Methodenartikel

Funktionelle Isolierung von einzelnen Motoreinheiten von Ratte Medial Gastrocnemius Muskel

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DOI:

10.3791/61614

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26. Dezember 2020

 , 
1Department of Neurobiology, Poznań University of Physical Education, 2Department of Biochemistry, Poznań University of Physical Education

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Methode ermöglicht die Aufzeichnung der Kraft von zuckenden und tetanischen Kontraktionen und Aktionspotentialen in drei Arten von Motoreinheiten im ratmedialen Gastrocnemius-Muskel. Die funktionelle Isolierung einer einzelnen Motoreinheit wird durch elektrische Stimulation des Axons induziert.

Zusammenfassung

Diese Arbeit skizziert die funktionelle Isolierung von Motoreinheiten (MUs), eine standardelektrophysiologische Methode zur Bestimmung der Eigenschaften von Motoreinheiten in hinteren Muskeln (wie mediale Gastrocnemius, Soleus oder Plantaris-Muskel) bei experimentellen Ratten. Ein entscheidendes Element des Verfahrens ist die Anwendung elektrischer Reize, die an ein motorisches Axon geliefert werden, das von der ventralen Wurzel isoliert ist. Die Reize können in konstanten oder variablen Interpulsintervallen abgegeben werden. Diese Methode eignet sich für Versuche an Tieren in unterschiedlichen Reifestadien (jung, erwachsen oder alt). Darüber hinaus kann dieses Protokoll in Experimenten zur Untersuchung der Variabilität und Plastizität von Motoreinheiten verwendet werden, die durch ein breites Spektrum von Interventionen hervorgerufen werden. Die Ergebnisse dieser Experimente können sowohl das Grundwissen in der Muskelphysiologie erweitern als auch in praktische Anwendungen umgesetzt werden. Dieses Verfahren konzentriert sich auf die chirurgische Vorbereitung für die Aufzeichnung und Stimulation von MUs, wobei der Schwerpunkt auf den notwendigen Schritten zur Erreichung der Präparationsstabilität und Reproduzierbarkeit der Ergebnisse liegt.

Einleitung

Motoreinheiten (MUs) sind die kleinsten funktionellen Einheiten der Skelettmuskulatur. Daher ist das Verständnis ihrer Funktion, Plastizität und kontraktilen Eigenschaften sowie der Mechanismen ihrer Kraftregulierung entscheidend für den Fortschritt in der Muskelphysiologie. Die grundlegenden kontraktilen Eigenschaften von MUs und die Proportionen ihrer physiologischen Typen wurden für zahlreiche Muskeln dokumentiert, vor allem die Hinterbeinermuskeln bei Versuchstieren. Sowohl die Plastizität der MU-Eigenschaften als auch die Mechanismen der MU-Kraftregulierung sind jedoch noch nicht vollständig verstanden.

Das Prinzip der beschriebenen Methode ist eine umfangreiche Denervation der Hinterkiefermuskulatur mit Ausnahme der untersuchten und der Laminektomie an den Lendenwirbeln, um dünne ventrale Wurzeln vorzubereiten, die jeweils ein einzelnes "funktionelles" Motoraxon enthalten, das elektrisch stimuliert wird, um die Kraft und das Einwirkungspotenzial des MU aufzuzeichnen. Mit der in diesem Papier beschriebenen Technik ist es möglich, mehr als die Hälfte der MUs des medialen Magen-Darm-Muskels in einem erfolgreichen Experiment zu isolieren. Die Ratte medial gastrocnemius besteht im Durchschnitt aus 52 MUs (Frauen) oder 57 MUs (Männchen) von drei physiologischen Typen: S (langsam), FR (schnell resistent) und FF (schnell fettbar)1,2, und haben variable kontraktile Eigenschaften3. Für Experimente zum Vergleich von Mittelwerten für MUs in den Kontroll- und Versuchsgruppen sind Isolierung und Aufzeichnung von 10-30 MUs für jede dieser Gruppen erforderlich. Kritisch ist, dass einzelne MUs für Zeiträume von mehr als einer Stunde zur Stimulation zugänglich sein können. Da diese Technik es ermöglicht, sowohl MU-Kraft- als auch Aktionspotentiale zu erfassen, eignet sich diese Methode für die Untersuchung von Phänomenen im Zusammenhang mit der Kraftproduktion, die Bewertung der Auswirkungen von Ermüdung und die Beobachtung der Beziehung zwischen Kraft- und Aktionspotentialen.

