Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingung

2.7K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/61626

⸱

29. April 2021

 ,  ,  , 
1Program of Biomedical Science, Graduate School of Integrated Sciences for Life, Hiroshima University, 2Institute for Quantum Life Science, National Institute for Quantum and Radiological Science and Technology, 3National Institute for Radiological Sciences, National Institute for Quantum and Radiological Science and Technology, 4JST, PRESTO

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier wird ein System zur Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter , nicht lokalisierter Vibration berichtet. Dieses System ermöglicht es den Forschern, nicht lokalisierte Schwingungen mit gut kontrollierten Eigenschaften bei nanoskaliger Verschiebung hervorzurufen und Kalziumströme während der Reaktionen von C. elegans auf die Schwingungen zu quantifizieren.

Zusammenfassung

Nicht lokalisierte mechanische Kräfte wie Schwingungen und akustische Wellen beeinflussen eine Vielzahl biologischer Prozesse von der Entwicklung bis zur Homöostase. Tiere bewältigen diese Reize, indem sie ihr Verhalten ändern. Das Verständnis der Mechanismen, die einer solchen Verhaltensänderung zugrunde liegen, erfordert eine Quantifizierung der neuronalen Aktivität während des interessierenden Verhaltens. Hier berichten wir über eine Methode zur Kalziumbildgebung bei freiem Verhalten von Caenorhabditis elegans mit nicht lokalisierten Schwingungen spezifischer Frequenz, Verschiebung und Dauer. Diese Methode ermöglicht die Erzeugung gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingungen unter Verwendung eines akustischen Wandlers und die Quantifizierung evozierter Kalziumreaktionen bei Einzelzellauflösung. Als Beweis für das Prinzip wird die Calciumreaktion eines einzelnen Interneurons, AVA, während der Fluchtreaktion von C. elegans auf Vibration demonstriert. Dieses System wird das Verständnis neuronaler Mechanismen erleichtern, die Verhaltensreaktionen auf mechanische Reize zugrunde liegen.

Einleitung

Tiere sind oft nicht lokalisierten mechanischen Reizen wie Vibrationen oder akustischen Wellenausgesetzt 1,2. Da diese Reize die Homöostase, Entwicklung und Fortpflanzung beeinflussen, müssen Tiere ihr Verhalten ändern, um mit ihnen fertig zu werden 3,4,5. Die neuronalen Schaltkreise und Mechanismen, die einer solchen Verhaltensänderung zugrunde liegen, sind jedoch kaum verstanden.

Mechanosensorisches Verhalten im Fadenwurz, Caenorhabditis elegans, ist ein einfaches Verhaltensparadigma, bei dem Würmer normalerweise ihr Verhalten von der Vorwärtsbewegung zu einer Rückwärtsfluchtreaktion ändern, wenn sie auf nichtlokalisierte Schwingungen stoßen6. Der neuronale Schaltkreis, der diesem Verhalten zugrunde liegt, besteht hauptsächlich aus fünf sensorischen Neuronen, vier Paaren von Interneuronen und mehreren Arten von Motoneuronen 7,8. Darüber hinaus gewöhnen sich Würmer an solche mechanischen Reize nach dem Training im Abstand mit wiederholter Stimulation 9,10,11. Daher stellt diese einfache Verhaltensreaktion ein ideales System dar, um neuronale Mechanismen zu untersuchen, die sowohl dem nicht lokalisierten Schwingungsverhalten als auch dem Gedächtnis zugrunde liegen. Ein Protokoll für die Kalziumbildgebung bei sich frei verhaltenden Würmern unter dem Einfluss von nicht lokalisierten Schwingungen wird veranschaulicht. Im Vergleich zu zuvor gemeldeten Systemen ist dieses System insofern einfach, als es keine zusätzliche Kamera für die Verfolgung benötigt. Es ermöglicht uns jedoch, die Frequenz, Verschiebung und Dauer der nicht lokalisierten Schwingung zu ändern. Da die Aktivierung der AVA-Interneuronen die Rückwärtsfluchtreaktion induziert, wurden Würmer, die GCaMP, einen Kalziumindikator, und TagRFP, ein calciuminsensitives fluoreszierendes Protein, unter der Kontrolle eines AVA-spezifischen Promotors mitexprimieren, als Beispiel verwendet (siehe Tabelle der Materialien für Details). Das Protokoll demonstriert die Aktivierung von AVA-Neuronen, wenn ein Wurm von der Vorwärts- zur Rückwärtsbewegung wechselt. Dieses Protokoll erleichtert das Verständnis des neuronalen Schaltkreismechanismus, der dem mechanosensorischen Verhalten zugrunde liegt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Kultivierung von Würmern bis zur Kalziumbildgebung

