal eine arterielle Blutgasanalyse durch.
- Behandeln Sie relevante Hypotonie (mittlerer arterieller Druck < 60 mmHg) mit Noradrenalin. Verhindern Sie Unterkühlung (Rektaltemperatur ≤ 38 °C) mit einem Heizkissen oder einem Heizsystem zur Erwärmung der Luft.
2. Chirurgische Phase – Schritt I
- Beginnen Sie die Operation mit einem medianen Hautschnitt vom Manubrium sterni bis zur Höhe der Kieferwinkel / des Kehlkopfes. Scharfe Sezierung der Haut und des Weichgewebes mit einem Skalpell, einer chirurgischen Schere und einer Pinzette. Trennen Sie die Unterhaut und das Fettpolster medial durch stumpfe Dissektion.
- Betreten Sie den vorderen oberen Kamm des Musculus sternocleidomastoideus medial auf der linken Seite durch stumpfe Dissektion mit Mikrozange und chirurgischer Schere.
- Führen Sie makroskopisch eine stumpfe Vorbereitung durch und trennen Sie die linke CCA vorsichtig vom Vagusnerv, um eine Kehlkopfparese zu vermeiden, indem Sie eine Mikrozange und eine chirurgische Schere verwenden (Abbildung 2). Beachten Sie, dass die Verzweigung der linken CCA als intraoperativer Meilenstein dient (Abbildung 3 und Abbildung 4A). Verwenden Sie für alle folgenden Schritte einen Weichteilstreuer, um die chirurgische Visualisierung zu verbessern.
- Nach erfolgreicher Präparation und Befreiung des linken distalen CCA aus dem Vagusnerv Papaverin (40 mg/ml, 1:1 verdünnt in 0,9%iger isotonischer Natriumchloridlösung) lokal verabreichen. Schützen Sie kontinuierlich alle Gefäßsegmente mit Mikroabstrichen, gefolgt von einer weiteren Papaverin-Verabreichung nach außen. Legen Sie die mit Papaverin getränkte linke CCA unter das autologe Muskelgewebe, um das Gefäß vor dem Austrocknen unter dem Licht des Operationsmikroskops zu schützen.
- Wechseln Sie die Seiten und maximieren Sie gleichzeitig den Komfort des Chirurgen während des operativen Eingriffs. Wiederholen Sie den gleichen chirurgischen Vorgang auf der rechten Seite. Sezieren Sie die CCA distal und proximal bis zu den vordefinierten Landmarken (Carotis-Bifurkation auf Höhe der Kieferwinkel/Kehlkopf und der Vena jugularis interna; Abbildung 4A,B). Setzen Sie einen Streuer wieder ein und verabreichen Sie Mikroabstriche und Papaverin wie zuvor beschrieben.
- Vor der Ligatur der richtigen proximalen CCA Heparin (500 internationale Einheiten (IE)/kg) systemisch über einen Venenohrkatheter injizieren.
- Verwenden Sie ab sofort ein Operationsmikroskop. Ligiieren Sie zuerst den rechten proximalen CCA mit einer 4-0 nicht resorbierbaren Naht direkt am Ende der makroskopisch sichtbaren proximalen Landmarkierung, um eine Spannung auf dem arteriellen Gefäß zu vermeiden.
- Zweitens, wenden Sie eine nicht resorbierbare 6-0-Ligatur genau 4 \ u20125 mm distal an, indem Sie einen Gefäßclip zur Messung verwenden, wobei zu berücksichtigen ist, dass nach dem distalen Schneiden der ersten 4-0-Ligatur der resultierende arterielle Beutel bei jedem Tier eine standardisierte Länge von etwa 3 \ u20124 mm hat (Abbildung 5A ,C).
- Nach dem Anziehen der 6-0-Ligatur klemmen Sie die rechte CCA so weit wie möglich mit einem temporären Gefäßclip (wie normalerweise bei der Hirnaneurysmachirurgie verwendet) ein, um endotheliale Schäden zu vermeiden und ein langes Gefäßsegment für die Bewässerung zu schaffen, um eine Thrombogenese zu verhindern (Abbildung 5B).
