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Methodenartikel

Analyse und Spezifikation von Stärkegranulatgrößenverteilungen

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DOI:

10.3791/61586

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4. März 2021

 ,  , 
1Cooperative Agriculture Research Center, College of Agriculture and Human Science, Prairie View A&M University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier wird ein Verfahren zur reproduzierbaren und statistisch gültigen Bestimmung der Stärkegranulatgrößenverteilungen und zur Angabe der ermittelten Granulat-Lognormalgrößenverteilungen unter Verwendung einer Multiplikationsform mit zwei Parametern vorgestellt. Sie gilt für alle Granulatgrößenanalysen von gramgroßen Stärkeproben für die pflanzen- und lebensmittelwissenschaftliche Forschung.

Zusammenfassung

Stärke aus allen Pflanzenquellen besteht aus Granulaten in einer Reihe von Größen und Formen mit unterschiedlichen Vorkommensfrequenzen, d.h. mit einer Größe und einerFormverteilung. Stärkegranulatgrößendaten, die mit verschiedenen Arten von Partikelgrößentechniken ermittelt werden, sind aufgrund einer schlechten Reproduzierbarkeit oder mangelnder statistischer Signifikanz, die auf einige unüberwindliche systematische Fehler zurückzuführen ist, einschließlich der Empfindlichkeit gegenüber Granulatformen und der Begrenzung von Granulat-Probengrößen, häufig problematisch. Wir haben ein Verfahren für reproduzierbare und statistisch gültige Bestimmung enthoben, um die Größenverteilungen von Stärkegranulat mit der elektrischen Erfassungszonentechnik zu bestimmen und die ermittelten Lognormalgrößenverteilungen des Granulats unter Verwendung einer angenommenen Zwei-Parameter-Multiplikationsform mit verbesserter Genauigkeit und Vergleichbarkeit festzulegen. Sie ist auf alle Granulatgrößenanalysen von stärkegramgroßen Proben anwendbar und könnte daher Studien darüber erleichtern, wie Stärkegranulatgrößen durch die Stärkebiosynthesegeräte und -mechanismen geformt werden; und wie sie eigenschaftenund die Funktionalität von Stärke für Lebensmittel und industrielle Anwendungen beeinflussen. Repräsentative Ergebnisse werden aus Replizienanalysen der Granulatgrößenverteilungen von Süßkartoffelstärkeproben nach dem beschriebenen Verfahren präsentiert. Wir erörterten weiter einige wichtige technische Aspekte des Verfahrens, insbesondere die multiplikative Spezifikation von Granulat-Lognormalgrößenverteilungen und einige technische Mittel zur Überwindung häufiger Blendenverstopfungen durch Granulataggregate.

Einleitung

Stärkegranulat ist die physikalische Struktur, in der zwei Hauptreserve-Homoglucan-Polymere in Pflanzenphotosynthese und Lagergeweben, die lineare oder spärlich verzweigte Amylose und das stark verzweigte Amylopectin, zusammen mit einigen nebensächlichen Komponenten, einschließlich Lipiden und Proteinen, geordnet verpackt sind. Stärkegranulate verschiedener Pflanzenarten weisen viele dreidimensionale (3D) Formen auf (rezensiert in Ref.1,2), einschließlich Kugeln, Ellipsoiden, Polyeder, Thrombozyten, Würfel, Quader und unregelmäßige Tubuli. Auch solche aus dem gleichen Gewebe oder verschiedenen Geweben der gleichen Pflanzenart könnten eine Reihe von Formen mit unterschiedlichen Vorkommenshäufigkeiten haben. Mit anderen Worten, Stärkegranulate einer Pflanzenart können eine charakteristische statistische Formverteilung haben, anstatt eine bestimmte Form. Die ungleichmäßigen und nicht-sphärischen Granulatformen erschweren die ordnungsgemäße Messung und Definition von Stärkegranulatgrößen. Darüber hinaus sind Stärkegranulate aus den gleichen Geweben einer Pflanzenart von einer Reihe von Größen mit unterschiedlichen Proportionen, d.h. mit einer charakteristischen Größenverteilung. Diese Größenverteilung erschwert die Analyse und Beschreibung von Stärkegranulatgrößen zusätzlich.

