Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Pathologische Analyse der Lungenmetastasierung nach lateraler Schwanzveneninjektion von Tumorzellen

9.3K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/61270

⸱

20. Mai 2020

 ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center, 2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

In diesem Artikel

Erratum-Hinweis

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Zusammenfassung

Die intravenöse Injektion von Krebszellen wird häufig in der Metastasenforschung eingesetzt, aber die metastasierende Tumorbelastung kann schwer zu analysieren sein. Hierin demonstrieren wir ein Schwanzvenen-Injektionsmodell der Metastasierung und beinhalten einen neuartigen Ansatz zur Analyse der resultierenden metastasierenden Lungentumorbelastung.

Zusammenfassung

Metastasen, die Hauptursache für Morbidität und Mortalität bei den meisten Krebspatienten, können bei Mäusen präklinisch zu modellieren sein. Es stehen nur wenige spontane Metastasenmodelle zur Verfügung. Somit ist das experimentelle Metastasenmodell mit Tail-Vein-Injektion geeigneter Zelllinien eine tragende Säule der Metastasenforschung. Wenn Krebszellen in die laterale Schwanzvene injiziert werden, ist die Lunge ihr bevorzugter Ort der Kolonisation. Eine mögliche Einschränkung dieser Technik ist die genaue Quantifizierung der metastasierenden Lungentumorbelastung. Während einige Forscher Makrometastasen einer vordefinierten Größe zählen und / oder Mikrometastasen nach dem Schneiden des Gewebes einschließen, bestimmen andere den Bereich der metastatischen Läsionen relativ zum normalen Gewebebereich. Beide Quantifizierungsmethoden können äußerst schwierig sein, wenn die metastatische Belastung hoch ist. Hierin demonstrieren wir ein intravenöses Injektionsmodell der Lungenmetastasierung, gefolgt von einer fortschrittlichen Methode zur Quantifizierung der metastasierenden Tumorbelastung unter Verwendung von Bildanalysesoftware. Dieser Prozess ermöglicht die Untersuchung mehrerer Endpunktparameter, einschließlich der durchschnittlichen Metastasengröße, der Gesamtzahl der Metastasen und des gesamten Metastasenbereichs, um eine umfassende Analyse zu ermöglichen. Darüber hinaus wurde diese Methode von einem Veterinärpathologen überprüft, der vom American College of Veterinary Pathologists (SEK) zertifiziert wurde, um die Genauigkeit zu gewährleisten.

Einleitung

Obwohl es sich um einen hochkomplexen und ineffizienten Prozess1 handelt, trägt die Metastasierung wesentlich zur Morbidität und Mortalität von Krebspatienten bei2. Tatsächlich werden die meisten krebsbedingten Todesfälle auf die metastasierende Ausbreitung der Krankheit zurückgeführt3,4. Damit Tumorzellen erfolgreich metastasieren können, müssen sie sich von der primären Stelle lösen, durch angrenzendes Stroma eindringen, in den Blutkreislauf oder die Lymphgefäße intravasieren, zum Kapillarbett einer sekundären Stelle wandern, in das Sekundärgewebe extravasieren und sich vermehren oder wachsen, um metastasierende Läsionen zu bilden5. Die Verwendung von Mausmodellen war entscheidend für das Verständnis der molekularen Mechanismen, die für metastatische Aussaat und Wachstum verantwortlich sind6,7. Dabei konzentrieren wir uns auf die Metastasierung von Brustkrebs, für die häufig sowohl gentechnisch veränderte Mausmodelle als auch Transplantationsmethoden eingesetzt werden – jede mit ihren eigenen Vorteilen und Einschränkungen.

