Methodenartikel

Ein Capsule-basiertes Modell für unreife harte Zeckenstadien Befall auf Labormäuse

6.3K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/61430

⸱

9. Juli 2020

 ,  ,  ,  , 
1UMR BIPAR, INRAE, Ecole Nationale Vétérinaire d'Alfort, ANSES, Université Paris-Est, 2Faculté de Pharmacie, Université de Limoges, 3UMR SPE 6134 CNRS, Université de Corte Pascal Paoli

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Studie wurde ein Fütterungssystem für Nymphal- und Larvenstadien von harter Zecke mit einer Kapsel entwickelt, die an laboratorischen Mäusen befestigt ist. Die Fütterungskapsel besteht aus flexiblen Materialien und bleibt mindestens eine Woche lang fest an der Maus befestigt und ermöglicht eine komfortable Überwachung der Zeckenfütterung.

Zusammenfassung

Zecken sind obligatorische Blutfütterung Parasiten in allen Stadien der Entwicklung (außer Eier) und werden als Vektoren von verschiedenen Krankheitserregern anerkannt. Die Verwendung von Mausmodellen in der Zeckenforschung ist entscheidend für das Verständnis ihrer Biologie und Zecken-Wirt-Pathogen-Wechselwirkungen. Hier zeigen wir eine nicht-aufwendige Technik zur Fütterung unreifer Stadien harter Zecken an Labormäusen. Der Vorteil der Methode ist ihre Einfachheit, kurze Dauer und die Fähigkeit, Ticks zu verschiedenen Zeitpunkten eines Experiments zu überwachen oder zu sammeln. Darüber hinaus ermöglicht die Technik die Befestigung von zwei einzelnen Kapseln an der gleichen Maus, was für eine Vielzahl von Experimenten von Vorteil ist, bei denen zwei verschiedene Gruppen von Zecken erforderlich sind, um sich von demselben Tier zu ernähren. Die nicht reizende und flexible Kapsel besteht aus leicht zugänglichen Materialien und minimiert die Beschwerden der Versuchstiere. Darüber hinaus ist Sterbehilfe nicht notwendig, Mäuse erholen sich nach dem Experiment vollständig und stehen zur Wiederverwendung zur Verfügung.

Einleitung

Zecken sind wichtige Vektoren mehrerer Krankheitserreger und stellen ein ernstes Risiko für die Gesundheit von Mensch und Tierdar 1. Die Einrichtung eines effektiven Fütterungssystems ist entscheidend, wenn sie ihre Biologie, Zeckenwirt-Pathogen-Wechselwirkungen oder die Einführung wirksamer Kontrollmaßnahmen untersuchen. Derzeit stehen mehrere künstliche Fütterungssysteme zur Verfügung, die den Einsatz lebender Tiere vermeiden, für Zecken2,3,4 und diese sollten immer dann eingesetzt werden, wenn es die Versuchsbedingungen zulassen. In verschiedenen experimentellen Umgebungen imitieren diese Systeme jedoch nicht die spezifischen physiologischen Merkmale und der Einsatz lebender Tiere ist notwendig, um relevante Ergebnisse zu erzielen.

Labormäuse werden häufig für die Untersuchung vieler biologischer Systeme verwendet und werden routinemäßig als Wirte für die Fütterung von Zecken5,6,7,8,9verwendet. Die beiden häufigsten Methoden der Fütterung unreifer Zecken an Mäusen sind freier Befall und die Verwendung von Einschließungskammern, die an der Maus befestigt sind. Freie Befall werden in erster Linie für Larvenstadien verwendet und engorged Zecken können in einen Bereich fallen, wo sie zurückgewonnen werden können. Einfriedungskammern bestehen in der Regel aus Acryl- oder Polypropylenkappen, die auf den Rücken der Maus geklebt sind. Die erste Technik ist ein effektives natürliches System für die Zeckenfütterung, erlaubt aber keine genaue Überwachung während des Experiments, da die einzelnen Zecken in verschiedenen Teilen des Wirtskörpers verteilt sind. Zusätzlich können engorged Zecken, die in einen Erholungsbereich fallen, mit Kot und Urin kontaminiert werden10,11,12,13,14, die die Zeckenfitness stark beeinträchtigen können oder sie können von der Maus beschädigt oder gegessen werden, wenn es keine Trennung zwischen dem Tier und dem Erholungsbereich15. Kammerbasierte Systeme erlauben die Eingrenzung von Zecken in einen definierten Bereich, jedoch ist der Klebeprozess mühsam und die Kappen sind oft schwach an den Kleber haften und lösen sich daher oft während des Experiments16,17,18,19. Die Kappen sind auch steif, unbequem und führen zu Hautreaktionen, die die Wiederverwendung der Mäuse verhindern und ihre Euthanasie nach dem Experiment erforderlich machen.

