Summary
Her presenterer vi en protokoll for sikker og effektivt å administrere bedøvelsesgass til mus ved hjelp av et digitalt, lavstrømsbedøvelsessystem med integrert ventilator og fysiologiske overvåkingsmoduler.
Abstract
Digitale fordampere med lav strøm bruker vanligvis en sprøytepumpe til å administrere flyktige anestetika direkte til en strøm av bæregass. Per dyrevelferdsanbefalinger varmes dyr og overvåkes under prosedyrer som krever anestesi. Vanlig anestesi og fysiologisk overvåkingsutstyr inkluderer gasstanker, bedøvelsesfordampere og stativer, oppvarmingskontrollere og pads, mekaniske ventilatorer og pulsoksymetre. En datamaskin er også nødvendig for datainnsamling og for å kjøre utstyrsprogramvare. På mindre steder eller når du utfører feltarbeid, kan det være utfordrende å konfigurere alt dette utstyret på begrenset plass.
Målet med denne protokollen er å demonstrere beste praksis for bruk av en lavstrøms digital fordamper ved hjelp av både trykkluft og romluft, sammen med en integrert mekanisk ventilator, pulsoksymeter og langt infrarød oppvarming som en all-inclusive anestesi og fysiologisk overvåkingssuite ideell for gnagere.
Introduction
Forskning som involverer dyremodeller krever ofte spesialisert datainnsamlingsutstyr. Det finnes to vanlige typer bedøvelse fordamper som vanligvis brukes for små dyr kirurgi. Tradisjonelle bedøvelsesfordampere stole på passiv fordampning av flyktige anestetika basert på atmosfærisk trykk og gassstrøm1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. De er designet for å operere med strømningshastigheter på 0,5 l / min til 10 L / min, noe som gjør dem ideelle for store dyremodeller11.
Vi har nylig demonstrert effekten av en lavstrøms digital fordamper sammenlignet med en tradisjonell fordamper12,13. Den lavstrøms digitale anestesisystemet kan brukes til å opprettholde et dyr på en nesekjegle ved svært lave strømningshastigheter på 1,5-2,2 ganger dyrets minuttvolum14,15,16.
Det er mange fordeler med å bruke et digitalt anestesisystem. Den inneholder en innebygd pumpe, som trekker inn omgivelsesluft for å bruke som en bæregass. Dette gjør det mulig for brukeren å administrere anestesi uten bruk av komprimert gass. Nyere studier17,18 har antydet at bruk av luft i stedet for oksygen som bærer gass kan være gunstig for mange prosedyrer.
Fysiologiske overvåking og oppvarming evner kan også installeres i den digitale lav-flow anestesi systemet. I de fleste institusjoner kreves dyreoppvarming og fysiologisk overvåking av institusjonelle dyrepleie- ogbrukskomiteer 19,20,21,22. Studier som sammenligner de fysiologiske effektene av bedøvelsesmidler har vist en drastisk depresjon av kroppstemperatur, hjertefunksjon og respiratorisk funksjon23,24,25. Det er ofte nødvendig å plassere dyret på en varmepute for å overvåke og opprettholde en normal kroppstemperatur. Det finnes mange metoder for oppvarming av dyr tilgjengelig, for eksempel varmtvannsberedere, elektriske varmeputer og varmelamper, men hver av disse har betydelige ulemper. I studier som sammenligner ulike metoder for oppvarming av dyr, har langt infrarød oppvarming vist seg å være den mest fordelaktige26. Den digitale fordamperen inkluderer innebygd hjemmeormisk langt infrarød oppvarming for å opprettholde en bestemt dyrekroppstemperatur. Dette eliminerer behovet for eventuelle ekstra oppvarming pad kontrollere.
I tillegg til å overvåke kroppstemperatur, er pulsoksymetri en populær metode for å overvåke dyrets hjertefrekvens og oksygenmetning. Denne ikke-invasive metoden er enkel, nøyaktig, og gir en generell vurdering av dyrets evne til å regulere oksygeneringsnivåene i blodet. En potesensor for pulsoksysometri kan kobles til anestesisystemet, som vi tidligere har vist2.
Mekanisk ventilasjon er ofte nødvendig når dyret er under lengre perioder med anestesi, eller når dyrets åndedrettsmønster må kontrolleres. Den digitale fordamperen med lav strøm har evnen til å levere kontrollerte åndedrag i enten trykk- eller volumkontroll. En integrert ventilator eliminerer behovet for en ekstern ventilator og krav til overflødig røroppsett.