Frühere Studien haben bestätigt, dass MU-Kontraktile Eigenschaften aus Kunststoff sind und durch zahlreiche Interventionen moduliert werden können. Experimente mit der hier beschriebenen Technik wurden an ratmedialen Gastrocnemius4 oder anderen Hinterbaltmuskeln der Ratte5,6 sowie an den Katzenmuskeln7mit einer ähnlichen Methode der Single-MU-Isolierung durchgeführt. Eine weitere Versuchsreihe mit Stimuli-Zügen, die in variablen Interpulsintervallen durchgeführt wurden, lieferte Beobachtungen zu motorischen Steuerungsprozessen, und die Ergebnisse lenken im Allgemeinen die Aufmerksamkeit auf die Geschichte der Stimulation, einschließlich erheblicher Auswirkungen einer Verschiebung der Zeitskala sogar eines Stimulus, der für die Kraftproduktion8,9entscheidend ist.

MUs können auch mit alternativen Methoden untersucht werden. Erstens ist eine Methode die direkte Stimulation von Motoneuronen. Burke verwendete intrazelluläre Stimulation von Motoneuronen in Cat medial gastrocnemius und Soleus mit Glasmikroelektroden, die parallel verwendet werden, um die elektrophysiologischen Eigenschaften dieser Neuronen1,10zu bestimmen. Andere Methoden wurden vorgeschlagen, um MUs in menschlichen Muskeln zu untersuchen, die eine erheblich geringere Intervention erfordern. Bei all diesen Methoden werden die Stimulierungs- und Aufnahmeelektroden in den Muskel oder Nerv eingeführt und Kraft vom Finger oder vom Fuß aufgezeichnet. Die erste dieser Methoden wurde verwendet, um MUs in der ersten dorsalen interossischen Muskel zu studieren. Für diesen Muskel, der sich mit einer niedrigen Kraft kontrahiert, wurden im Elektromyogramm, das mit der in den Muskel eingesetzten Nadelelektrode aufgezeichnet wurde, die Wirkungspotentiale von nur einer aktiven Motoreinheit identifiziert. Dann wurden die Fragmente einer Muskelkraft, die parallel und nach jeder Aktion aufgezeichnet wurden, gemittelt (spike-triggered averaging). Diese Methode ermöglicht die Extraktion der Kraft einer Motoreinheit aus der Muskelkraftaufzeichnung11. Die methodische Schwäche dieses Verfahrens besteht jedoch darin, dass keine einzelne Zuckkraft, sondern Fragmente von tetanischen Kontraktionen gemittelt wurden. Human MUs können auch mit der zweiten Methode der intramuskulären elektrischen Mikrostimulation mit einer Elektrode in den Muskel12eingeführt untersucht werden, die ein Fragment eines Axonbaums stimuliert, was zur Aktivierung einer einzigen Motoreinheit führt. Die dritte Methode ist die Mikrostimulation mit einer In den Nerv eingeführten Elektrode. Wenn die Elektrode nur ein Motoraxon im Nerv aktiviert, ist nur eine Motoreinheit13angeschlagen. Diese letzten Methoden haben einige Einschränkungen, einschließlich Stabilität und Qualität der Aufzeichnung, ethische Einschränkungen und Zugang zum experimentellen Material. Dieses Protokoll wurde ausgiebig bei Katzen in den 70er und 80erJahren 14verwendet.