Die Stärkegranulatgrößen wurden mit verschiedenen Kategorien von Partikelgrößentechniken (in Ref.3) analysiert, einschließlich Mikroskopie, Sedimentation/serische Feldflussfraktionierung (Sd/StFFF), Laserbeugung und elektrischer Erfassungszone (ESZ). Diese Techniken eignen sich jedoch nicht gleichermaßen für die Bestimmung von Stärkegranulatgrößen in Gegenwart einer Granulatform und einer Größenverteilung. Die Mikroskopie, einschließlich Licht-, Konfokal- und Rasterelektronenmikroskopie, eignet sich hervorragend für die Studien der Morphologie4,5,6,7, Struktur8,9 und Entwicklung10,11 von Stärkegranulat, aber kaum geeignet, um ihre Größenverteilungen aufgrund einiger inhärenter Mängel zu definieren. Direkte Messungen von mikroskopischen Granulatbildern oder softwaregestützte Bildanalyse optischer Mikroskopiedaten (IAOM), die zur Bestimmung von Granulatgrößen von Stärke aus mehreren Arten verwendet wurden, einschließlich Mais12, Weizen13,14, Kartoffel15 und Gerste16, können nur 1D (in der Regel maximale Länge) oder 2D (Oberfläche) Größen von sehr begrenzten Mengen (Zehnbisen) von Granchulbildern messen. Die kleinen Granulat-Probenahmegrößen, die von Natur aus durch die Techniken eingeschränkt sind, könnten selten statistisch repräsentativ sein, wenn man die enormen Granulatzahlen pro Stärkeeinheit bedenkt (120 x 106 pro Gramm, unter der Annahme aller 10'm-Kugeln bei 1,5 g/cm3 Dichte) und daher zu einer schlechten Reproduzierbarkeit der Ergebnisse führen. Die Sd/StFFF-Technik kann eine hohe Geschwindigkeit und Auflösung und schmale Größenfraktionen von Stärkegranulat17aufweisen, wurde aber selten verwendet, wahrscheinlich weil ihre Genauigkeit durch Schäden, verschiedene Formen und Dichte von Stärkegranulat stark beeinträchtigt werden könnte. Die Laserbeugungstechnik ist die am weitesten verbreitete und wurde für Stärkegranulatgrößenanalysen für alle wichtigen Pflanzenarten3,14,16angewendet. Obwohl die Technik viele Vorteile hat, ist sie eigentlich nicht für die Bestimmung von Stärkegranulatgrößen in Gegenwart einer Granulatformverteilung geeignet. Die meisten gleichzeitigen Laserbeugungsinstrumente stützen sich auf die Mie-Lichtstreuungstheorie18 für einheitliche kugelförmige Partikel und die modifizierte Mie-Theorie18 für einige andere Formen der Homogenität. Die Technik ist daher von Natur aus sehr empfindlich gegenüber Partikelformen und nicht ganz geeignet, selbst für bestimmte Formen der Homogenität19, geschweige denn für Stärkegranulate mit unterschiedlichen Proportionen. Die ESZ-Technik misst die elektrische Feldstörung proportional zum Volumen des Teilchens, das durch eine Öffnung geht. Es bietet Granulatvolumengrößen, sowie die Anzahl und Volumenverteilung Informationen, etc., bei hohen Auflösungen. Da die ESZ-Technik unabhängig von allen optischen Eigenschaften von Partikeln wie Farbe, Form, Zusammensetzung oder Brechungsindex ist und die Ergebnisse sehr reproduzierbar sind, eignet sie sich besonders zur Bestimmung von Größenverteilungen von Stärkegranulaten mit einer Reihe von Formen.

Stärkegranulatgrößen wurden auch mit vielen Parametern definiert. Sie wurden oft vereinfacht durch durchschnittliche Durchmesser beschrieben, die in einigen Fällen das arithmetische Mittel der mikroskopisch gemessenen maximalen Längen von 2D-Bildern12,20oder Durchschnitte äquivalenter Kugeldurchmesser3waren. In anderen Fällen wurden die Granulatgrößenverteilungen unter Verwendung der Größenbereiche21,22, des mittleren Verteilungsvolumens oder des mittleren Durchmessers (Kugeläquivalent, gewichtet nach Zahl, Volumen oder Fläche) unter der Annahme einer Normalverteilung14,23,24,25,26angegeben. Diese Deskriptoren von Stärkegranulatgrößen aus verschiedenen Analysen sind sehr unterschiedlicher Natur und nicht streng vergleichbar. Es könnte sehr irreführend sein, wenn diese "Größen" von Stärkegranulaten verschiedener Arten oder sogar dieselben Gewebe derselben Art direkt verglichen würden. Darüber hinaus wurde der Streuparameter (oder Form-)Parameter der angenommenen Normalverteilungen, d. h. die Standardabweichung σ (oder grafische Standardabweichung σg), die die Breite der Verteilung (d. h. die Streuung der Größen) misst, in den meisten Studien ignoriert.

Um die oben genannten kritischen Probleme bei Derstärkegranulatgrößenanalysen zu lösen, haben wir ein Verfahren zur reproduzierbaren und statistisch gültigen Bestimmung von Granulatgrößenverteilungen von Stärkeproben mit der ESZ-Technik und zur korrekten Festlegung der ermittelten Granulatlognormalgrößenverteilungen unter Verwendung einer angenommenen Zweiparameter-Multiplikationsform27 mit verbesserter Genauigkeit und Vergleichbarkeit beschrieben. Zur Validierung und Demonstration führten wir anhand des Verfahrens Replizieren von Granulatgrößenanalysen von Süßkartoffelstärkeproben durch und spezifizierten die lognormalen Differenzvolumen-Prozentsatz-Volumen-Äquivalent-Kugeldurchmesserverteilungen mit ihren grafischen geometrischen Mitteln figure-introduction-1 und multiplikativen Standardabweichungen s* in einer figure-introduction-2 x/(multiplizieren und teilen) * Form.