Fordi alle disse vanlige skjermene og funksjonene kombineres til ett enkelt utstyr, er røroppsettet betydelig forenklet. Formålet med denne protokollen er å demonstrere oppsett og bruk av et alt-i-ett digitalt anestesisystem.
Protocol
Alle dyrestudier ble godkjent av Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Oppsett av fordamperen med lav strømning
- Isofluran eller sevofluranlevering
- Velg en transportørgasskilde. For å bruke den interne luftpumpen, fjern den røde hetten fra innløpsporten på baksiden av systemet, slik at systemet kan inntaket romluft. Hvis du vil bruke komprimert gass, bruker du en trykkregulator eller trykkreduksjon satt til 15 PSI, og kobler til trykkgassporten på baksiden av systemet.
- Koble kullbeholderen til eksosporten.
- Koble tilbehørskontakten til inspiratoriske og ekspiratoriske porter foran på systemet. Koble induksjonskammeret til grener med blå klips og nesekjeglen til grener med hvite klips (figur 1).
- For mekanisk ventilasjon
- Koble intuberingskontaktslangen til de gule kodede klipsene (figur 2).
- Kalibrer ventilatoren ved å utføre en dødromskalibrering. Trykk på Oppsett på Vent Run-skjermen,og deretter Kalib og tester. Velg Deadspace Calibration og trykk på Dial B.
- For pulsoksysometri
- Koble sensoren til porten på baksiden av systemet, merket MouseSTAT.
- For oppvarming
- Koble varmeputen til "Pad Power"-porten på forsiden av systemet.
- Koble én sensor til "Body Sensor"-porten, og den andre til "Pad Sensor"-porten. Fest putesensoren til varmeputen.
2. Konfigurer innstillingene
- For anestesi
- Strøm på anestesisystemet. Trykk på Konfigurer fra skjermbildet Anest Run.
- Velg bedøvelsesmiddelet. Trykk på Type Anest, og drei deretter Ring B for å velge Isoflurane eller Sevoflurane.
- Still inn sprøytestørrelsen. Berør Sprøytestørrelse, og drei deretter nummer B for å velge en størrelse.
- Trykk tilbake for å gå tilbake til Anest Run Screen.
- Fyll sprøyten med bedøvelse ved hjelp av flaskeadapteren.
- Koble sprøyten til anestesisystemet. Trykk på Fjern for å flytte skyveblokken bakover om nødvendig.
- Prime sprøyten. Berør og hold nede Prime for å flytte skyveblokken fremover til skyveblokken berører toppen av sprøytestempelet. Hvis du vrir B mens du holder prime-knappen, regulerer du hastigheten på trykksperreblokken.
- For mekanisk ventilasjon
- Trykk kategorien Vent Kjør skjerm, og deretter Oppsett.
- Berør Kroppsvekt og angi dyrets vekt.
- Trykk på Prioritet for å velge volum eller trykkstyrt ventilasjon. Innstillingen kroppsvekt angir automatisk passende respirasjonshastighet og tidevannsvolumer.
- For pulsoksysometri
- Trykk kategorien Oxi Run Screen, og deretter Oppsett.
- Trykk på PULS og drei dial B for å angi minimum tillatt pulsavlesning. Forhåndsinnstillinger er tilgjengelige.
- For oppvarming
- Trykk på Oppsett på Warm Run Screen. Velg en oppvarmingsmetode og innstilling av måltemperatur.
3. Start anestesi levering
- Bedøve musen
- Trykk på Start induksjon fra Anest Run-skjermen for å starte luftstrømmen. Standard induksjonsstrømningshastighet er 500 ml/min. Dreiingshjul A justerer strømningshastigheten etter behov.
- Plasser musen i induksjonskammeret, lukk lokket tett. Juster anestesimiddelkonsentrasjonshjulet til 3 % for isofluran.
- Monitor til musen har nådd ønsket bedøvelseplan, bestemt av en reduksjon i respirasjonshastighet og tap av retterefleks når kammeret er tippet. Juster konsentrasjonsskiven for bedøvelsesmiddel etter behov.
- Når dyret har mistet retterefleksen og er tilstrekkelig bedøvet, berører du Stopp induksjon.
- Trykk eventuelt på Spylekammeret for å tømme kammeret med restets bedøvelsesgass.