Gentechnisch veränderte Brusttumormodelle nutzen brustdrüsenspezifische Promotoren, einschließlich MMTV-LTR (Mouse Mammary Tumor Virus Long Terminal Repeat) und WAP (Whey Acidic Protein), um die Expression von Transgenen im Brustepithel zu steuern8. Onkogene einschließlich Polyom mittleres T-Antigen (PyMT), ErbB2 / Neu, c-Myc, Wnt-1 und Affenvirus 40 (SV40) wurden auf diese Weise exprimiert9,10, 11, 12, 13, und während diese genetischen Modelle für die Untersuchung der Primärtumorinitiation und -progression nützlich sind, metastasieren nur wenige leicht in entfernte Organe. Darüber hinaus sind diese genetischen Mausmodelle oft zeit- und kostenintensiver als spontane oder experimentelle Metastasierungsmodelle. Angesichts der Beschränkung der meisten gentechnisch veränderten Brusttumormodelle auf die Untersuchung von Metastasen sind Transplantationstechniken zu attraktiven Methoden geworden, um diesen komplexen Prozess zu untersuchen. Dazu gehören orthotope, Schwanzvenen-, intrakardiale und intrakranielle Injektion geeigneter Zelllinien.

Obwohl mehrere Brustkrebszelllinien nach orthotopischer Injektion in das Brustfettpolster leicht metastasieren14,15, kann die Konsistenz und Reproduzierbarkeit der metastasierenden Tumorbelastung eine Herausforderung darstellen, und die Dauer solcher Studien kann in der Größenordnung von mehreren Monaten liegen. Insbesondere zur Beurteilung der Lungenmetastasierung ist die intravenöse Injektion in die Schwanzvene oft eine reproduzierbarere und zeiteffektivere Methode, wobei die metastatische Ausbreitung typischerweise innerhalb weniger Wochen auftritt. Da das intravenöse Injektionsmodell jedoch die ersten Schritte der metastatischen Kaskade umgeht, ist bei der Interpretation der Ergebnisse dieser Studien Vorsicht geboten. In dieser Demonstration zeigen wir die Schwanzveneninjektion von Brusttumorzellen zusammen mit einer genauen und umfassenden Analysemethode.

Obwohl die Forschungsgemeinschaft erhebliche Fortschritte beim Verständnis des komplexen Prozesses der Brustkrebsmetastasierung gemacht hat, wird geschätzt, dass derzeit über 150.000 Frauen an metastasierendem Brustkrebs leiden16. Von den Patienten mit Brustkrebs im Stadium IV haben >36% der Patientinnen Lungenmetastasen17; Das ortsspezifische Muster und die Inzidenz von Metastasen können jedoch je nach molekularem Subtyp variieren18,19,20,21. Patientinnen mit Brustkrebs-assoziierten Lungenmetastasen haben ein medianes Überleben von nur 21 Monaten, was die Notwendigkeit unterstreicht, wirksame Behandlungen und neuartige Biomarker für diese Krankheit zu identifizieren17. Die Verwendung experimenteller Metastasierungsmodelle, einschließlich der intravenösen Injektion von Tumorzellen, wird unser Wissen über diese wichtige klinische Herausforderung weiter voranbringen. In Kombination mit der digitalen Bildgebungspathologie und der in diesem Protokoll beschriebenen Methode der metastasierenden Lungentumorlastanalyse sind Schwanzveneninjektionen ein wertvolles Werkzeug für die Brustkrebsmetastasenforschung.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Die Tierverwendung folgte den Vorschriften der University Laboratory Animal Resources (ULAR) im Rahmen des vom OSU Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigten Protokolls 2007A0120-R4 (PI: Dr. Gina Sizemore).