In unserer vorherigen Studie haben wir erfolgreich ein effektives System mit Kammern aus Ethylen-Vinylacetat (EVA)-Schaum zur Fütterung von Zecken an Laborkaninchen20entwickelt. Hierbei haben wir dieses System an ein Mausmodell angepasst und schlagen eine einfache und saubere Methode vor, um unreife harte Zeckenstufen in geschlossenen Kapseln aus EVA-Schaum zu füttern. Insbesondere verwendet unser System elastische EVA-Schaumkapseln, die mit schnell trocknendem (3 min) nicht reizenden Latexkleber an die rasierten Mäuse geklebt werden. Diese Technik ermöglicht eine feste und langanhaltende Befestigung von Kapseln an der experimentellen Maus sowie einen effektiven Zeckenbefall/-sammlung während des gesamten Experimentsverlaufs. Die flache Kapsel besteht aus flexiblen Materialien und behindert nicht die Manipulation der Maus für die Blutentnahme oder andere Zwecke. Das System eignet sich hauptsächlich für die Nymphenzzstufen, kann aber mit leichter Modifikation auch zur Fütterung von Larven verwendet werden. Die Methode kann von einer einzigen erfahrenen Person abgeschlossen werden und eine umfassende Ausbildung ist nicht erforderlich.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Bitte beachten Sie, dass dieses Protokoll nur angewendet werden kann, wenn alle Wohlfahrts- und Sicherheitsmaßnahmen im Labor erfüllt sind. Dieses Protokoll erhielt die Erlaubnis, Mäuse zur Zeckenfütterung von der Ethikkommission für TierversucheComEth Anses/ENVA/UPEC, Genehmigungsnummern E 94 046 08, zu verwenden. Für den Endpunkt wurden die Tiere in zwei Phasen von jeweils 4 und 5 min CO2 für 9 min ausgesetzt.

1. Zubereitung der Kapsel

  1. Stick 2 mm dicker EVA-Schaum und der Klebstoff Doppelhaftschaum zusammen (Abbildung 1A).
  2. Schneiden Sie mit einem Lederlochstanzen mit einem Durchmesser von 20 mm einen Kreis aus den geklebten Schaumstoffstücken. Dann, mit einem 12 mm Durchmesser Lochstanz, schneiden Sie das Innere, um den Doppelschaumkreis zu erstellen (Abbildung 1B).
    HINWEIS: Die Rahmendicke der Kapsel sollte größer als 3 mm sein, um eine ausreichende Oberfläche für den Klebevorgang an die Wirtshaut zu gewährleisten (siehe unten).
  3. Den Schutzpapierstreifen vom Klebe-Doppelhaftschaum schälen (Abbildung 1C) und befestigen Sie einen transparenten kreisförmigen Kunststoff mit 20 mm Durchmesser (Abbildung 1D).
    HINWEIS: Wenn Sie Larven füttern, entfernen Sie den Schutzpapierstreifen nicht aus dem Klebeschaum und bewegen Sie sich direkt zur Stufe 2 im Protokoll. Kleben Sie den doppelten Schaumstoffring, einschließlich Schutzpapierstreifen, an die Maus.
  4. Machen Sie einen Schlitz von ca. 1 cm im transparenten Kunststoff (Abbildung 1E).
  5. Erstellen Sie mindestens 10 kleine Löcher mit einem entomologischen Stift (Abbildung 1F), um eine übermäßige Feuchtigkeitsverdunstung während des Experiments zu ermöglichen.
    HINWEIS: Die Kapsel (Abbildung 1G) hat eine Gesamthöhe von 4 mm (2 mm EVA-Schaum zusammen mit 2 mm Klebstoffschaum) und kann verwendet werden, um Nymphen und Larven aller Harten Zeckenarten zu füttern. Die Kapselgröße(Abbildung 1H) von 20 mm Außendurchmesser ist für die meisten Mausstämme geeignet, kann aber bei Bedarf geändert werden.