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Protokoll

Alle Verfahren müssen von der lokalen Ethikkommission genehmigt werden und sich an die Leitlinien der Europäischen Union zur Tierpflege sowie an das nationale Tierschutzgesetz halten.

HINWEIS: Jeder Experimentator, der an diesem Verfahren beteiligt ist, muss in grundlegenden chirurgischen Verfahren geschult werden und eine gültige Lizenz für die Durchführung von Tierversuchen erhalten.

1. Anästhesie

  1. Anästhetisieren Sie die Ratte mit einer intraperitonealen Injektion von Natriumpentobarbital (eine Anfangsdosis von 60mg-kg -1).
  2. Nach ca. 5 min, überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie das Ohr oder die Vorderbeine der Ratte mit stumpfer Zange kneifen. Fahren Sie nur dann mit den nächsten Schritten des Protokolls um, wenn keine Reflexaktion beobachtet wird.
  3. Während der Operation, überprüfen Sie das Tier auf Reflexaktionen alle 10-15 Minuten und ergänzen Anästhesie, wenn das Tier reagiert auf eine Prise mit Bewegung (in der Regel 10mg-kg -1-h -1 Natriumpentobarbital, IP).

2. Chirurgie

  1. Bereiten Sie das Tier für den chirurgischen Eingriff vor, indem Sie das Fell über das linke Hinterglied von der Ferse bis zur Hüfte (das erste Segment, Muskel- und Nervenisolierung), das rechte Hinterglied von der Ferse bis zur Hüfte (das zweite Segment, Bodenelektrode) und die Rückseite vom Schwanz bis zu den Brustsegmenten (das dritte Segment, Laminektomie) rasieren. Antiseptisch ist wegen der akuten Natur des Experiments nicht notwendig.
    1. Legen Sie die Ratte auf den Bauch auf ein Heizkissen (37 °C ± 1 °C)
  2. Laminektomie
    1. Schneiden Sie die Haut entlang der Wirbelsäule mit einer scharf-stumpfen Schere bis zu den Brustwirbeln.
    2. Trennen Sie die Haut von den zugrunde liegenden Muskeln.
    3. Mit einer stumpfen Spitzenschere den Longissimus-Muskel auf beiden Seiten des Kreuzbeins und Lendenwirbelsäulenausprozesse ausschneiden.
    4. Identifizieren Sie den S1-Wirbel als das unterste Segment. Schneiden und entfernen Sie mit einer scharfstumpfen Schere die spinnförmigen Prozesse von L6 bis L2-Wirbeln. Als nächstes entfernen Sie mit feinen Rongeurs die Querprozesse L6-L2 und führen eine Laminektomie über L6 – L2-Segmente (erst Querprozesse, dann Lamina, beginnen sie mit L6-Wirbelsegment) durch, um die Lendensegmente des Rückenmarks, die von der Dura mater bedeckt sind, freizulegen. Achten Sie darauf, nicht den sakralen Knochen und L1 Spinnprozess zu schneiden, die als Fixierungspunkt für die Immobilisierung von Tieren verwendet werden.