1. Schwanzveneninjektion von Brustkrebszellen

  1. Vorbereitung von Zellen und Spritze zur Injektion
    1. Platten Sie eine geeignete Anzahl von Zellen basierend auf der Anzahl der Mäuse und der zu verwendenden Zellkonzentration.
      HINWEIS: Die Anzahl der injizierten Zellen und die Zeit bis zur Entwicklung von Metastasen hängen von der verwendeten Zelllinie ab und müssen optimiert werden. In dieser Demonstration werden 1 x 106 MDA-MB-231-Zellen intravenös in NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) -Mäuse injiziert, und makroskopische Lungenläsionen werden spätestens 24 Tage nach der Injektion beobachtet. Für die murine Brusttumorzelllinie MVT111 werden 3 x 106 Zellen in immunkompetente FVB/N-Mäuse injiziert, wobei zahlreiche Lungenmetastasen bis 14 Tage beobachtet wurden22,23.
    2. Medien absaugen und Zellplatten mit 1x PBS spülen. Trypsinisieren Sie Zellen in minimalem Volumen, fügen Sie ein geeignetes Medienvolumen hinzu und zählen Sie Zellen mit einem Hämatozytometer oder einer anderen bevorzugten Methode. Trypanblau (0,4%) oder andere lebende / tote Zellfarbstoffe können verwendet werden, um lebensfähige Zellzahlen zu bestimmen.
    3. Pelletzellen durch Spinnen bei 180 x g für 5 min.
    4. Resuspendieren Sie eine angemessene Anzahl von Zellen in sterile 1x PBS, so dass ein Volumen von 100 μL pro Maus injiziert wird. Halten Sie die Zellsuspension auf Eis, um die Lebensfähigkeit zu erhalten.
    5. Vor der Injektion die Zellen gründlich mit einer 200 μL oder 1 ml Pipette resuspendieren, um eine Verklumpung zu vermeiden. 100 μL in einer 28 G Insulinspritze aufziehen (siehe Materialtabelle).
    6. Beseitigen Sie Luftblasen, indem Sie die Spritze vertikal halten, auf die Spritze klopfen und den Kolben langsam einstellen. Die Injektion von Luftblasen in die Vene verursacht wahrscheinlich eine Luft- / Gasembolie, die tödlich sein kann.
  2. Seitliche Schwanzveneninjektion
    HINWEIS: Für experimentelle Brustkrebs-Metastasen-Assays werden Injektionen an > 6 Wochen alten weiblichen Mäusen durchgeführt.
    1. Halten Sie die Maus am Schwanz und schieben Sie das Tier in ein geschlitztes Röhrchen/Rückhaltesystem einer geeigneten Größe (siehe Materialtabelle für die verwendete Rückhalteeinrichtung).
    2. Setzen Sie den Steckerteil der Rückhaltevorrichtung ein und positionieren Sie die Maus auf der Seite, so dass ihre seitliche Schwanzvene gut sichtbar ist. Die Maus hat eine ventrale Arterie in Linie mit den Genitalien, eine dorsale Vene und zwei laterale Kaudalvenen.
    3. Reinigen Sie die Oberfläche des Schwanzes der Maus mit einem aseptischen Tuch. Fassen Sie den Schwanz zwischen Zeigefinger und Daumen mit nicht dominanter Hand und üben Sie leichte Spannung aus.
    4. Beginnend am distalen Teil des Schwanzes, führen Sie die Nadel parallel zur Vene mit dem Fasenende ein.
    5. Wenn erlaubt, rekapitulieren Sie die Nadel vorsichtig und biegen Sie sie in einen Winkel von 20-30 °. Ein Einhand-Annäherungs- oder Nadelrückgewinnungsgerät wird dringend empfohlen.
      HINWEIS: Es ist nicht notwendig zu aspirieren, da dies zum Kollaps der Vene führen kann. Ein kleiner Blutschnaps kann jedoch beim ersten Platzieren gesehen werden. Die Nadel wird bei richtiger Platzierung sanft in die Vene vordringen.
    6. Geben Sie langsam das gesamte Volumen in die Vene ab. Es sollte keinen Widerstand geben, wenn der Kolben gedrückt wird.
    7. Wenn ein Widerstand zu spüren ist, entfernen Sie sofort die Spritzennadel. Falls erforderlich, führen Sie die Nadel erneut ein (idealerweise nicht mehr als 3 Versuche), die sich in Richtung des proximalen Endes des Schwanzes oder der gegenüberliegenden lateralen Vene bewegt.
    8. Ein kleines Blutvolumen wird wahrscheinlich nach der Injektion verdrängt. Mit steriler Gaze sanften Druck ausüben und mit aseptischem Tuch abwischen.
    9. Entsorgen Sie die Spritze umgehend in einem geeigneten Behälter für scharfe Gegenstände.
    10. Bringen Sie die Maus in einen sauberen, belüfteten Käfig zurück und überwachen Sie sie auf Anzeichen von Stress.
    11. Überwachen Sie Mäuse 2-3x / wöchentlich auf Anzeichen von Metastasenbildung (Atemnot, gebeugte Haltung, Gewichtsverlust) und allgemeiner Belastung. Die Zeit bis zur Entwicklung der Metastasierung hängt von der Zelllinie und dem Mausstamm ab.
    12. Wenn Sie ein In-vivo-Live-Tier-Bildgebungsgerät verwenden, bilden Sie Mäuse unmittelbar nach der Schwanzveneninjektion ab, um die erfolgreiche Injektion von Zellen zu bestätigen und Zeitdaten "Null" zu erhalten (spezifische Details zur In-vivo-Biolumineszenzbildgebung sind hierin nicht enthalten, werden aber von Yang et al.24 beschrieben).