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Protokoll

1. Herstellung von Stärkeproben

  1. Bereiten Sie zwei (oder drei) Gramm-Replikations-Stärkeproben aus stärkeakkumulierenden Geweben verschiedener Pflanzenarten nach den etablierten Verfahren vor (z. B. Kartoffeln15, Süßkartoffeln28, Weizenkörner13,29und Maiskerne30usw.).
  2. Stärkeproben mit Aceton oder Toluin 3-4x gründlich waschen, um Granulataggregate zu minimieren und vollständig zu trocknen.
    HINWEIS: Verwenden Sie Extraktionsverfahren, die mehr als 1 g Stärke pro Zubereitung ergeben. Ein oder zwei 0,5-g-Aliquots aus jedem der drei bzw. zwei Replizierungsextrakte werden für die Granulatgrößenanalyse eines Stärkeextrakts beprobt.

2. Elektrolyt-Vorbereitung

  1. 500 ml 50 g/L Lithiumchlorid in Methanol für vier Größenläufe für Replikationsstärkeproben vorbereiten (100 ml pro Lauf plus zusätzliche 100 ml). Vorzugsweise stellen Sie den Elektrolyt in großvolumigen Chargen, z.B. 4 bis 8 L gleichzeitig, her, um die Konzentrationsvariation zu minimieren.
  2. Kühlen Sie den Behälter auf Eis oder in einem 4 °C-Schrank, um die Auflösung des Lithiumchlorids zu beschleunigen.

3. Einrichten des Analysators

  1. Wählen Sie ein Blendenrohr mit einem Partikeldurchmesserbereich, der den bekannten (in der Literatur oder durch Versuchsläufe) Körnungsumfang von zu analysierenden Stärkeproben abdeckt, z. B. eine Blende von 100 m für Süßkartoffelstärken. Wählen Sie für Stärkeproben unbekannter Granulatgrößenbereiche eine geeignete Blende durch Versuchsläufe aus, wobei mehrere Blendenröhren mit überlappenden Partikeldurchmesserbereichen verwendet werden.
    HINWEIS: Der Partikeldurchmesserbereich eines Blendenrohrs ist sein genauer Größenbereich zwischen 2 und 60 % und mit einem erweiterten Größenbereich von 80 % seines Öffnungsdurchmessers. Tabelle 1 listet die Eigenschaften von drei nützlichsten Blendenrohren für die Dimensionierung von Granulaten großer Pflanzenstärken auf. Wenn der Granulatgrößenbereich einer Stärkeprobe größer ist als der Größenbereich eines einzelnen Blendenrohrs, führen Sie eine Multi-Rohr-Überlappungsanalyse durch, bei der bis zu fünf Partikelgrößenverteilungen kombiniert werden, die mit Öffnungen unterschiedlicher Größe gemessen werden. Jede Öffnung ist durch ihren Durchmesser und ihre Teilenummer, die auf dem Rohr beschriftet ist, erkennbar. Der Durchmesser und die Seriennummer, die in einem Barcode auf dem Rohr enthalten sind, können mit dem Barcodeleser auf der Systemsteuerung des Analysators in die Analysatorsoftware eingescannt werden.
  2. Wählen Sie einen 100 oder 200 ml analytischen Becher (über Küvetten) für die Bestimmung der Stärkegranulatgrößen, und richten Sie automatisches Rühren (unten) ein, um eine gute Granulatsuspension während der Messung aufrechtzuerhalten.
  3. Erstellen Sie eine Standard-Betriebsmethode (Standard Operating Method, SOM), um Ausführungseinstellungen anzugeben, und eine Einstellungsdatei zum Analysieren, Anzeigen und Drucken der Ergebnisse. Kombinieren Sie DIE SOM- und Preferences-Datei nach Bedarf in einem Standardoperatingverfahren (SOP).
    ANMERKUNG: Verwenden Sie für nicht standardisierte Analysen SOM, um die Analysen auszuführen, und passen Sie die SOM-Einstellungen zwischen den Durchläufen durch das SOM-Fenster bearbeiten (siehe unten) nach Bedarf an. Analysieren, anzeigen und drucken Sie nach Abschluss der Ausführung die Ausführungsergebnisse, indem Sie die Einstellungen wie gewünscht ändern. Verwenden Sie für standardisierte Granulatgrößenanalysen ein SOP, um die Analysen auszuführen.
    1. Starten Sie die Analyzer-Software. Klicken Sie auf der Hauptmanu auf SOP | SOM-Assistent erstellen oder SOM bearbeiten,oder klicken Sie im Statusbereich auf SOM bearbeiten. Verwenden Sie den Assistenten oder das SoM-Fenster Bearbeiten, um Einstellungen für ein SOM auszuwählen. Einstellungen, die typischerweise für die Größendimensionierung von Süßkartoffelstärkeproben verwendet werden, sind in Tabelle 2zusammengefasst.
    2. Speichern Sie das erstellte SOM in einer Datei im Fenster SOM Wizard-Zusammenfassung der Einstellungen oder im Fenster SoM bearbeiten.
    3. Klicken Sie auf das Hauptmanu auf SOP | Konfigurations-Assistenten oder Bearbeitungseinstellungenerstellen . Verwenden Sie den Assistenten oder die Registerkarten im Bearbeitungsfenster "Einstellungen", um die Voreinstellungseinstellungen wie die in Tabelle 3 oder anderen Einstellungen wie gewünscht auszuwählen.
    4. Speichern Sie die ausgewählten Einstellungen in einer Datei im Fenster Einstellungen erstellen-Zusammenfassung der Einstellungen oder im Fenster Einstellungen bearbeiten.
    5. Klicken Sie im Hauptmenü auf SOP | SOP-Assistent erstellen. Geben Sie im Anschluss an die Schritt-für-Schritt-Anleitung des Assistenten eine Beschreibung ein, wählen Sie die SOM- und Voreinstellungsdatei aus, um ein SOP zu erstellen und zuspeichern.