  1. Übertragen Sie vier Tage vor einem Calcium-Imaging-Experiment zwei erwachsene ST12-Würmer auf eine neue Nematoden-Wachstumsmedium (NGM) -Platte (Table of Materials), auf der Escherichia coli OP50 in einem quadratischen Muster (ca. 4 mm x 4 mm) mit einem Zellstreuer gestreift sind, so dass der Wurm während der Kalziumbildgebung die meiste Zeit in den Bakterien verbringt12.
  2. Inkubieren Sie diese NGM-Platte für 4 Tage bei 20 °C in einem Inkubator (Table of Materials).

2. Hardware-Setup

  1. Bereiten Sie ein Mikroskop vor, das mit einem piezoelektrischen Gerät zur Stimulation13, einem 2-fachen Objektiv, einer Hochgeschwindigkeits-sCMOS-Kamera, einer Bildaufteilungsoptik, einem motorisierten X-Y-Tisch, einer LED-Lichtquelle für die Anregung und einem Computer ausgestattet ist (Abbildung 1). Zu den wesentlichen Spezifikationen der sCMOS-Kamera gehören 2560 x 2160 aktive Pixel, 6,5 μm groß, mit einer 10-Tap-Kameraverbindung als Schnittstellenoption. Zu den wichtigsten Spezifikationen der motorisierten X-Y-Stufe gehören ein Verfahrbereich von 110 mm x 75 mm, eine maximale Geschwindigkeit von 250 mm/s, eine maximale Beschleunigung von 2.000 mm/sund eine unidirektionale Wiederholbarkeit von 0,25 μm.
  2. Schalten Sie den Computer und den motorisierten X-Y-Stagecontroller ein.
  3. Schalten Sie den Verstärker ein und stellen Sie den Lautstärkeregler auf 10 und den Bass- und Höhenregler auf 8.
  4. Um GCaMP und TagRFP anzuregen, schalten Sie die 488 nm und 560 nm Lichter der LED-Lichtquelle ein. Stellen Sie die Messgeräte von 470 nm und 550 nm der Steuerkapsel in der Lichtquelle auf 5% ein, damit die Intensität des LED-Lichts für die Bildgebung geeignet ist.
    HINWEIS: Bei dieser LED-Intensität findet während der Aufnahme kein Photobleaching der GCaMP- und TagRFP-Fluoreszenz statt.