2. Lungengewebefixierung und Analyse der metastasierenden Lungentumorbelastung

  1. Lungengewebeaufblähung zur Aufrechterhaltung des Strukturformats der Lunge für die Histopathologie
    1. Nachdem genehmigte Euthanasieverfahren (z.B. Kohlendioxid bei 30 - 70% Verschiebung des Kammervolumens/min) befolgt wurden, befestigen Sie den Mauskadaver mit Stiften an einer Seziertafel. Sprühen oder tragen Sie 70% Ethanol auf, um das Fell der Maus während der Dissektion aus dem Weg zu halten.
      HINWEIS: Kohlendioxiderstickung kann Lungenblutungen als erwartete Hintergrundläsion verursachen, insbesondere bei langsameren Flussraten.
    2. Öffnen Sie den Thorax mit einem Mittellinienschnitt, strecken Sie den Schnitt kranial / kaudal durch das Peritoneum und schneiden Sie das Zwerchfell weg, indem Sie den Xyphoidfortsatz greifen.
    3. Verwenden Sie eine separate Schere, um die Klingen nicht abzustumpfen, schneiden Sie die Rippen entlang jeder Seite des Brustbeins ab und entfernen Sie vorsichtig den Brustkorb, damit sich die Lunge ausdehnen kann.
    4. Isolieren Sie die Luftröhre, indem Sie submandibuläre Speicheldrüsen und infrahyoidale Muskulatur entfernen. Das Platzieren von Stiften auf beiden Seiten der Luftröhre kann unerwünschte Bewegungen während des Einführens der Nadel verhindern.
    5. Füllen Sie eine 26 G Spritze mit 2-3 ml 10% neutralem gepuffertem Formalin und geben Sie sie in die Luftröhre.
    6. Injizieren Sie langsam Formalin und achten Sie darauf, dass sich die Lunge ausdehnt (erfordert normalerweise ~ 1,5 ml Formalin).
    7. Sobald Formalin aus der Lunge austritt (übermäßiges Aufblasen vermeiden), drücken Sie die Luftröhre mit einer Pinzette ab, entfernen Sie die Spritzennadel und lösen Sie den gesamten Atemweg. Legen Sie Lunge, Herz usw. direkt in Formalin, da ein zusätzliches Trimmen des Gewebes nach der Fixierung erfolgen kann.
    8. Komplette Verarbeitung, Einbettung, Schnitt des Gewebes und Hämatoxylin- und Eosin (H & E) -Färbung mit Standardmethoden.
  2. Analyse der metastasierenden Lungentumorbelastung
    1. Scannen Sie H&E-gefärbte Lungenschnitte auf einem hochauflösenden Diascanner mit 40-facher Vergrößerung (Abbildung 3).
    2. Importieren Sie Bilder in bildanalytische Software (z.B. Visiopharm Image Analysis) zur Quantifizierung von Lungenmetastasen.
      HINWEIS: Wir empfehlen neuen Benutzern, entweder eine Vor-Ort- oder Online-Schulung zur Verwendung der Bildanalysesoftware zu erhalten. Zahlreiche Webinare sind auch über die kommerzielle Webseite verfügbar.
    3. Wählen Sie die Visiopharm 10118 H&E Lung Metastasis App aus der App-Bibliothek der Software aus.
      HINWEIS: Der Zweck dieser App ist es, Lungenmetastasen auf H & E-gefärbten Objektträgern zu kennzeichnen und zu quantifizieren. Im Rahmen der 10118 H&E Lung Metastasis App segmentiert der erste Bildverarbeitungsschritt das Lungengewebe mit der Tissue Detection App. Der zweite Bildverarbeitungsschritt nutzt die Metastasis Detect App, die die Metastasen im Lungengewebe identifiziert. Metastasen werden über die Form identifiziert, zusammen mit Regionen, die entweder zu unförmig, zu rot oder zu spärlich sind, um als Metastasen identifiziert zu werden.
    4. Passen Sie die Parameter, die Form und Kargheit definieren, an repräsentative Bilder an. Segmentierte Bereiche von Tumormetastasen und normalem Lungengewebe können mit unterschiedlichen Farbmarkierungen für jeden Gewebetyp dargestellt werden.
      HINWEIS: Für den Fall, dass die App Metastasen nicht genau vom normalen Lungengewebe trennen kann, muss möglicherweise eine benutzerdefinierte App mit dem Visiopharm Decision Forest-Programm geschrieben werden, wie es für die Experimente getan wurde (siehe Abbildung 2 und Abbildung 3). Details zum Schreiben eines benutzerdefinierten Algorithmus folgen unten. Fahren Sie andernfalls mit Schritt 2.2.9 fort.