- Führen Sie nun einen Schnitt distal auf die 4-0 nicht resorbierbare Ligatur durch. Um den arteriellen Beutel zu ernten (Abbildung 5C), führen Sie einen zweiten Schnitt distal auf die nicht resorbierbare Ligatur 6-0 durch.
- Reinigen Sie den arteriellen Beutel sorgfältig von allen Weichteilen und messen Sie seine Länge, Breite und Tiefe (Abbildung 5C) mit einem Gefäßclip. Wenn keine weitere Modifikation erforderlich ist, bewahren Sie das autologe arterielle Transplantat in einer heparinisierten Lösung (500 I.E./100 ml in 0,9% isotonischem Natriumchlorid) bei Raumtemperatur bis zur weiteren Verwendung auf.
3. Abbau des arteriellen Beutels
- Wenn ein arterieller Beutelabbau erforderlich ist, reinigen Sie ihn akribisch von Weichgewebe und präinkubieren Sie ihn mit 100 IE Schweineelastase, gelöst in 5 ml Tris-Puffer bei Raumtemperatur am Tag des Experiments für 20 min. Verwenden Sie keine Pinseltechnik. Inkubieren Sie den arteriellen Beutel intra- und extraluminal mit einem Shaker.
- Bevor Sie den Beutel in eine heparinisierte Lösung von 0,9% isotonischem Natriumchlorid geben, streichen Sie ihn vorsichtig dreimal für 3 Minuten mit anatomischer Pinzette in 0,9% isotonischer Natriumchloridlösung, um die verbleibende Schweineelalastase auszuwaschen.
- Halten Sie bei Bedarf das Lumen des arteriellen Beutels mit einem Mikroröhrchen aus Silikon geöffnet; Schützen Sie den linken und rechten CCA während des gesamten chirurgischen Eingriffs sorgfältig mit nassen Mikropolstern.
4. Chirurgische Phase – Schritt II
- Zur weiteren Vorbereitung des CCA legen Sie zwei runde Mikrotupfer direkt darunter, um die Arterie oberflächlicher zu bewegen. Legen Sie nun einen Mikrotupfer mit einer violetten Polsterung unter die linke CCA am distalen Drittel, um die Arterie besser sichtbar zu machen.
- Spülen Sie die richtige proximale CCA mit einer Lösung von 0,9% isotonischem Natriumchlorid in Kombination mit 500 IE Heparin, gelöst in 100 ml 0,9% isotonischem Natriumchlorid. Um eine spannungsfreie Anastomose zu erzeugen, legen Sie die rechte CCA unter die Fettpolster- / Peritrachealmuskulatur und verwenden Sie eine chirurgische Schere, um sie auf die linke Seite zu tunneln. Entfernen Sie das Weichgewebe der Arterie.
- Führen Sie nun einen 2 mm Fischmaulschnitt auf der proximalen Seite des rechten CCA mit einer Mikroschere und einer Pinzette durch.
- Wechseln Sie die Seite auf dem Operationstisch. Beschneiden Sie den linken distalen CCA mit einem weiteren temporären Gefäßclip, gefolgt vom proximalen linken CCA mit zwei temporären Gefäßclips. Schützen Sie alle exponierten Gefäßsegmente vor dem Austrocknen unter dem OP-Licht mit feuchten Mikrotupfern.
- Befreien Sie das distale Drittel des linken CCA vollständig aus dem Weichgewebe und führen Sie eine Arteriotomie durch. Verwenden Sie eine chirurgische Mikrozange und greifen Sie vorsichtig nach etwas Weichgewebe. Heben Sie nun die Arterie an und schneiden Sie die linke distale CCA langsam mit einer chirurgischen Mikroschere ein. Spülen Sie die Gefäßsegmente mit Heparin (500 IE gelöst in 100 ml 0,9%iger isotonischer Natriumchloridlösung).
- Nachdem Sie die Arteriotomie mit einer gekrümmten Mikrozange und einer Mikroschere durchgeführt haben, vergrößern Sie die Arteriotomie, die sich am distalen Drittel der linken CCA distal befindet, und messen Sie etwa das 2-fache des Durchmessers der rechten stumpfen Halsschlagader und des autologen Transplantats. Dies ermöglicht einen ausreichenden Blutfluss in den arteriellen Beutel.