2. Vorbereitung der Mäuse vor Zeckenbefall

HINWEIS: In dieser Studie wurden 10 - 12 Wochen alte weibliche Versuchsmäuse (Stamm C57BL/6 und BALB/cByJ) in Standardkäfigen mit Jelibitum (Grüne Linie belüftete Regale bei -20 Pa) bei der französischen Agentur für Ernährung, Umwelt und Arbeitsmedizin (ANSES) akkreditierte Tiereinrichtungen in Maisons-Alfort, Frankreich, gehalten. Die Tiere wurden zweimal täglich von erfahrenen Technikern auf abnorme Hautreaktionen, Gesundheitsprobleme oder Komplikationen überwacht.

  1. Anästhesisieren Sie Maus mit Isofluran in der Induktionskammer. Nach der Anästhesisierung die Maus auf das Manipulationspad legen und an einem Nasenkegel für die kontinuierliche Isofluranversorgung befestigen (Abbildung 2A). Überwachen Sie die Atemfrequenz und reduzieren Sie den Isofluranspiegel, um sicherzustellen, dass sie weniger als 80 Atemzüge pro Minute beträgt.
    HINWEIS: Beschriften Sie vor der Manipulation die einzelne Maus bei Bedarf durch Tätowierung oder Hochfrequenz-Identifikationschip. Es wird empfohlen, die einzelnen Mäuse in separaten Käfigen zu halten, um Kapselschäden durch Beißen zu vermeiden.
  2. Rasieren Sie den vorderen Teil der Maus hinter den Schulterblättern bis zum Bereich direkt hinter den Ohren(Abbildung 2A).
    HINWEIS: Der rasierte Bereich sollte größer als die Kapseloberfläche sein.
  3. Nicht reizenden Latexkleber auf die gesamte EVA-Schaumstelle der vorbereiteten Kapsel auftragen und 1 min warten (Abbildung 2B).
  4. Kleben Sie die Kapsel mit leichtem 3 min konstantem Druck mit dem Finger(Abbildung 2C), insbesondere auf der linken und rechten Seite der Kapsel, an die Maus zurück. Heben Sie die Kapsel leicht an, um ihre Befestigung an der Haut visuell zu überprüfen. Wenn nicht angefügte Bereiche gefunden werden, wenden Sie mehr Kleber mit einem Spachtel an und drücken Sie weitere 3 Minuten.