    5. Schneiden Sie mit einer scharfen Schere das Rückenmark (sein kaudales Fragment) und die dorsalen und ventralen Wurzeln auf L2-Wirbelsegmentebene, an der oberen Grenze der Laminektomie. Legen Sie kleine Stücke von getrocknetem Gelschaum, um Blutungen zu stoppen. Als nächstes legen Sie eine dünne, mit Einer Linie getränkte Watte über die freiliegenden Rückenmarkssegmente.
  3. Isolierung des medialen Magen-Darm-Muskels und seines Nervs
    1. Mit scharf-stumpfen Schere, machen Sie einen Längsschnitt auf der hinteren Seite der linken Hinterglied, von der Achillessehne bis zur Hüfte.
    2. Greifen Sie die Haut mit der Zange und trennen Sie die Haut von den darunter liegenden Muskeln auf beiden Seiten des Einschnitts.
    3. Finden Sie die popliteale Fossa an der Rückseite des Kniegelenks, die von den Bizeps femoris Muskel bedeckt ist. Mit der Schere, machen Sie einen Schnitt zwischen dem vorderen und hinteren Teil dieses Muskels.
    4. Bewegen sie sich nach oben, schneiden Sie die beiden Köpfe des Bizeps femoris bis zur Hüfte, um den Ischiasnerv zu belichten.
    5. Mit stumpfer Zange und Schere trennen Sie den seitlichen vom medialen Kopf des Magen-Darm-Muskels und schneiden Sie die distale Insertion (Achillessehne) des medialen Magen-Darm-Muskels. Bewahren Sie das Fragment der Achillessehne so lange wie möglich auf, um es zum Verbinden mit dem Kraftwandler zu verwenden.
    6. Identifizieren Sie den medialen Magen-Darm-Nerven (MG). Schneiden Sie mit den Zangen und der Schere alle verbleibenden Kollateralen des Ischiasnervs, einschließlich Der Kollateralen zu den hinteren Bizeps und semitendinosus. Lassen Sie die Zufuhrblutgefäße dem medialen Gastrocnemius intakt.
    7. Fädeln Sie eine nicht-elastische Ligatur durch die Achillessehne und machen Sie drei Knoten.
    8. Legen Sie ein mit Einer Linie getränktes Stück Watte unter den exponierten Nerv und Muskel.
    9. Mit gezackten Zangen, schließen Sie die Haut über dem operierten Bereich.
    10. Mit einer scharf-stumpfen Schere einen 2 cm Großen Schnitt in der Haut und das darunter liegende Bindegewebe entlang der vorderen Seite der linken Hinterseite zur Immobilisierung mit einer Metallklemme (3.1.6.) zu machen.