3. Software-Setup für die Kalziumbildgebung

  1. Laden Sie drei Softwarepakete in Windows herunter und installieren Sie sie: Mausmakrosoftware, Software zur Steuerung der Schwingungseigenschaft, Software zum Ausführen von Tracking-Software und Software zur Datenanalyse (Table of Materials).
  2. Doppelklicken Sie auf die Tracking-Softwaredatei.
  3. Drücken Sie die Taste Ausführen , und warten Sie 5 Minuten, bis die Software stabilisiert ist (Abbildung 2A).
  4. Geben Sie die Informationen zur Belichtungszeit und zum Binning an. 0,033 s Belichtungszeit mit 2 x 2 Binning sorgen für eine flüssige Bildaufnahme (Abbildung 2B).
    HINWEIS: Es wird nur jedes 10. aufgenommene Bild angezeigt, um die Speicherlast zureduzieren.
  5. Geben Sie die Informationen für die Bildaufnahme an (Abbildung 2C). Wenn beispielsweise 500 Bilder zweimal mit einem Intervall von 10 s aufgezeichnet werden, geben Sie 1.000 in das Feld Bilder insgesamt, 500 in das Feld Bilder und 10 in das Feld Intervall (s) ein.
  6. Aktivieren Sie die Schaltfläche "Erfassung" (Abbildung 2D).
  7. Teilen Sie das Fluoreszenzbild mithilfe der Bildaufteilungsoptik und die beiden Bilder auf (GCaMP-Kanal, 500-525 nm (Abbildung 2E); TagRFP-Kanäle, 584-676 nm (Abbildung 2F)) werden auf zwei Hälften der sCMOS-Kamera projiziert. Kalibrieren Sie die Koordinaten der GCaMP- und TagRFP-Kanäle (Abbildung 2G). Speichern Sie die Softwareeinstellungen.
  8. Legen Sie das Verzeichnis fest, um die Datendatei auszugeben (Abbildung 2H).
  9. Deaktivieren Sie die Schaltfläche "Erfassung" (Abbildung 2D).
  10. Doppelklicken Sie auf die Mausmakro-Systemsoftware (Abbildung 3A) und stellen Sie die Schwingungseigenschaften ein (Abbildung 3B). Lesen Sie die Assay.txt Datei mit dem Mausmakrosystem, sodass der Mauszeiger basierend auf den Koordinaten und dem Zeitplan in dieser Datei gesteuert wird (Abbildung 3A). Legen Sie die Koordinaten des Mauszeigers fest (Magenta-Quadrate in Abbildung 3A) und warten Sie nach dem Start der Aufzeichnung bis zur Stimulation (Magenta in Abbildung 3A). Stellen Sie die Frequenz- und Amplitudenwerte in der Software zur Schwingungsdämpfung ein (Abbildung 3B).

4. Vorbereitung von Würmern für die Kalziumbildgebung

  1. Übertragen Sie einen einzelnen Wurm, der sowohl GCaMP als auch TagRFP ausdrückt, von der inkubierten Platte auf eine neue frische NGM-Platte, auf der E. coli OP50 gestreift wurde.
  2. Befestigen Sie die NGM-Platte mit transparentem Klebeband am piezoelektrischen akustischen Wandler (Abbildung 4). Drücken Sie die Platte nicht auf den Aktuator, da dies die Schwingungsfrequenz verändert.

5. Calcium-Bildgebung unter Kontrolle spezifischer Schwingungseigenschaften

  1. Aktivieren Sie die Schaltfläche "Erfassung" (Abbildung 2D).
  2. Finden Sie den Wurm unter hellem Licht und Anregungslicht (488 nm und 560 nm).
  3. Stellen Sie den Zoomwert der Mikroskopie auf 2,5x ein. Das Sichtfeld beträgt 1,1 mm x 1,1 mm bei einer Auflösung von 2,6 μm/Pixel.
  4. Schalten Sie das helle Licht aus und dann die Homing-Taste (Abbildung 2I), um den fluoreszierenden Fleck eines Wurms zu verfolgen. Diese Homing-Taste startet die Bewegung der X-Y-Stufe, um den maximalen Intensitätsbereich des Wurms in der Mitte des Sichtfeldes im TagRFP-Bild zu halten.
    HINWEIS: In Bezug auf den flp-18-Promotor ist die Fluoreszenzintensität der AVA-Neuronen am stärksten und die von anderen Neuronen sind schwach oder werden nicht erkannt. Daher ist das niedrige Vergrößerungssystem für die Verfolgung nicht erforderlich und die Bühne bewegt sich während der gesamten Aufnahme.
  5. Stellen Sie sicher, dass die Werte der Intensitätsbalken in Abbildung 2E und 2F ungefähr 1.000 betragen. Wenn dies nicht der Fall ist, stimmen Sie die Messgeräte 470 nm und 550 nm des Steuerpods in der Lichtquelle ab.
  6. Drücken Sie die Taste Ausführen im Mausmakrosystem, um die Steuerung des Mauszeigers gemäß einem in Abbildung 3A beschriebenen Zeitplan zuzulassen. Dies beginnt mit der Tracking-Software aufzuzeichnen und stimuliert durch Wellen-Gen-Software, während der Wurm verfolgt wird.
  7. Überprüfen Sie, ob die BMP-Ausgabedatei ordnungsgemäß erstellt wurde.