    5. Öffnen Sie das Decision Forest-Programm, das funktioniert, indem sie mehrere Klassen [z. B. Lungengewebe (nicht neoplastisch), Metastasen, rote Blutkörperchen, Epithel und / oder Leerraum] auf einem gewünschten Bild trainieren. In Abbildung 2 sind Tumormetastasen blau, normales Gewebe grün und bronchiolares Epithel gelb. Auch rote Blutkörperchen sind in rot und Lufträume in rosa.
    6. Befolgen Sie die aufgeforderte Reihe von Ja- oder Nein-Fragen, um jede Klasse für ein Bild entsprechend zu trainieren. Die Genauigkeit des Algorithmus bestimmt die Anzahl der Ja/Nein-Fragen. Für die Analyse wurde der benutzerdefinierte Algorithmus/die App mit einer Genauigkeit von 50 (Bereich 0-100) geschrieben.
    7. Passen Sie Features für jede Klasse an, indem Sie Filter zum Schärfen, Verwischen, Sortieren nach Form usw. anwenden, um die Genauigkeit des Algorithmus / der App zu verbessern. Visiopharm zeigt jede Klasse durch eine oder mehrere Linsen an, die als Features bezeichnet werden. Features ändern, wie die Klasse das Bild sieht, um bestimmte Farben oder Intensitäten hervorzuheben.
      HINWEIS: Für den benutzerdefinierten Algorithmus werden Metastasen mit einer Größe von 8500 μm2 und mehr als Metastasen markiert und gemessen. Dies erklärt Größenvarianzen und Metastasen, die zu klein sind, um sie zu erkennen. Kleine unförmige Bereiche und kleine metastatische Bereiche unter 8500 μm2 wurden in die normale Gewebequantifizierung einbezogen.
    8. Speichern Sie die geänderten Einstellungen entweder in der App oder im benutzerdefinierten Algorithmus und wenden Sie dann den Algorithmus / die App auf einen ganzen Satz oder eine Reihe von H & E-gefärbten Geweben an.
    9. Exportieren Sie schließlich alle Ausgabevariablen, einschließlich der in Tabelle 1 aufgeführten Variablen. Die Fläche in Mikrometern zum Quadrat (μm2) kann für jeden Gewebetyp quantifiziert werden, und die Prozentsätze werden aus der gesamten Nettogewebefläche der Probe (d. H. Gesamtgewebe minus Luftraum) abgeleitet.
    10. Wenn Sie einen benutzerdefinierten Algorithmus erstellen, überprüfen Sie die Gewebemarkierungen in Absprache mit einem vom American College of Veterinary Pathologists zertifizierten Veterinärpathologen, um genaue Messungen sicherzustellen und zwischen Gewebetypen zu unterscheiden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Wenn nicht markierte Zellen für die Injektion von Schwanzvenen verwendet werden, kann es schwierig sein, die Lungenkolonisation bis (1) zum Zeitpunkt der Nekropsie zu bestätigen, wenn Makrometastasen beobachtet werden können, oder (2) nach einer histologischen Analyse, wenn mikroskopische Metastasen vorliegen. Bei ausgedehnter metastasierender Lungentumorbelastung haben Mäuse Atembeschwerden. Wie bei jeder Tumorstudie sollten Mäuse während der gesamten Studiendauer sorgfältig überwacht werden. Die Verwendung von markiert...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Da die Forscher weiterhin die intravenöse Injektion von Tumorzellen als experimentelles Modell für die Metastasierung verwenden, fehlen Standardpraktiken zur Analyse der resultierenden metastasierenden Tumorbelastung. In einigen Fällen können signifikante Unterschiede in der metastasierenden Tumorbelastung bei Manipulation bestimmter Zelllinien und/oder Verwendung chemischer Verbindungen makroskopisch beobachtet werden. In anderen Fällen können jedoch subtile Unterschiede in der metastatischen Aussaat und im Wachstum ohn...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Danksagungen