3. Vorbereitung für die Aufnahme und Stimulation

  1. Wirbelsäule nalen und Beinfixierung und Muskelanordnung
    1. Mit einer Stahlklemme, fixieren Sie die linke Hintergliedmaße, indem Sie die Klemme auf die Tibia setzen.
    2. Legen Sie die Ratte in den maßgefertigten verstellbaren Rahmen (isolierter Kupferdraht, 1 mm), ziehen Sie die Hautklappen um die Laminektomie mit vier Ligaturen nach oben und verankern Sie die Haut an den Rahmen, um einen Pool für Paraffinöl (Größe ca. 50 mm x 50 mm) über das freigelegte Rückenmark zu bilden.
    3. Mit einem Dumont #55 Zange, heben Sie die Dura mater an der Kreuzung des Rückenmarks, schneiden Sie sie kauarisch bis zum Sakralknochen und ziehen Sie sie zurück.
    4. Mit einem stumpfen Glasstab, trennen linken und rechten dorsalen und ventralen Wurzeln auf aufeinander folgenden Ebenen, darauf achten, sie nicht zu beschädigen.
    5. Füllen Sie den Pool über dem Rückenmark mit warmem (37 °C) Paraffinöl, das die freiliegenden ventralen und dorsalen Wurzeln bedeckt.
    6. Legen Sie die Ratte auf die maßgefertigte Aluminiumplatte (Länge 260 mm, Breite 120 mm, Höhe 80 mm) mit einem Pool (Länge 135 mm, Breite 100 mm, Tiefe 45 mm) für seine Hinterbeine, die mit dem geschlossenen Heizsystem verbunden sind. Die Platte ist ein Ort, an dem das Tier immobilisiert wird und das Experiment durchgeführt wird.
    7. Befestigen Sie die Klemme auf dem linken Hinterglied mit der Metallstange, um den Hintern zu immobilisieren.
    8. Befestigen Sie die Wirbelsäule, indem Sie Stahlklemmen am Sakralknochen und am L1-Wirbel setzen, um den tierischen Körper zu immobilisieren und die Inkraft-force-Aufnahmen im Zusammenhang mit Atembewegungen zu beseitigen.
    9. Verbinden Sie den linken medialen Gastrocnemius-Muskel mit der nicht-elastischen Ligatur über die Achillessehne (mit einer Konformität von 50 m/250 mN, Messbereich 0-1000 mN).
    10. Füllen Sie die Kammer für Hinterbeine mit warmem (37 °C) Paraffinöl, um den medialen Magen-Darm-Muskel abzudecken und die Öltemperatur mit 37 °C ± 1 °C mit der Temperatursonde und dem automatischen System aufrechtzuerhalten.
  2. Platzierung von Elektroden zur Aufnahme und Stimulation von Aktionspotentialen
    1. Legen Sie eine bipolare Silberdrahtelektrode durch den mittleren Teil des medialen Gastrocnemius-Muskels, senkrecht zu seiner langen Achse. Halten Sie etwa 5 mm Abstand zwischen den beiden Elektroden entlang einer langen Achse des Muskels. Diese Elektroden werden zur Aufzeichnung von Aktionspotentialen (MUAPs) für Motoreinheiten verwendet. Schließen Sie die Elektroden an den geräuscharmen Verstärker an.
    2. Dehnen Sie den operierten Muskel auf eine passive Spannung von 100 mN, die vom Kraftaufnehmer gesteuert wird. Für Ratte medial Gastrocnemius auf dieser Strecke die MUs von drei Arten entwickeln die höchste Zuckkraft15.
    3. Mit einer scharfstumpfen Schere einen 2 cm großen Schnitt in der Haut der rechten Hintergliedmaße vornehmen und eine Silberdrahtelektrode einsetzen, die als Referenzelektrode verwendet werden soll.
    4. Platzieren und fixieren Sie eine maßgeschneiderte isolierte Metallplatte (Größe 30 mm x 13 mm) über den freiliegenden Wirbelsäulenwurzeln. Setzen Sie linke Paare von ventralen und dorsalen Wurzeln (L4, L5 und L6) auf die Platte.
    5. Fügen Sie dem Pool, der von der Haut um die Laminektomie gebildet wird, Eine Saline hinzu. Der Kochsalinegehalt sollte unterhalb der isolierten Platte liegen.
    6. Legen Sie eine silberne Draht stimulierende Elektrode (zwei Silberdrähte, 0,5 mm Durchmesser, Länge 50 mm) über die exponierten Wirbelsäulenwurzeln, legen Sie einen positiven Pol 3 mm über der Platte in Öl, während der negative Pol in der Kochlinie (zum Pool hinzugefügt, unter der Platte) und verbinden Sie sich mit dem Stimulator.