3. Zeckenbefall

  1. Für Nymphenbefall, führen Sie die einzelnen Nymphen in die Kapsel über den Schnitt in Schritt 1.4 (Abbildung 2D).
    HINWEIS: Für Ixodes Zeckenarten wird pro Kapsel maximal 20 Nymphen empfohlen.
  2. Drücken Sie die Kapsel von zwei Seiten leicht, damit sich der transparente Kunststoff für eine einfachere Einführung einzelner Nymphen mit feinen Sezierzangen biegen kann (Abbildung 2D). Drücken Sie die einzelnen Nymphen über den Schnitt in die Kapsel. Sobald sie drinnen sind, drehen Sie die Zange in 90° und ziehen Sie die Zange heraus, um Zecken in der Kapsel zu deponieren.
  3. Bei Larvenbefall den Papierschlupf aus der beigefügten Kapsel entfernen (Abbildung 2E). Legen Sie die Spritze, die Larven enthält (Abbildung 2F), direkt in die Kapsel und legen Sie Zecken ab, indem Sie den Spritzenkolben drücken. Drehen Sie den Kolben vorsichtig zur Haut, um die verbleibenden Larven zu entfernen.
    HINWEIS: Legen Sie Larven in eine 1 ml Spritze mit schnittem Ende, das vor dem Experiment von einem Stück Baumwolle gesteckt wurde.
  4. Sobald die Larven auf der Haut abgelagert sind, schließen Sie die Kapsel, indem Sie den transparenten Kunststoff befestigen (Abbildung 2G).
  5. Tragen Sie das schützende Kunststoffband um die Kapsel auf (Abbildung 2H).
    HINWEIS: Das schützende Kunststoffband hat die Haltbarkeit der Kapsel während der gesamten Dauer des Experiments erheblich verbessert (Abbildung 2I,J). Es ist möglich, zwei Kapseln an einer einzelnen Maus zu befestigen (Abbildung 2K). In diesem Fall ist ein Mindestabstand von 3 mm zwischen den Kapseln erforderlich und der rasierte Bereich sollte entsprechend vergrößert werden.
  6. Bringen Sie die Mäuse in den Käfig zurück.

4. Sammlung von Zecken

  1. Anästhetisieren Sie die Maus wie in Schritt 2.1 oben.
  2. Machen Sie einen kreuzförmigen Schnitt (Abbildung 3A) zum Kunststoff mit einem Skalpell.
    HINWEIS: Dieser kreuzförmige Schnitt ermöglicht eine einfache Sammlung von engorged Zecken oder Ablösung der Fütterung Zecken, wenn nötig.
  3. Schließen Sie die Kapsel bei Bedarf erneut, indem Sie ein klebendes Kunststoffpflaster an den transparenten Kunststoff (20 mm Durchmesser, Abbildung 3B )kleben.
    HINWEIS: Wenn die Sammlung von Ticks an mehreren Zeitpunkten gewünscht wird, kann das gleiche klebrige Kunststoffpflaster verwendet werden. Wenn das Protokoll erfordert, kann man auch die Maus einschläfern, die Kapsel entfernen und die Zecken sammeln/ablösen (Abbildung 3C).