4. Granulatgrößenanalysen der Stärkeproben

  1. Vorbereiten des Analyzers
    1. Schalten Sie den Analyzer ein, öffnen Sie die Software im Computer und überprüfen Sie den Ready-Status oben im Statusbereich nach der automatischen Verbindung mit dem Analyzer.
    2. Füllen Sie das Elektrolytglas mit Elektrolyt, leeren Sie das Abfallgefäß bei Bedarf.
    3. Installieren und sichern Sie das gewählte Blendenrohr nach der Anleitung im Benutzerhandbuch. Für ein unkalibriertes neues Blendenrohr kalibrieren Sie es gemäß der Schritt-für-Schritt-Anleitung unter Kalibrieren | Kalibrieren Sie die Blende im Hauptmenü. Überprüfen Sie für ein kalibriertes Blendenrohr die Kalibrierung gemäß der Schritt-für-Schritt-Anleitung des Change Aperture Tube Wizard unter der Ausführung oder Kalibrierung | Überprüfen Sie die Blendenkalibrierung im Hauptmenü.
    4. Entsperren Sie die Assay-Plattform, indem Sie den Lock-Release-Clip (auf der mittleren Vorderseite der linken Probenfachwand) drücken und die Plattform manuell nach unten senken. Legen Sie einen analytischen Becher mit 100 ml Elektrolyt auf die Plattform, bewegen Sie den Rührer in die Rührposition und heben Sie die Plattform manuell in die selbstsichernde obere Position, um das Blendenrohr und den Rührer in den Elektrolyten einzutauchen.
    5. Klicken Sie auf die Werkzeugleiste des unteren Instruments füllen, damit der Analysator das System automatisch mit dem Elektrolyt füllt, und klicken Sie auf Löschen, damit der Analysator das System automatisch spült.
    6. Laden Sie das SOM, indem Sie auf SOP | Laden eines SOM im Hauptmenüklicken, und verwenden Sie soM, um eine Analyse ohne Voreinstellungsdatei auszuführen. Alternativ können Sie ein SOP laden, indem Sie auf SOP | Laden Sie ein SOP in das Hauptmenü oder soP laden im Statusbereich, und verwenden Sie den SOP, um eine Analyse auszuführen.
    7. Wenn Sie ein SOP verwenden, klicken Sie im Hauptmenü auf SOP | SOM-Informationen oder "Einstellungen" , um die SOM- und Voreinstellungseinstellungen zu überprüfen. Klicken Sie auf Beispiel | Geben Sie Beispielinformationen im Hauptmenü oder Bearbeiten von Informationen im Statusbereich ein, um die Beispielinformationen für den Lauf einzugeben.
  2. Vorbereiten von Stärke-Methanol-Proben und Größensuspensionen
    1. Wiegen Sie zwei oder eine 0,5 g Probe aus jedem der zwei oder drei replizierten Stärkeextrakte.
    2. Fügen Sie jedes der 0,5 g Stärke-Aliquots zu 5 ml Methanol in einem 50 ml konischen Zentrifugenrohr hinzu und verteilen Sie das Stärkegranulat mit mehreren Impulsen mit niedriger Intensität (12–24 W/cm2) von einem Ultraschallprozessor.
    3. Mit einer Einweg-Transferpipette einen kleinen Tropfen der Stärke-Methanol-Suspension (0,2 ml) auf die 100 ml 50 g/L LiCl-Methanolelektrolyt unter ständigem Rühren im Becher auftragen. Schließen Sie die Probenfachtür.
  3. Ausführen eines Größenlaufs
    1. Klicken Sie in der unteren Instrumentensymbolleiste auf Vorschau, um eine Vorschauausführung zu starten. Stellen Sie im Statusbereich sicher, dass der dynamisch angezeigte Konzentrationsbalken grün ist und einen nominalen Konzentrationsbereich von 5 bis 8 % für die Suspension anzeigt.
    2. Klicken Sie auf der unteren Symbolleiste auf Stopp, um die Vorschauausführung zu beenden. Verdünnen Sie bei Bedarf die Stärke-Elektrolyt-Aufhängung, indem Sie ein Aliquot der Suspension durch den Elektrolyten ersetzen, und wiederholen Sie dann einen Vorschaulauf.
      ANMERKUNG: Der nominale Konzentrationsbereich der Suspension von 5 % bis 8 % ist für den Abschluss eines Durchlaufs ohne Stillstand aufgrund einer Blendenverstopfung durch aggregiertes Granulat von entscheidender Bedeutung. Passen Sie bei Bedarf die Tropfen-Probengröße und/oder die Konzentration der Stärke-Methanol-Suspension an, um eine neue Stärke-Elektrolyt-Suspension mit der Nennkonzentration im optimalen Bereich herzustellen.
    3. Klicken Sie nach der Überprüfung auf Start in der unteren Symbolleiste, um die Ausführung zu starten. Der Analyzer schließt den Lauf automatisch ab, sobald die Gesamtanzahl der Körnchen in der Größe, die zusammen mit der Laufzeit im Statusbereich in einem Lauf angezeigt wird, die festgelegte Gesamtanzahl (125.000 oder 250.000) durch den Steuerungsmodus des SOM erreicht. Abhängig von der Suspensionskonzentration (innerhalb von 5-8% Bereich oder niedriger) dauert ein einzelner Lauf 2 bis 5 min oder mehr.