4. Aufnahmen von Motoreinheiten

  1. Stimulierend mit elektrischen rechteckigen Impulsen (0,1 ms Dauer, Amplitude bis 0,5 V), wählen Sie die ventralen Wurzeln (L4, L5 und L6); ventrale Wurzelstimulation evoziert Kontraktion der Muskeln, während es keine solche Wirkung für dorsale Wurzeln. Beseitigen Sie die dorsalen Wurzeln von der Platte. Für den medialen Gastrocnemius befinden sich die meisten Axone in der L5-Ventralwurzel.
  2. Mit einem Paar Dumont #55 Zangen und Lupen, teilen L5 oder L4 ventrale Wurzeln in sehr feine Bündel von Axonen (greifen Sie das geschnittene Ende der ventralen Wurzel mit beiden Zangen und schälen Sie das Wurzelblatt auseinander); Eines dieser Bündel auf eine Silberdrahtelektrode legen und stimulieren (0,1 ms rechteckige Amplitudeimpulse bis 0,5 V), um die Aktivität einer einzelnen MU zu erreichen. Eine solide Stütze (Metallstange) ist sehr nützlich für die Manipulation dünner Bündel von Axonen, die als Handstütze für die Verwendung von Zangen verwendet werden können. Beachten Sie auch, dass eine zusätzliche Lichtquelle erforderlich ist.
  3. Durch die schrittweise Erhöhung der Intensität des Stimulus, identifizieren Sie eine einzelne MU auf der Grundlage der evozierten "All-or-none" Charakter der Zuckung Kontraktion und Aktion potenziellen Stimulus. Testen Sie die evozierte Aktivität sorgfältig bei einer Stimulation um die Schwelle.
    1. Wenn mehr als ein MU in den untersuchten Muskeln zerfällt und das Niveau der Kraft erhöht sowie die Amplitude oder die Veränderung der Form des Aktionspotentials sichtbar sind, gehen Sie zurück zu Schritt 4.2 und teilen Sie das Bündel von Axonen wieder. Beachten Sie, dass die stärksten MUs in ratmedialen Gastrocnemius etwa 70-mal größere Zuckkraft haben als die schwächsten und wenn sehr starke MU die zweite zuckt, kann eine schwache MU nicht offensichtlich sein. Beachten Sie auch, dass einige MUs ihre Muskelfasern areal areal aus dem Aufnahmebereich der Elektrode befinden und im Elektromyogramm nicht sichtbar sind; in einem solchen Fall können Veränderungen der Stimulusamplitude Auswirkungen auf die Kraft haben, aber nicht auf das Handlungspotenzial.
  4. Stimulieren Sie eine Motoreinheit mit einem Stimulationsprotokoll, das für das Experimentaton notwendig ist. Für ein grundlegendes Stimulationsprotokoll, das zur Berechnung aller grundlegenden Kontraktil- und Aktionspotentialeigenschaften der Motoreinheit erforderlich ist, gehören folgende Punkte an.
    1. Schließen Sie 5 Reize bei 1 Hz ein (5 einzelne Zuckungen aufgezeichnet und gemittelt; Mittelung ist die Beseitigung von Rauschen, was besonders wichtig für die schwächsten MUs ist).
    2. Schließen Sie eine Reihe von Reizen bei 10, 20, 30, 40, 50, 60, 75, 100 und 150 Hz Frequenzen mit einer Dauer von 500 ms ein (diese Aufnahmen ermöglichen die Berechnung des Kraft-Frequenz-Verhältnisses, der maximalen Tetanuskraft bei 150 Hz sowie des Sag bei 20-40 Hz Stimulation).
    3. Schließen Sie den Ermüdungstest ein (tetani evoziert von Zügen von 14 Stimuli bei 40 Hz Frequenz, jede Sekunde für 4 Minuten wiederholt).
    4. Schließen Sie mindestens 10 s Zeitintervalle zwischen allen Elementen des oben genannten Protokolls ein.
    5. Wiederholen Sie den Vorgang mit aufeinanderfolgenden isolierten Motoreinheiten.
  5. Beenden Sie das Experiment und einschläfern Sie das Tier mit intraperitonealer Verabreichung einer tödlichen Dosis Pentobarbital-Natrium (180mg-kg -1).

5. Elektronische Geräte

HINWEIS: Das maßgeschneiderte Computerprogramm steuert den Stimulator und bietet die Möglichkeit, variable Stimulationsmuster zu erstellen, einschließlich der in Schritt 4.4 angegebenen. Das Programm kooperiert mit dem Analog-Digital-Wandler (mindestens 10 kHz für die MUAP- und Kraftaufzeichnungen).