- Nehmen Sie den arteriellen Beutel aus der heparinisierten Kochsalzlösung. Legen Sie den Beutel in das Operationsfeld, wo die Gabelung geplant ist. Beginnen Sie mit dem Nähen der Rückseite der rechten Halsschlagader, die sich kaudal befindet, mit einer nicht resorbierbaren 9-0-Naht, gefolgt von einer Naht auf der schädelförmig gelegenen Rückseite auf Höhe des Fischmundschnitts. Nähen Sie das Heck von distal zu proximal durch einzelne Stiche.
- Halten Sie während des Nähens alle vorinkubierten Elastasebeutel feucht mit kontinuierlicher Bewässerung. Während Sie die Gefäßwand des Beutels nähen, verwenden Sie eine gekrümmte chirurgische Mikropinzette, um das Lumen mit seiner Spitze sanft zu öffnen. Wenn Sie Teile der linken oder proximalen rechten CCA nähen, verwenden Sie gerade chirurgische Mikrozangen. Nähen Sie anschließend die horizontale Rückseite.
- Als nächstes nähen Sie die horizontale Vorderseite, beginnend an der Kuppel des Aneurysmas, die sich zu ihrer Basis bewegt. Beginnen Sie anschließend mit einzelnen Stichen, die sich distal auf der Vorderseite bewegen.
- Für alle Schritte 4.5 \ u20124.8 beim Nähen der Anastomose achten Sie darauf, nur den Teil des Gefäßes in der Nähe der Arteriotomie zu greifen, um eine iatrogene Stenose zu vermeiden. Befeuchten Sie außerdem kontinuierlich alle Gefäßsegmente während des gesamten chirurgischen Eingriffs extraluminal mit einer Spritze, die mit heparinisierter Natriumchloridlösung (500 IE gelöst in 100 ml 0,9% isotonischem Natriumchlorid) gefüllt ist, und schützen Sie sie mit feuchten Mikrotupfern.
- Bevor Sie die Anastomose beenden, bewässern Sie den gesamten Komplex mit einer heparinisierten 0,9% igen isotonischen Natriumchloridlösung intraluminal (500 IE gelöst in 100 ml 0,9% isotonischem Natriumchlorid). Beachten Sie, dass elastasmodifizierte arterielle Beutel wegen ihrer starken Neigung zum Austrocknen und zur Thrombose so schnell wie möglich aufgenäht werden müssen. Aufgrund des aggressiven Verhaltens der Restelastasekonzentration im Beutel in Bezug auf die Verdauung von umlaufenden Gefäßen, fahren Sie schnell mit der Operation fort, um den Gefäßkomplex schnell wieder zu durchbluten.
- Entfernen Sie schrittweise alle temporären Gefäßklemmen.
- Entfernen Sie die distale Klemme aus der linken CCA. Akzeptieren Sie geringfügige Blutungen und halten Sie sie fest, indem Sie sanft Mikrotupfer auf die Anastomose prägen. Entfernen Sie anschließend die Klemme des rechten CCA, drücken Sie vorsichtig mit Mikrotupfer und Pinzette, um Thrombusbildung zu vermeiden.
- Ersetzen Sie bei Bedarf die temporären Gefäßclips, um eine ausreichende Koagulation zu gewährleisten. Danach entlasten Sie beide Gefäßclips von der linken Seite in unmittelbarer Nähe. Ersetzen Sie bei Bedarf in einem beliebigen Schritt Clips, um eine Koagulation zu ermöglichen oder eine erneute Vernähung durchzuführen.
- In diesem Stadium führen Sie eine Fluoreszenzangiographie des Gefäßkomplexes durch (Abbildung 6 und Abbildung 7).
HINWEIS: Die Fluoreszenzangiographie wird durch Verabreichung von 1 ml Fluorescein IV unter Verwendung von 2 Bandpassfiltern, einem Smartphone mit Videokamera und einem Fahrradscheinwerfer durchgeführt. Dieses Verfahren wurde bereits an anderer Stellebeschrieben 20,21,22. - Schließen Sie schließlich die operativen Situs. Passen Sie das Fettpolster wieder an und nähen Sie es vorsichtig mit einer 3-0 resorbierbaren Naht mit einzelnen Knoten, um die Anastomose zu schützen. Schließen Sie Subcutis und Haut auf die gleiche Weise.