      HINWEIS: Wenn der Analysator automatisch eine Blendenblockade pro Blockierungserkennungseinstellungen des SOM erkennt, bricht er den Lauf ab, bündig, um die Blende zu entsperren und eine neue Ausführung zu starten. Diese Blockierungsaktion wird so eingestellt, dass sie maximal viermal wiederholt wird, bevor der Analyzer den Ausführungsvorgang abbricht. Dieses Problem der Blockierung kann durch verwendung von zwei technischen Methoden gelöst werden, wie in Tabelle 2 und in der Diskussion ausführlich beschrieben.
    4. Führen Sie bei Bedarf einen technischen Wiederholungslauf (siehe Tabelle 2 und im Gespräch beschrieben) mit derselben Stärke-Elektrolyt-Aufhängung durch, indem Sie einfach auf Start oder Repeat auf der unteren Symbolleiste klicken.
    5. Nach Abschluss eines Lauf- oder Wiederholungslaufs das Becherglas entleeren, mit Methanol abspülen und für den nächsten Lauf mit 100 ml frischer Elektrolytlösung nachfüllen.
    6. Wenn während eines Durchlaufs ein Benachrichtigungsdialogfeld für erweiterte Größenbereich angezeigt wird, wenn die Anzahl der Granulate größer als 60 m 0,1 % der Gesamtanzahl (pro SOM-Einstellung) überschreitet, klicken Sie auf Ausführen von 60 % bis 80 %, um einen erweiterten dynamischen Größenbereich bis 80 % des Blendendurchmessers auszuführen.
      HINWEIS: Die Einstellung Erweiterte Größe steuert Aktionen für Granulate, die größer als 60 % des Blendendurchmessers (in diesem Fall 100 m) sind. Die Einstellung im SOM gibt die Aufnahme von Stärkegranulaten von mehr als 60 m an, wenn ihre Anzahl über 0,1 % der Gesamtanzahl erreicht. Der Abschluss des Laufs wird nach wie vor von der Gesamtanzahl gesteuert und kann etwas weniger Zeit in Anspruch nehmen als sonst, ohne dass das größere Granulat mit einem Gesamtwert von weniger als 0,1 % (vermutlich statisch unbedeutend) der Gesamtanzahl berücksichtigt wird.
  4. Analysieren der Ausführungsergebnisse
    1. Wenn ein SOM zur Steuerung der Durchläufe verwendet wurde, wählen Sie Einstellungen wie gewünscht für die Anzeige, den Druck und die statistische Analyse der Ergebnisse mithilfe des Assistenten zum Erstellen von Einstellungen oder der Bearbeitungseinstellungen unter dem SOP im Hauptmenü aus.
    2. Überlagerungen resultiert aus mehreren Durchläufen in einem einzelnen Diagramm zum Vergleich.
      1. Klicken Sie auf der Hauptsymbolleiste auf "Overlay" oder auf | Overlay im Hauptmenü, um auf das Overlay-Fenster zuzugreifen. Navigieren Sie zu und wählen Sie mehrere gewünschte Ergebnisdateien im Feld Dateien aus, klicken Sie auf Hinzufügen, um sie in das Feld Ausgewählte Dateien zu verschieben, und klicken Sie auf OK, um die ausgewählten Ergebnisse in einem einzelnen Diagramm zu überlagern.
      2. Um eine Datei zu einem geöffneten Overlay hinzuzufügen, klicken Sie auf RunFile | Öffnen Sie für Overlay im Menü Ausführen, um auf das Overlay-Fenster zuzugreifen, zur gewünschten Datei zu navigieren und auf hinzufügen zu klicken.
    3. Durchschnittliche Ergebnisse aus Replikationsanalysen (2 Extrakte x 2 Stärkeproben oder 3 Extrakte x 1 Stärkeprobenahme) und Anzeigen oder Drucken der durchschnittlichen Granulatgrößenverteilung und -statistiken in einer Liste oder einem Diagramm.
      1. Klicken Sie im Hauptmenü auf Datei | FileTool | Durchschnitt, um das Fenster Durchschnitt zu öffnen. Navigieren Sie zu und wählen Sie mehrere gewünschte Ergebnisdateien im Feld Dateien aus, klicken Sie auf Hinzufügen, um sie in das Feld Ausgewählte Dateien zu verschieben, und klicken Sie auf OK, um die ausgewählten Ergebnisse zu durchschnittlich zu machen und den Durchschnitt in einem einzelnen Diagramm anzuzeigen.
      2. Um eine zusätzliche Ergebnisdatei in eine durchschnittliche Verteilung einzuschließen, klicken Sie im Menü Ausführen auf RunFile | Öffnen und Zum Durchschnitt hinzufügen, um das Fenster Zum Durchschnitt hinzufügen zu öffnen, zu navigieren und die Datei hinzuzufügen. Der neue Durchschnitt wird im Diagramm im Fenster Ausführen (Ergebnis) oder in der Auflistung angezeigt.