  1. Schließen Sie den AC-Verstärker über den Analog-Digital-Wandler und parallel zum Oszilloskop an den Computer an.
  2. Schließen Sie den Kraftwandler über den Analog-Digital-Wandler und parallel zum Oszilloskop an den Computer an. Verwenden Sie den Kraftwandler, um die passive Muskelkraft während des Experiments zu steuern. Beachten Sie, dass während des Experiments die passive Kraft abnehmen kann; Daher ist es notwendig, die Muskellänge zu erhöhen, um die passive Muskelkraft konstant zu halten.

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Ergebnisse

Parameter von Motoreinheitenkontraktionen und Aktionspotentialen können auf der Grundlage von Aufzeichnungen berechnet werden, wenn stabile Bedingungen der Aufnahmen gewährleistet sind. Abbildung 1 zeigt eine repräsentative Aufzeichnung des einzelnen Zuckens eines schnellen MU. Die obere Spur zeigt das Wirkungspotenzial der Motoreinheit. Die Verzögerung zwischen der Reizabgabe und dem Beginn des Wirkungspotenzials der Motoreinheit ist auf die Leitungszeit von der ventralen Wurzel bis zum Mus...

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Diskussion

Bei korrekter Arbeit erfahrener Wissenschaftler sollte die chirurgische Komponente des beschriebenen Protokolls innerhalb von etwa zwei Stunden abgeschlossen sein. Besonders darauf sollte geachtet werden, dass das Tier während der Operation stabile physiologische Bedingungen aufrechterhält, insbesondere die Körpertemperatur und die Tiefe der Anästhesie, die systematisch durch die Beurteilung von Pinna- und Entzugsreflexen kontrolliert werden sollten. Nach der Operation sollte es möglich sein, stabile Aufnahmebedingungen ...

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Offenlegungen

Autoren haben keinen Interessenkonflikt offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch das Stipendium des Polnischen Nationalen Forschungszentrums 2018/31/B/NZ7/01028 unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Kraftaufnehmernach Maß
PinzetteFine Science ToolsNr. 11255-20Dumont #55 mit extra leichtem und feinen Schäften
PinzetteFine Science ToolsNr. 11150-10Extra Fine Greafe Pinzette
PinzetteFine Science ToolsNr. 11026-15Spezielles Schalenmuster für hervorragenden Halt
PinzetteFine Science WerkzeugeNr. 11023-10Schlanke Pinzette 1x2 Zähne
Fine Science WerkzeugeNr. 11251-20Dumont #5
HämostatenFine Science WerkzeugeNr. 13003-10Hartman
IsolationseinheitGrass InstrumentsS1U5A
Geräuscharm BioampliferWorld Precision InstrumentsBestellnummer 74030
NadelhalterFein Science ToolsNr. 12503-15Mit Wolframkarbid-Backen
RongeursFine Science ToolsNr. 16021-14Friedman-Pearson
SchereFine Science ToolsNr. 14101-14Gerade scharf/stumpf mit großen Fingerschlaufen
SchereFine Science ToolsNr. 14075-11Gebogene stumpfe/stumpfe
SchereFine Science ToolsNr. 14084-08Extra feine
Bonn SchereFine Science ToolsNr. 15000-00Gerade, ideal zum Schneiden von Nerven
StimulatorGrass InstrumentsS88Dual Output Square Pulse Stimulator