5. Postoperative Phase
- Brechen Sie die Verabreichung von Isofluran und systemischer Analgesie am Ende der Operation ab und führen Sie eine Trachealextubation durch, sobald der Schluckreflex zurückgekehrt ist.
- 0,5 mg/kg Meloxicam IV, 10 mg/kg Aspirin (ASS) IV, 100 μg Vitamin B12 SC und 20 mg/kg Clamoxyl IV verabreichen.
- Sorgen Sie für zusätzliche Sauerstoffversorgung und aktive Erwärmung, bis die Kaninchen spontan die sternale Liege wiedererlangt haben.
- Durchführung einer postoperativen Nachsorge und Tierpflege viermal täglich in den ersten drei Tagen gemäß den Richtlinien für die Beurteilung und Behandlung von Schmerzen bei Nagetieren und Kaninchen23,24.
- Verabreichen Sie postoperative Analgesie über ein Fentanylpflaster (12 μg / h), das auf das Außenohr aufgetragen wird, Meloxicam einmal täglich SC für drei Tage und Methadon als Rettungstherapie SC, gemäß dem Scoresheet zur Schmerzbewertung. Verabreichen Sie 250 IE/kg niedermolekulares Heparin (LMH) subkutan für drei Tage bei allen Kaninchen.
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Ergebnisse
Nach einer Pilotserie von sieben Tieren wurden insgesamt 16 Tiere in das Versuchsprotokoll aufgenommen. Zwei Tiere starben vorzeitig und wurden daher von der endgültigen Analyse ausgeschlossen (12,5% Mortalität). Berechnet an 14 Tieren betrug die sofortige Aneurysma-Durchgängigkeitsrate während der Fluoreszenzangiographie sowohl in der Kontroll- als auch in der modifizierten Gruppe 71,43%. Vier Aneurysmen mussten mit aufeinanderfolgender Thrombusevakuierung wieder geöffnet werden und nach einer wiederholten Fluoreszenzan...
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Diskussion
Unsere Studie zeigt die Machbarkeit der Erstellung eines echten Bifurkationsaneurysmamodells mit unterschiedlichen Wandbedingungen bei Kaninchen. Insgesamt wurden 14 weibliche neuseeländische weiße Kaninchen mit einem Durchschnittsgewicht von 3,7 ± 0,09 kg und einem Durchschnittsalter von 112 ± 3 Tagen in die Studie eingeschlossen. 85,72% aller Aneurysmen blieben während eines Follow-ups nach 28 Tagen offen. Zwei Tiere starben vorzeitig (12,5% Mortalität).
Frühere Studien schlugen eine Vielzah...
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Offenlegungen
Diese Arbeit wurde durch die Forschungsmittel des Forschungsrates, des Kantonsspitals Aarau, der Schweiz und des Schweizerischen Nationalfonds SNF (310030_182450) unterstützt. Die Autoren sind für die Gestaltung und Durchführung der vorgestellten Studie allein verantwortlich und erklären keine konkurrierenden Interessen.