5. Angabe der durchschnittlichen Verteilung

  1. Klicken Sie im Fenster Run-Menu, in dem die Durchschnittsverteilung angezeigt wird, auf | berechnen Durchschnittliche Statistiken im Ausführungsmenü, um das Zusammenfassungsfenster für Statistiken zu öffnen, in dem die durchschnittlichen Statistiken in Zeilen angezeigt werden, und die Diagrammstatistiken für die durchschnittliche Verteilung in den Spalten.
  2. Verwenden Sie den grafischen geometrischen Mittelwert ( figure-protocol-1 ) und S.D. (s*) in der Spalte Graphstatistik, um die durchschnittliche Verteilung in der Form figure-protocol-2 x/ s* anzugeben. Berechnen Sie die CV-Messvariationen zwischen den gemittelten Replikationsverteilungen, indem Sie den Mittelwert (μ, das gleiche wie die figure-protocol-3 durchschnittliche Verteilung) der geometrischen Mittelwerte der gemittelten Verteilungen mit dem durchschnittlichen S.D. (σ) dividieren, der in der durchschnittlichen Statistikzeile aufgeführt ist.
    ANMERKUNG: Die durchschnittliche S.D. (für μ), die Variationen zwischen den Mittelwerten der Replikationsverteilungen bewertet, unterscheidet sich von der grafischen geometrischen S.D. (für figure-protocol-4 ) zur Messung der Streuung der durchschnittlichen Verteilung.

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Ergebnisse

Um das Verfahren zu validieren und die Reproduzierbarkeit der ermittelten Granulatgrößenverteilung zu demonstrieren, haben wir Replizieren von Süßkartoffelstärkeproben durchgeführt. Wir haben Replizieren (S1 und S2) Stärkeproben aus Feldkartoffeln einer Zuchtlinie SC1149-19 in einem ähnlichen Entwicklungsalter mit einem zuvor beschriebenen Verfahren28vorbereitet. Aus jedem Stärkeextrakt wurden zwei 0,5 g Aliquots (a und b) entnommen, in 5 ml Methanol suspendiert und mit mehreren Impulsen von Niedr...