Referenzen

  1. Burke, R. E., Levine, D. N., Tsairis, P., Zajac, F. E. Physiological types and histochemical profiles in motor units of the cat gastrocnemius. Journal of Physiology. 234, 723-748 (1973).
  2. Celichowski, J., Drzymała-Celichowska, H. The number of motor units in the medial gastrocnemius muscle of male and female rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 58, 821-828 (2007).
  3. Grottel, K., Celichowski, J. Division of motor units in medial gastrocnemius muscle of the rat in light of variability of their principal properties. Acta Neurobiologiae Experimentalis. 50, 571-588 (1990).
  4. Celichowski, J., Krutki, P. Variability and plasticity of motor unit properties in mammalian skeletal muscle. Biocybernetics and Biomedical Engineering. 32 (4), 33-45 (2012).
  5. Gardiner, P. F., Olha, A. E. Contractile and electromyographic characteristics of rat plantaris motor unit types during fatigue in situ. Journal of Physiology. 385, 13-34 (1987).
  6. Drzymała-Celichowska, H., Kaczmarek, P., Krutki, P., Celichowski, J. Summation of slow motor unit forces at constant and variable interpulse intervals in rat soleus muscle. Journal of Electromyography and Kinesiology. 30, 1-8 (2016).
  7. Krutki, P., Celichowski, J., Łochyński, D., Pogrzebna, M., Mrówczyński, W. Interspecies differences of motor units properties in the medial gastrocnemius muscle of cat and rat. Archives Italiennes de Biologie. 144, 11-23 (2006).
  8. Burke, R. E., Rudomin, P., Zajac, F. E. The effect of activation history on tension production by individual muscle units. Brain Research. 109, 515-529 (1976).
  9. Celichowski, J. Mechanisms underlying the regulation of motor unit contraction in the skeletal muscle. Journal of Physiology and Pharmacology. 51, 17-33 (2000).
  10. Burke, R. E., Levine, D. N., Salcman, M., Tsairis, P. Motor units in cat soleus muscle: physiological, histochemical and morphological characteristics. Journal of Physiology. 238, 503-514 (1974).
  11. Milner-Brown, H. S., Stein, R. B., Yemm, R. The contractile properties of human motor units during voluntary isometric contractions. Journal of Physiology. 228, 285-306 (1973).
  12. Taylor, A., Stephens, J. A. Study of human motor unit contractions by controlled intramuscular microstimulation. Brain Research. 117, 331-335 (1976).
  13. Westling, G., Johansson, R. S., Thomas, C. K., Bigland-Ritchie, B. Measurement of contractile and electrical properties of single human thenar motor units in response to intraneural motor-axon stimulation. Journal of Neurophysiology. 64, 1331-1338 (1990).
  14. Burke, R. E. Motor units: anatomy, physiology and functional organization. APS Handbook of Physiology Series, Section 1, The Nervous System. 11, part 1, Motor Control 345-422 (1981).
  15. Celichowski, J., Grottel, K. The dependence of the twitch course of medial gastrocnemius muscle of the rat and its motor units on stretching of the muscle. Archives Italiennes de Biologie. 130, 315-325 (1992).
  16. Celichowski, J., Grottel, K., Bichler, E. Differences in the profile of unfused tetani of fast motor units with respect to their resistance to fatigue in the rat medial gastrocnemius muscle. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 20, 681-685 (1999).
  17. Krutki, P., et al. Division of motor units into fast and slow on the basis of profile of 20 Hz unfused tetanus. Journal of Physiology and Pharmacology. 59, 353-363 (2008).
  18. Drzymała-Celichowska, H., Krutki, P., Celichowski, J. Summation of motor unit forces in the rat medial gastrocnemius muscle. Journal of Electromyography and Kinesiology. 20, 599-607 (2010).
  19. Kaczmarek, P., Celichowski, J., Drzymała-Celichowska, H., Kasiński, A. The image of motor unit architecture in the mechanomyographic signal during single motor unit contraction. In vivo and simulation study. Journal of Electromyography and Kinesiology. 19, 553-563 (2009).
  20. Celichowski, J., Krutki, P., Bichler, E. Axonal conduction velocity of motor units of rat's medial gastrocnemius muscle. Journal of Physiology (Paris). 90, 75-78 (1996).

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Schlagwörter

Isolierung von motorischen EinheitenStimulation der VentralwurzelKraftaufzeichnung mittels KraftaufnehmerMessung von AktionspotenzialenFreilegung des R ckenmarksAnalyse einzelner motorischer Einheitenelektrophysiologische MethodeRattenhinterlauf Pr parationParaffin lbad

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