- Åpne klemmene som fører til nesekjeglen, og lukk klemmene som fører til kammeret.
- Trykk på Start nesekongle. Innstillingen kroppsvekt bestemmer nesekonglestrømningshastigheten, selv om den kan justeres manuelt ved å dreie nummer A.
- Umiddelbart passe nesen kjegle, og sentrere dyret på infrarød oppvarming pad.
- Sett inn dyresensoren som en rektal sonde.
4. Begynn mekanisk ventilasjon
- Intubere dyret.
- Overfør dyret til intubasjonsstadiet mens dyret blir bedøvet.
- Suspender dyret fra de øvre fortenner ved hjelp av en tråd festet på det vertikale intubasjonsstadiet (figur 3).
- Fortrenge dyrets tunge forsiktig til siden og visualiser luftrøret ved hjelp av lysene som følger med i intubasjonssettet.
- Sett trakealrøret forsiktig inn og kontroller riktig plassering ved å koble liten luftblære til røret og kontrollere om lungene blåses opp.
- Koble endotrakealrøret til ventilasjonsslangen.
- Berør Stop Nose Cone, og trykk deretter på Start Ventilator.
MERK: Innstillingen for kroppsvekt bestemmer automatisk riktig respirasjonshastighet og tidevannsvolumer. For å utføre trykkstyrt ventilasjon, sett målet inspiratorisk trykk mellom 15-18 cm H2O. Foreta justeringer av ventilatorinnstillingene etter behov i henhold til kirurgiske protokoller.
5. Begynn fysiologisk overvåking
- Plasser sensoren over dyrets bakpote (figur 4). Pulse Oximeter vil begynne å lese HR og SpO2 automatisk. Trykk på kategorien Oxi Run Screen for å vise pulsoksyometridata.
Representative Results
Ti uker gamle, mannlige, vill type C57Bl6j mus som veier 25,41 ± 0,8 g ble brukt til denne studien. Musene ble bedøvet og opprettholdt på en nesekjegle eller intubert og vedlikeholdt på en integrert mekanisk ventilator med 1,5-2,5% isofluran mens hjertefrekvens og oksygenmetning ble overvåket. Dyrene ble gruppe-plassert i mikroisolasjon caging og gitt fri tilgang til standard gnager chow og vann med flaske.
Hjertefrekvensen og SpO2 ble overvåket under vedlikehold via pulsoksysometri (figur 5, figur 6og figur 7,). Kroppstemperaturen ble opprettholdt ved 36,5-37,5 °C via en infrarød varmepute og varmelampe. Ventilerte dyr fikk kontinuerlig levering av isofluran under intubasjonsprosedyren via intubasjonsstativ med integrert nesekjegle. Hver mus ble ventilert eller vedlikeholdt på en nesekjegle ved lave strømningshastigheter som ikke overstiger 141 ml/min romluft (RA) eller oksygen (O2) i 15 minutter. Dyrenes hjertefrekvens og oksygenmetning i blodet holdt seg stabil med få signifikante endringer i begge målingene for alle grupper. SpO2 forble mellom 82-99% for alle grupper, mens kroppstemperaturen ble opprettholdt mellom 36,5-37,5 °C. Vi observerte at både posisjonen til pulsoksymeteret og kroppstemperaturen påvirket SpO2-målinger. Hvis vi observerte en ugyldig avlesning fra pulsoksymeteret, justerte vi plasseringen av sensoren og varmenivået for å holde kjernekroppstemperaturen stabil.
En toveis ANOVA med en Bonferroni korreksjon ble utført for å fastslå betydningen av data i figur 5, figur 6 og figur 7. En p-verdimindre enn 0,05 ble ansett som signifikant.