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Diskussion

Das beschriebene Verfahren hat einige kritische Probleme bei mehreren bestehenden Methoden für Stärkegranulatgrößenanalysen gelöst. einschließlich ungeeigneter 1D- oder 2D-Größe von 3D-Granulaten, Verzerrung von Größenmessungen durch nicht einheitliche Granulatformen, schlechte Reproduzierbarkeit und zweifelhafte statistische Gültigkeit aufgrund begrenzter Granulat-Probengrößen, ungenauer oder unsachgemäßer Spezifikation (insbesondere der Verwendung der durchschnittlichen Größe) von Granulatgrößen in Gegenwart sowohl von...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten

Danksagungen

Diese Arbeit wird teilweise vom Cooperative Agriculture Research Center und dem Integrated Food Security Research Center des College of Agriculture and Human Sciences, Prairie View A&M University, unterstützt. Wir danken Hua Tian für seine technische Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AnalysebecherBeckman Coulter Life SciencesA35595Smart-Technology (ST) Becherglas
Aperture Tubus, 100 & Mikro; mBeckman Coulter Life SciencesA36394Für den MS4E
Einweg-Transferpipetten,Fisher Scientific (Fishersci.com)13-711-9AMAndere Einweg-Transferpipetten mit ähnlicher Öffnung können ebenfalls verwendet werden.
Fisherbrand Konische Zentrifugenröhrchen aus Polypropylen, 50 mlFisher Scientific (Fishersci.com)05-539-13Es können alle anderen ähnlichen Arten von Röhrchen verwendet werden.
Glasbecher, 150 bis 250 mlFisher Scientific (Fishersci.com)02-540KDiese Becher werden zur Aufnahme von Methanol zum Waschen des Öffnungsrohrs und des Rührers zwischen den Läufen verwendet.
LiClFisher ChemicalL121-100
MethanolFisher ChemicalA412-500In großen Mengen kaufen, da bei der Analyse eine große Menge Methanol verwendet wird.
Mettler Toledo ML-T PräzisionswaagenMettler Toledo30243412Jede andere Präzisionswaage mit einer Ablesbarkeit von 0,01 g bis 1 mg funktioniert.
Multisizer 4e ScharzählerBeckman Coulter Life SciencesB23005Das alte Modell, Multisizer 3, kann auch mit einer leichten Anpassung der Parameter verwendet werden. Das Modell 4e kommt mit einem 100 μ m Blendentubus. Andere Blendentuben mit unterschiedlichen Durchmessern können separat beim Unternehmen erworben werden.
Ultraschallprozessor UP50HHielscher Ultrasound TechnologyUP50HSonstiges Ultraschallgerät für Laboratoren mit geringem Stromverbrauch (< 50 Watt) kann ebenfalls verwendet werden. Sowohl MS1- als auch MS2-Sonotroden für den jeweiligen Ultraschallreaktor können verwendet werden, um Stärkegranulate in 5 ml Methanol zu dispergieren. Verwenden Sie immer zuerst die niedrigste Einstellung, 20 % Amplitude und 0,1 oder 0,2 Zyklus, und erhöhen Sie die Einstellung, wenn Aggregate in der Schwebe verbleiben.