5. Rückgewinnung der Mäuse

  1. Halten Sie die Mäuse für eine weitere Woche im Käfig.
  2. Lassen Sie die Kapsel natürlich lösen.
    HINWEIS: In diesem Fall dauert es etwa 8-9 Tage, bis Kapseln abfallen. Wenn die Kapsel entfernt wird, ist es wichtig, auf abnormale Reaktionen auf der Haut der Mäuse zu überprüfen. Bei Reizung eine Weichmacherlotion auftragen, obwohl normalerweise keine Behandlung erforderlich ist. Wenn das ethische Protokoll es zulässt, können die wiedergewonnenen Mäuse (Abbildung 3D) für einen anderen Zeckenbefall oder andere Experimente wiederverwendet werden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Wir schlagen die detaillierte Schritt-für-Schritt-Methode zur Fütterung unreifer harter Zeckenstufen in EVA-Schaumkapseln vor, die auf den Rücken einer Maus aufgetragen werden (Abbildung 2). Dieses nicht-aufwendige Protokoll eignet sich für verschiedene Arten von Experimenten, wenn eine präzise Tick-Überwachung und -Sammlung erforderlich ist. Die Hauptvorteile dieser Methode sind seine Einfachheit, leicht zugängliche kostengünstige Materialien und kurze Dauer. Darüber hinaus ist es uns gelun...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Der wichtigste Schritt im Protokoll ist das feste Kleben der Kapsel an die Maushaut. Daher sollte der Latexkleber homogen auf die gesamte EVA-Schaumoberfläche der Kapsel aufgetragen und 3 Minuten lang konstanter Druck aufgebracht werden, insbesondere auf die linke und rechte Seite der Kapsel. Wir empfehlen auch, die Kapsel so weit nach vorne wie möglich auf dem Rücken zu platzieren, um zu vermeiden, dass die Maus mit ihren hinteren Pfoten entfernt wird. In unseren Experimenten wurde nur die Haftung des EVA-Schaum- und La...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Wir würdigen die technische Unterstützung von Alain Bernier French National Institute of Agricultural Research (INRAE) und Océane Le Bidel (ANSES). Die Studie wurde von der DIM One Health - Région éle-de-France (Akronym des Projekts: NeuroPaTick)unterstützt. Die Mäuse wurden von ANSES gekauft. Dr. Jeffrey L. Blair ist dafür bekannt, die frühere Version des Manuskripts überprüft zu haben.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
EVA-Schaum 2 mm dick, (geringe Dichte)Cosplay ShopEVA-45kg (950/450/2 mm)Kann auch über Amazon bestellt werden (Art.-Nr. B07BLMJDXD)
Schrumpfschlauch Elektrische Drahtwickelhülse 31mm/1.22 ZollAmazonB0848S3S6TSchrumpfschläuche in verschiedenen Durchmessern sind über Amazon erhältlich.
Mäuse BALB/cByJCharles RiverStamm Code 627
Mäuse C57BL/6Charles RiverStamm Code 664
Ungiftiger LatexkleberTear flickStoff & LederkleberAuch über Amazon erhältlich (Art.-Nr. B001RQCTUU)
Stanzwerkzeug HandkunstwerkzeugAmazonB07QPWNGBFVerkauft von amazon als Lederbearbeitungswerkzeuge 1-25mm Rundstahl Leder Bastelschneider Arbeiten für Gürtelband
PVC-Bindungsabdeckungen TransparentAmazonB078BNLSNPJede transparente PVC-Folie mit Ticknes zwischen 0,150 mm und 0,180 mm ist geeignet
Selbstklebendes Pad-Schwamm Doppelt beschichtetes SchaumstoffbandAmazonB07RHDZ35JVon Amazon verkauft als 2 Rollen doppelseitiges Schaumstoffband, superstarkes weißes Montageband Schaumstoff
Transparente Dichtungsaufkleber (20 mm Durchmesser Kreise)AmazonB01DAA6X66

Referenzen

  1. Sonenshine, D. E., Roe, M. Biology of Ticks. , Oxford University Press. (2014).
  2. Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
  3. Bonnet, S., et al. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
  4. Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
  5. Kohls, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. Culture methods for invertebrate animals. Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. , Comstock Publishing Co. Ithaca, N.Y. 246-256 (1937).
  6. Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
  7. Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
  8. Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. Maramorsch, K., Mahmood, F. , Science Publishers Inc. Enfield NH. 57-82 (1999).
  9. Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
  10. Almazán, C., et al. Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization. Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).
  11. Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).
  12. Almazán, C., et al. Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations. Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).
  13. Levin, M. L., Ross, D. E. Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal. Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).
  14. Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs. Parasites & Vectors. 6 (5), 26(2012).
  15. Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice. Journal of Visualized Experiments. (123), e55286(2017).
  16. Wada, T., et al. Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks. Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).
  17. Saito, T. B., Walker, D. H. A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis. The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).
  18. Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells. Parasites & Vectors. 2 (1), 47(2009).
  19. Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39(2013).
  20. Almazán, C., et al. A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits. Journal of Visualized Experiments. (140), e57994(2018).
  21. Zhijun, Y., et al. The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions. Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).
  22. Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats. Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).
  23. Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).
  24. Chen, X., et al. Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA. Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).
  25. Jin, S. W., et al. Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions. Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).
  26. Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).
  27. Breuner, N. E., et al. Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto. Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311(2020).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Befall mit HartzeckenZeckenf tterungsmodellKapselbefestigungEVA SchaumstoffkapselZeckenmonitoringZeckensammlungWiederverwendung von M usenZeckenbiologiePathogen bertragung

Verwandte Artikel