Repräsentative Daten wurden durch das National Cancer Institute (K22CA218549 bis S.T.S) finanziert. Zusätzlich zu ihrer Unterstützung bei der Entwicklung der umfassenden Analysemethode, über die hier berichtet wird, danken wir dem Ohio State University Comprehensive Cancer Center Comparative Pathology and Mouse Phenotyping Shared Resource (Direktorin - Krista La Perle, DVM, PhD) für Histologie und Immunhistochemie und dem Pathology Imaging Core für die Entwicklung und Analyse von Algorithmen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Alkohol-VorbereitungskissenFisher Scientific22-363-750zur Reinigung des Schwanzes vor der Injektion
DissektionsschereFisher Scientific08-951-5zum Aufpumpen von Lungengewebe
DMEM mit L-Glutamin, 4,5 g/l Glukose und NatriumpyruvatFisher ScientificMT10013CVBasis für Zellkulturmedien für die Zelllinien MDA-MB-231 und MVT1
Dulbecco's Phosphat-Buffered Salt Solution 1xFisher ScientificMT21030CVzur Resuspendierung von Tumorzellen für die Injektion
Ethanol (70 %ige Lösung)OSUzur Minimierung des Mausfells während der Dissektion; Vorsicht - brennbarer
Evan's Blue FarbstoffMillipore SigmaE2129Verwendung in einem Verhältnis von 1 % in sterilem PBS für die Praxis mit der Schwanzvenen-Injektionsmethode; Vorsicht walten lassen - gefährliches Reagenz
Fötales RinderserumMillipore SigmaF4135Zusatzstoff für Zellkulturmedien; wird zu 10 % in DMEM-Pinzetten verwendet
Fisher Scientific10-270zur Dissektion und Inflation von Lungengewebe
FVB/NJ MäuseThe Jackson Laboratory001800syngener Mausstamm für MVT1-Zellen
Hämazytometer (Bright-Line)Millipore SigmaZ359629zur Verwendung in Zellkulturen zur Gewinnung von Zellzahlen
Insulinspritze (28 G)Fisher Scientific14-829-1Bfür Schwanzveneninjektionen (BD 329424)
MDA-MB-231 ZellenATCChumane Brustkrebszelllinie
MVT1-Zellen Brusttumorzellenvon Mäusen
Nadeln (26 G)Fisher Scientific14-826-15zum Aufblasen von Lungenneutrales
gepuffertes Formalin (10%)Fisher Scientific245685als Gewebefixiermittel und zum Aufblasen von Lungengewebe verwendet; Vorsicht - gefährliches Reagenz
NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) MäuseDas Jackson Laboratory005557geführt von OSUCCC Target Validation Shared Resource
Penicillin Streptomycin 100xThermoFisher15140163Zellkulturmedien Additiv
sterile GazeFisher ScientificNC9379092zum Ausüben von Druck auf den Schwanz der Maus, wenn Blutungen auftreten
Spritze (5 mL)Fisher Scientific14-955-458zum Aufblasen von Lungengewebe von Mäusen
Schwanzvenen-HalterungBraintree Scientific, Inc.TV-150 STDzur Fixierung von Mäusen für Schwanzveneninjektionen
Trypanblau (0,4 %)ThermoFisher15250061in Zellkulturen zur Beurteilung der Lebensfähigkeit verwendet
Trypsin-EDTA 0,25 %ThermoFisher25200-114wird in Zellkulturen verwendet, um Tumorzellen von der Platte zu lösen