Danksagungen
Die Autoren danken Olgica Beslac und Kay Nettelbeck für ihre hervorragende Unterstützung und technische Unterstützung während der perioperativen Phase und Alessandra Bergadano, DVM, PhD, für die engagierte Überwachung der langfristigen Tiergesundheit.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 3-0 resorbierbares Nahtmaterial | Ethicon Inc., USA | VCP428G | |
| 4-0 nicht resorbierbares Nahtmaterial | B. Braun, Deutschland | G0762563 | |
| 6-0 nicht resorbierbares Nahtmaterial | B. Braun, Deutschland | C0766070 | |
| 9-0 nicht resorbierbares Nahtmaterial | B. Braun, Deutschland | G1111140 | |
| Adrenaline | Amino AG | 1445419 | Generika |
| Amiodaron | Helvepharm AG | 5078567 | jedes generische |
| Anästhesiegerät | Drä Aspirin | ||
| Sanofi-Aventis (Suisse) SA | 622693 | Generika | |
| Atropin | Labatec Pharma SA | 6577083 | generische |
| Bandpassfilter blau Thorlabs | FD1B | alle anderen | |
| Bandpassfilter grün | Thorlabs | FGV9 | sonstige |
| bipolare Pinzetten | sonstige | ||
| Fahrrad Scheinwerfer | alle anderen | ||
| Biemer Gefäßclip (2 x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Schweiz | FD560R | temporärer |
| Bispectral Index (Neugeborene) | jede andere | ||
| Blutdruckmanschette (Neugeborene) | jede andere | ||
| Clamoxyl | GlaxoSmithKline AG | 758808 | jede |
| generischeDexmedetomidin | Ever Pharma | 136740-1 | generische |
| Elektrokardiogramm-Elektroden | alle anderen | ||
| Elastase | Sigma Aldrich | 45125 | generische |
| Ephedrine | Amino AG | 1435734 | generische |
| Esmolol | OrPha Swiss GmbH | 3284044 | generisches |
| Fentanyl (intravenöse Anwendung) | Janssen-Cilag AG | 98683 | Generika |
| Fentanyl (transdermal) | Mepha Pharma AG | 4008286 | Generika |
| Fluorescein | Curatis AG | 5030376 | Generika |
| Fragmin | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 1906725 | Generika |
| Glyco | Generika | ||
| Heizkissen | Sonstiges | ||
| Isotonische Natriumchloridlösung (0,9%) | Fresenius KABI | 336769 | jedes generische |
| Ketamin | Pfizer | 342261 | jedes generische |
| Laborschüttler | Stuart | SRT6 | jedes andere |
| Lidocain, | Streuli Pharma AG | 747466 | jedes generische |
| Longuettes | jedes | ||
| Metacam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | jedes generische |
| Methadon | Streuli Pharma AG | 1084546 | alle generischen |
| Mikroröhrchen | alle anderen | ||
| Mikronadelhalter | alle anderen | ||
| Midazolam | Accord Healthcare AG | 7752484 | alle generischen |
| Nadelhalter | alle anderen | ||
| O2-Gesichtsmaske | jedes andere | ||
| Operationsmikroskop | Wild Heerbrugg | jedes andere | |
| Papaverine | Bichsel | jedes Generikum | |
| Prilocain-Lidocain Creme | Emla | jedes Generikum | |
| Propofol | B. Braun Medical AG, Schweiz | jedes Generikum | |
| Pulsoxymeter | jedes Generika | ||
| Rektale Temperatursonde (Neugeborene) | jede andere | ||
| Ropivacaine | Aspen Pharma Schweiz GmbH | 1882249 | jedes Generikum |
| Scalpell | Swann-Morton | 210 | jede andere |
| Kleintierrasierer | jedes | ||
| andere Smartphone | jede andere | ||
| Weichteilzange | Sonstige | ||
| Weichgewebspreizer | alle anderen | ||
| Schwammschalen | alle anderen | ||
| sterilen Mikrotupfer | alle anderen | ||
| Stethoskope | alle anderen | ||
| geraden und gebogenen Mikrozangen | alle anderen | ||
| geraden und gebogenen Mikroscheren | alle anderen | ||
| Gerade und gebogene Pinzetten | alle anderen | ||
| Chirurgie-Tücher | alle anderen | ||
| Scheren | alle anderen | ||
| Spritzen 1 ml, 2 ml und 5 ml | alle anderen | ||
| Tris-Buffer | Sigma Aldrich | 93302 | alle generischen |
| Gefäßclip-Applikatoren | B. Braun, Deutschland | FT495T | |
| Venen- und Arterienkatheter 22 G | jedes Generikum | ||
| Vitarubin | Streuli Pharma AG | 6847559 | jedes Generikum |
| Yasargil Titan Standard Clip (2 x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Schweiz | FT242T | temporär |
Referenzen
- Wanderer, S., Mrosek, J., Gessler, F., Seifert, V., Konczalla, J. Vasomodulatory effects of the angiotensin II type 1 receptor antagonist losartan on experimentally induced cerebral vasospasm after subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica (Wien). 160 (2), 277-284 (2018).