Figur 1: Diagram over røroppsett for bedøvelsesinduksjon og vedlikehold av nesekjegle. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Diagram over røroppsett for bedøvelsesinduksjon, intubasjon og ventilasjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Mus fikk kontinuerlig levering av isofluran under intubasjonsprosedyren via et intubasjonsstativ med en integrert nesekjegle. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Integrert plassering av pulsoksymetersensor over bakpoten. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Gjennomsnittlig hjertefrekvens over 15 minutter ± SD med romluft (RA) eller 100 % oksygen (O2) levert gjennom nesekjegle eller ventilert gjennom trakealrøret (n=5/gruppe). Ingen signifikant forskjell ble observert mellom grupper. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Hjertefrekvensverdier (bpm) registrert etter første bedøvelsesinduksjon med det lave strømningsbedøvelsessystemet. Gjennomsnittlige pulsverdier beregnet fra 30-sekunders tidsintervaller over en periode på 15 minutter. Hvert datapunkt representerer gjennomsnittlig ± SD for alle dyr i hver gruppe (n=5). Ingen signifikante endringer i hjertefrekvensen ble observert i løpet av 15-minutters perioden i noen gruppe. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Vevet oksygenmetning nivåer (%) etter første bedøvelsesinduksjon med det lave strømningsbedøvelsessystemet. Gjennomsnittlig SpO2-verdier beregnet fra 30-sekunders tidsintervaller over en periode på 15 minutter. Hvert datapunkt representerer gjennomsnittlig ± SD for alle dyr i hver gruppe (n=5). Ingen signifikante endringer i SpO2 ble observert i løpet av 15-minutters perioden i noen gruppe. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Discussion
Dette digitale lavstrømsbedøvelsessystemet integrerer anestesi, ventilasjon, oppvarming og fysiologiske overvåkingssystemer i ett enkelt utstyr. I tillegg inneholder systemet en intern pumpe, slik at den kan trekke inn omgivelsesluft for bruk som bærergass, noe som eliminerer behovet for en kilde til trykkgass.
I denne prosedyren brukes systemet som et eneste utstyr for å erstatte en bedøvelsesfordamper, mekanisk ventilator, pulsoksymer og oppvarmingspute. Vi har tidligere demonstrert bedøvelse levering med en strømningshastighet på 100ml / min2. Strømningshastighetsinnstillingene er avgjørende for denne bedøvelsesteknikken, da strømningshastigheten direkte styrer volumet av flytende bedøvelse som brukes. Vi har også tidligere vist hvordan bruk av lave strømningshastigheter sparer bedøvelsesvæske1,2. Når en tradisjonell fordamper er koblet til en mekanisk ventilator, må fordamperen kjøre kontinuerlig mens ventilatorinntaksprøvene fra gassstrømmen. I tilfelle av den digitale fordamperen med integrert ventilator, er bare gassen som er nødvendig for ventilasjon, utgang av ventilatoren. Dette reduserer kostnadene forbundet med bedøvelsesvæske, bærergasser og kullfiltre.
Selv om det er mange fordeler med å bruke en lavstrøms digital fordamper, er det også begrensninger. Dette systemet er designet for å operere ved lave strømningshastigheter som er ideelle for gnagere og andre små pattedyr, men leverer ikke anestesi over strømningshastigheter på 1000 ml / min. Dette systemet er derfor bare egnet for små dyrearter. Det integrerte pulsoksysyseret inkluderer en sensor kun for potebruk. Sensoren anbefales ikke for bruk på halen, noe som kan være en begrensning for visse kirurgiske prosedyrer. Videre, mens respirasjonshastigheten kan overvåkes gjennom dette systemet via potesensoren, kan det være vanskelig å oppnå konsistente respiratoriske opptak over en lengre periode. Til slutt, i motsetning til en tradisjonell fordamper, krever dette digitale systemet elektrisitet. Batterier er tilgjengelige for bruk i tilfeller der elektrisk strøm ikke er tilgjengelig eller i tilfelle strømbrudd, og kan drive systemet gjennom flere timers bruk.
Dette oppsettet og protokollen demonstrerer sikker og effektiv bruk av et digitalt, lavstrøms anestesisystem med integrert ventilator og fysiologiske overvåkingsmoduler. Dette oppsettet vil være nyttig for alle laboratorier med begrensede benkeplasser, eller hvor det ikke er mulig å huse flere deler av utstyr og rør i nærheten av et kirurgisk felt. Det er mange fordeler med et alt-i-ett-system, inkludert eliminering av komprimerte gasstanker og separat fysiologisk overvåkingsutstyr. Samlet sett kan dette integrerte systemet vurderes av grupper der bruk av en tradisjonell fordamper ikke er ideell.
Disclosures
Dette prosjektet ble støttet med utstyr og finansiering av Kent Scientific Corporation. Forfatterne Krista Bigiarelli og Dave FitzMiller er ansatte i Kent Scientific Corporation som produserer utstyr som brukes i denne artikkelen. Open access publisering av denne artikkelen er sponset av Kent Scientific Corporation.
Acknowledgments
Forfatterne har ingen anerkjennelser.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