Referenzen

  1. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews: Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  2. Steeg, P. S. Targeting metastasis. Nature Reviews: Cancer. 16 (4), 201-218 (2016).
  3. Gupta, G. P., Massague, J. Cancer metastasis: building a framework. Cell. 127 (4), 679-695 (2006).
  4. Steeg, P. S. Tumor metastasis: mechanistic insights and clinical challenges. Nature Medicine. 12 (8), 895-904 (2006).
  5. Chaffer, C. L., Weinberg, R. A. A perspective on cancer cell metastasis. Science. 331 (6024), 1559-1564 (2011).
  6. Eckhardt, B. L., Francis, P. A., Parker, B. S., Anderson, R. L. Strategies for the discovery and development of therapies for metastatic breast cancer. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (6), 479-497 (2012).
  7. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  8. Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Research. 8 (4), 212(2006).
  9. Schoenenberger, C. A., et al. Targeted c-myc gene expression in mammary glands of transgenic mice induces mammary tumours with constitutive milk protein gene transcription. EMBO Journal. 7 (1), 169-175 (1988).
  10. Nusse, R., Varmus, H. E. Many tumors induced by the mouse mammary tumor virus contain a provirus integrated in the same region of the host genome. Cell. 31 (1), 99-109 (1982).
  11. Muller, W. J., Sinn, E., Pattengale, P. K., Wallace, R., Leder, P. Single-step induction of mammary adenocarcinoma in transgenic mice bearing the activated c-neu oncogene. Cell. 54 (1), 105-115 (1988).
  12. Lin, E. Y., et al. Progression to malignancy in the polyoma middle T oncoprotein mouse breast cancer model provides a reliable model for human diseases. American Journal of Pathology. 163 (5), 2113-2126 (2003).
  13. Green, J. E., et al. The C3(1)/SV40 T-antigen transgenic mouse model of mammary cancer: ductal epithelial cell targeting with multistage progression to carcinoma. Oncogene. 19 (1), 1020-1027 (2000).
  14. Iorns, E., et al. A new mouse model for the study of human breast cancer metastasis. PloS One. 7 (10), 47995(2012).
  15. Kim, I. S., Baek, S. H. Mouse models for breast cancer metastasis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 394 (3), 443-447 (2010).
  16. Mariotto, A. B., Etzioni, R., Hurlbert, M., Penberthy, L., Mayer, M. Estimation of the Number of Women Living with Metastatic Breast Cancer in the United States. Cancer Epidemiology, Biomarkers and Prevention. 26 (6), 809-815 (2017).
  17. Xiao, W., et al. Risk factors and survival outcomes in patients with breast cancer and lung metastasis: a population-based study. Cancer Medicine. 7 (3), 922-930 (2018).
  18. Smid, M., et al. Subtypes of breast cancer show preferential site of relapse. Cancer Research. 68 (9), 3108-3114 (2008).
  19. Kennecke, H., et al. Metastatic behavior of breast cancer subtypes. Journal of Clinical Oncology. 28 (20), 3271-3277 (2010).
  20. Soni, A., et al. Breast cancer subtypes predispose the site of distant metastases. American Journal of Clinical Pathology. 143 (4), 471-478 (2015).
  21. Leone, B. A., et al. Prognostic impact of metastatic pattern in stage IV breast cancer at initial diagnosis. Breast Cancer Research and Treatment. 161 (3), 537-548 (2017).
  22. Pei, X. F., et al. Explant-cell culture of primary mammary tumors from MMTV-c-Myc transgenic mice. In Vitro Cellular and Developmental Biology: Animal. 40 (1-2), 14-21 (2004).