- Vatter, H., et al. Effect of delayed cerebral vasospasm on cerebrovascular endothelin A receptor expression and function. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 121-127 (2007).
- Andereggen, L., et al. The role of microclot formation in an acute subarachnoid hemorrhage model in the rabbit. Biomed Research International. , 161702(2014).
- Eriksen, N., et al. Early focal brain injury after subarachnoid hemorrhage correlates with spreading depolarizations. Neurology. 92 (4), 326-341 (2019).
- Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
- Bouzeghrane, F., Naggara, O., Kallmes, D. F., Berenstein, A., Raymond, J. International Consortium of Neuroendovascular C. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
- Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
- Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
- Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
- Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
- Marbacher, S., et al. Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model. Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).
- Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
- Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of Visualized Experiments. 51, 2718(2011).
- Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
- Miskolczi, L., Guterman, L. R., Flaherty, J. D., Hopkins, L. N. Saccular aneurysm induction by elastase digestion of the arterial wall: a new animal model. Neurosurgery. 43 (3), 595-600 (1998).
- Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
- Kilkenny, C., Browne, W., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Group NCRRGW. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (4), 991-993 (2011).
- Tornqvist, E., Annas, A., Granath, B., Jalkesten, E., Cotgreave, I., Oberg, M. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), (2019).
- Irlbeck, T., Zwissler, B., Bauer, A. ASA classification: Transition in the course of time and depiction in the literature]. Der Anaesthesist. 66 (1), 5-10 (2017).
- Grüter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Oper Neurosurg (Hagerstown). 17 (4), 432-438 (2019).
- Grüter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
- Strange, F., et al. Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models. Journal of Visualized Experiments. (149), e59782(2019).
- Weaver, L. A., Blaze, C. A., Linder, D. E., Andrutis, K. A., Karas, A. Z. A model for clinical evaluation of perioperative analgesia in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 49 (6), 845-851 (2010).
- ACLAM Task Force Members. Public statement: guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
- Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation. American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).
- Kwan, E. S., Heilman, C. B., Roth, P. A. Endovascular packing of carotid bifurcation aneurysm with polyester fiber-coated platinum coils in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 14 (2), 323-333 (1993).
- Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Thron, A., Gilsbach, J. M. Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization. Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).
- Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimal Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
- Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemela, M., Frosen, J. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Viusalized Experiments. (92), e51071(2014).
- Alfano, J. M., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
- Sakamoto, S., et al. Characteristics of aneurysms of the internal carotid artery bifurcation. Acta Neurochirurgica (Wien). 148 (2), 139-143 (2006).
- Dai, D., et al. Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils. American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).
- Shin, Y. S., Niimi, Y., Yoshino, Y., Song, J. K., Silane, M. Berenstein A. Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog. American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).
- Abruzzo, T., Shengelaia, G. G., Dawson, R. C., Owens, D. S., Cawley, C. M., Gravanis, M. B. Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).
- Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Gilsbach, J. M. Endovascular coil embolization of microsurgically produced experimental bifurcation aneurysms in rabbits. Surgical Neurology. 49 (5), 491-494 (1998).
- Reul, J., Weis, J., Spetzger, U., Konert, T., Fricke, C., Thron, A. Long-term angiographic and histopathologic findings in experimental aneurysms of the carotid bifurcation embolized with platinum and tungsten coils. American Journal of Neuroradiology. 18 (1), 35-42 (1997).
- Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2020).
- Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical Intracranial Aneurysm Models: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
- Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J. Saccular Aneurysm Models Featuring Growth and Rupture: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (2), 101(2020).
- Coluccia, D., et al. A microsurgical bifurcation rabbit model to investigate the effect of high-intensity focused ultrasound on aneurysms: a technical note. Journal of Therapeutic Ultrasound. 2, 21(2014).
- Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica (Wien). 146 (7), 705-711 (2004).
- Morosanu, C. O., Nicolae, L., Moldovan, R., Farcasanu, A. S., Filip, G. A., Florian, I. S. Neurosurgical Cadaveric and In Vivo Large Animal Training Models for Cranial and Spinal Approaches and Techniques - Systematic Review of Current Literature. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (1), 8-17 (2019).
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