Referenzen

  1. Shannon, J. C., Garwood, D. L., Boyer, C. D. Starch:Chemistry and Technology Food Science and Technology. BeMiller, J., Whistler, R. , Academic Press. Ch. 3 23-82 (2009).
  2. Singh, N., Singh, J., Kaur, L., Singh Sodhi, N., Singh Gill, B. Morphological, thermal and rheological properties of starches from different botanical sources. Food Chemistry. 81 (2), 219-231 (2003).
  3. Lindeboom, N., Chang, P. R., Tyler, R. T. Analytical, biochemical and physicochemical aspects of starch granule size, with emphasis on small granule starches: a review. Starch - Stärke. 56 (34), 89-99 (2004).
  4. Baldwin, P. M., Davies, M. C., Melia, C. D. Starch granule surface imaging using low-voltage scanning electron microscopy and atomic force microscopy. International Journal of Biological Macromolecules. 21 (1-2), 103-107 (1997).
  5. Jane, J. L., Kasemsuwan, T., Leas, S., Zobel, H., Robyt, J. F. Anthology of starch granule morphology by scanning electron microscopy. Starch-Stärke. 46 (4), 121-129 (1994).
  6. Matsushima, R. Starch: Metabolism and Structure. Nakamura, Y. , Ch. 13 425-441 (2015).
  7. Wang, S. -q, Wanf, L. -l, Fan, W. -h, Cao, H., Cao, B. -s Morphological analysis of common edible starch granules by scanning electron microscopy. Food Science. 32 (15), 74-79 (2011).
  8. Baldwin, P. M., Adler, J., Davies, M. C., Melia, C. D. Holes in starch granules: confocal, SEM and light microscopy studies of starch granule structure. Starch-Stärke. 46 (9), 341-346 (1994).
  9. Chakraborty, I., Pallen, S., Shetty, Y., Roy, N., Mazumder, N. Advanced microscopy techniques for revealing molecular structure of starch granules. Biophysical Reviews. 12 (1), 105-122 (2020).
  10. Bechtel, D. B., Wilson, J. D. Amyloplast formation and starch granule development in hard red winter wheat. Cereal Chemistry. 80 (2), 175-183 (2003).
  11. Evers, A. Scanning electron microscopy of wheat starch. III. Granule development in the endosperm. Starch-Stärke. 23 (5), 157-162 (1971).
  12. Wang, Y. J., White, P., Pollak, L., Jane, J. L. Characterization of starch structures of 17 maize endosperm mutant genotypes with Oh43 inbred line background. Cereal Chemistry. 70, 171-179 (1993).
  13. Peng, M., Gao, M., Abdel-Aal, E. S. M., Hucl, P., Chibbar, R. N. Separation and characterization of A-and B-type starch granules in wheat endosperm. Cereal Chemistry. 76, 375-379 (1999).
  14. Wilson, J. D., Bechtel, D. B., Todd, T. C., Seib, P. A. Measurement of wheat starch granule size distribution using image analysis and laser diffraction technology. Cereal Chemistry. 83 (3), 259-268 (2006).
  15. Liu, Q., Weber, E., Currie, V., Yada, R. Physicochemical properties of starches during potato growth. Carbohydrate Polymers. 51 (2), 213-221 (2003).
  16. Chmelik, J., et al. Comparison of size characterization of barley starch granules determined by electron and optical microscopy, low angle laser light scattering and gravitational field-flow fractionation. Journal of the Institute of Brewing. 107 (1), 11-17 (2001).
  17. Moon, M. H., Giddings, J. C. Rapid separation and measurement of particle size distribution of starch granules by sedimentation/steric field-flow fractionation. Journal of Food Science. 58 (5), 1166-1171 (1993).
  18. Wriedt, T. The Mie Theory: Basics and Applications. Wolfram, H., Wriedt, T. , Springer. Berlin Heidelberg. 53-71 (2012).
  19. Schuerman, D. W., Wang, R. T., Gustafson, B. ÅS., Schaefer, R. W. Systematic studies of light scattering. 1: Particle shape. Applied Optics. 20 (23), 4039-4050 (1981).
  20. Goering, K. J., Fritts, D. H., Eslick, R. F. A study of starch granule size and distribution in 29 barley varieties. Starch-Stärke. 25 (9), 297-302 (1973).
  21. Chen, Z., Schols, H. A., Voragen, A. G. J. Starch granule size strongly determines starch noodle processing and noodle quality. Journal of Food Sciences. 68 (5), 1584-1589 (2003).
  22. Dai, Z. M. Starch granule size distribution in grains at different positions on the spike of wheat (Triticum aestivum L.). Starch-Starke. 61 (10), 582-589 (2009).
  23. Edwards, M. A., Osborne, B. G., Henry, R. J. Effect of endosperm starch granule size distribution on milling yield in hard wheat. Journal of Cereal Science. 48 (1), 180-192 (2008).
  24. Karlsson, R., Olered, R., Eliasson, A. C. Changes in starch granule size distribution and starch gelatinization properties during development and maturation of wheat, barley and rye. Starch - Starke. 35 (10), 335-340 (1983).
  25. Li, W. -Y., et al. Comparison of starch granule size distribution between hard and soft wheat cultivars in Eastern China. Agricultural Sciences China. 7 (8), 907-914 (2008).
  26. Park, S. H., Wilson, J. D., Seabourn, B. W. Starch granule size distribution of hard red winter and hard red spring wheat: Its effects on mixing and breadmaking quality. Journal of Cereal Science. 49 (1), 98-105 (2009).
  27. Limpert, E., Stahel, W. A., Abbt, M. Log-normal distributions across the sciences: keys and clues. Bioscience. 51 (5), 341-352 (2001).
  28. Gao, M., et al. Self-preserving lognormal volume-size distributions of starch granules in developing sweetpotatoes and modulation of their scale parameters by a starch synthase II (SSII). Acta Physiologiae Plantarum. 38 (11), 259(2016).
  29. Wattebled, F., et al. STA11, a Chlamydomonas reinhardtii locus required for normal starch granule biogenesis, encodes disproportionating enzyme. Further evidence for a function of alpha-1,4 glucanotransferases during starch granule biosynthesis in green algae. Plant Physiology. 132 (1), 137-145 (2003).
  30. Ji, Y., Seetharaman, K., White, P. J. Optimizing a Small-Scale Corn-Starch Extraction Method for Use in the Laboratory. Cereal Chemistry. 81 (1), 55-58 (2004).
  31. Halloy, S., Whigham, P. The lognormal as universal descriptor of unconstrained complex systems: a unifying theory for complexity. Proceedings of the 7th Asia-Pacific Complex Systems Conference. , QLD. Australia. 309-320 (2004).
  32. Furusawa, C., Suzuki, T., Kashiwagi, A., Yomo, T., Kaneko, K. Ubiquity of log-normal distributions in intra-cellular reaction dynamics. Biophysics (Nagoya-shi). 1, 25-31 (2005).

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