  23. Mathsyaraja, H., et al. CSF1-ETS2-induced microRNA in myeloid cells promote metastatic tumor growth. Oncogene. 34 (28), 3651-3661 (2015).
  24. Yang, S., Zhang, J. J., Huang, X. Y. Mouse models for tumor metastasis. Methods in Molecular Biology. 928, 221-228 (2012).
  25. La Perle, K. M. D. Comparative Pathologists: Ultimate Control Freaks Seeking Validation. Veterinary Pathology. 56 (1), 19-23 (2019).
  26. Blomberg, O. S., Spagnuolo, L., de Visser, K. E. Immune regulation of metastasis: mechanistic insights and therapeutic opportunities. Disease Models & Mechanisms. 11 (10), (2018).
  27. Gonzalez, H., Hagerling, C., Werb, Z. Roles of the immune system in cancer: from tumor initiation to metastatic progression. Genes and Development. 32 (19-20), 1267-1284 (2018).
  28. Borowsky, A. D., et al. Syngeneic mouse mammary carcinoma cell lines: two closely related cell lines with divergent metastatic behavior. Clinical and Experimental Metastasis. 22 (1), 47-59 (2005).
  29. Yang, Y., et al. Immunocompetent mouse allograft models for development of therapies to target breast cancer metastasis. Oncotarget. 8 (19), 30621-30643 (2017).
  30. Resch, M., Neels, T., Tichy, A., Palme, R., Rulicke, T. Impact assessment of tail-vein injection in mice using a modified anaesthesia induction chamber versus a common restrainer without anaesthesia. Laboratory Animals. 53 (2), 190-201 (2019).
  31. Rashid, O. M., et al. Is tail vein injection a relevant breast cancer lung metastasis model. Journal of Thoracic Disease. 5 (4), 385-392 (2013).
  32. Goodale, D., Phay, C., Postenka, C. O., Keeney, M., Allan, A. L. Characterization of tumor cell dissemination patterns in preclinical models of cancer metastasis using flow cytometry and laser scanning cytometry. Cytometry Part A. 75 (4), 344-355 (2009).
  33. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer. Journal of Visualized Experiments. (118), (2016).
  34. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804(2016).
  35. Simmons, J. K., et al. Animal Models of Bone Metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  36. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  37. Kodack, D. P., Askoxylakis, V., Ferraro, G. B., Fukumura, D., Jain, R. K. Emerging strategies for treating brain metastases from breast cancer. Cancer Cell. 27 (2), 163-175 (2015).
  38. Brown, D. L. Practical Stereology Applications for the Pathologist. Veterinary Pathology. 54 (3), 358-368 (2017).
  39. Aeffner, F., et al. Digital Microscopy, Image Analysis, and Virtual Slide Repository. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 59 (1), 66-79 (2018).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells
Posted by JoVE Editors on 12/02/2020. Citeable Link.

An erratum was issued for: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells. The author list was updated.

The author list was updated from:

Katie A. Thies1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

to:

Katie A. Thies1, Sarah Steck1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

Schlagwörter

Bildanalysesoftwaremetastatische TumorlastH E gef rbtes Gewebedigitale BildanalyseLungengewebesegmentierungMetastasenquantifizierungBiolumineszenz ImagingVeterin rpathologie
Pathologische Analyse der Lungenmetastasierung nach lateraler Schwanzveneninjektion von Tumorzellen
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.