6. Datenanalyse

  1. Erstellen Sie einen Ordner auf dem Desktop und nennen Sie ihn CalciumImaging.
  2. Erstellen Sie einen Ordner im CalciumImaging-Ordner und nennen Sie ihn CIResult für die Ausgabeergebnisdateien.
  3. Doppelklicken Sie auf die Datei DualViewImaging.nb , die in der Datenanalysesoftware für Windows geschrieben wurde.
  4. Fügen Sie den Dateipfad in den CIResult-Ordner ein (z. B. DirectoryName[/Users/Sugi0911/Desktop/CalciumImaging/CIResult/test.rtf]) (Abbildung 5).
  5. Fügen Sie den Dateipfad in den Ordner ein, der die BMP-Datei enthält (z. B. SetDirectory[/Users/Sugi0911/Desktop/XXX/]) (Abbildung 5), wobei XXX den Ordnernamen einschließlich der BMP-Dateien bezeichnet.
  6. Drücken Sie gleichzeitig die Umschalttaste und die Eingabetaste , um eine automatische Analyse zu starten. Diese Analyse verwendet den Wert eines maximalen Intensitätsbereichs des Sichtfelds im TagRFP-Bild (siehe die Legende von Abbildung 6 für ein detailliertes Berechnungsverfahren im Programm).
  7. Überprüfen Sie, ob die folgenden Ausgabedateien im CIResult-Ordner ordnungsgemäß erstellt wurden.
    XXX-GCaMP.tif (Bilddatei mit Spuren von GCaMP-Intensitäten für alle Bilder)
    XXX-GCaMP.xls (Tabellenkalkulationsdatei, die die GCaMP-Intensitäten in allen Bildern auflistet)
    XXX-TagRFP.tif (Bilddatei, die Spuren der Intensitäten von TagRFP für alle Bilder veranschaulicht)
    XXX-TagRFP.xls (Tabellenkalkulationsdatei, die TagRFP-Intensitäten in allen Bildern auflistet)
    XXX-Ratio.tif (Bilddatei, die Spuren des Verhältniswerts für alle Bilder veranschaulicht)
    XXX-Ratio.xls (Tabellenkalkulationsdatei, die den Verhältniswert in allen Bildern auflistet)

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Hier wird ein Wurm, der sowohl GCaMP als auch TagRFP unter Kontrolle des AVA-Interneuron-spezifischen Promotors exprimiert, als Beispiel für die Kalziumbildgebung bei freiem Verhalten von C. elegans verwendet. GCaMP- und TagRFP-Kanaldaten wurden als eine Reihe von Bildern, von denen einige in Abbildung 6 dargestellt sind, und als Film (Supplemental Movie 1) erhalten. Die Verschiebung der Petriplatte, die durch unser nicht lokalisiertes Schwingungssystem induziert wi...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Im Allgemeinen erfordert die Quantifizierung der neuronalen Aktivität die Einführung einer Sonde und / oder Einschränkungen der Körperbewegung von Tieren. Für Studien des mechanosensorischen Verhaltens stellen jedoch die invasive Einführung einer Sonde und der Fesseln selbst mechanische Reize dar. C. elegans bietet ein System, um diese Probleme zu umgehen, weil seine Eigenschaften transparent sind und weil es einen einfachen, kompakten neuronalen Schaltkreis hat, der nur 302 Neuronen umfasst. Durch die Kombinati...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Wir danken dem Caenorhabditis Genetics Center für die Bereitstellung der in dieser Studie verwendeten Stämme. Diese Veröffentlichung wurde unterstützt durch JSPS KAKENHI Grant-in-Aid for Scientific Research (B) (Grant Nr. JP18H02483), zu innovativen Bereichen des Projekts "Science of Soft Robot" (Förderkennzeichen JP18H05474), die PRIME der Japan Agency for Medical Research and Development (Fördernummer 19gm6110022h001) und die Shimadzu-Stiftung.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Data Anaylsis Software
DualViewImaging.nbauthorFür die Analyse der erfassten Daten
Mathematica12WolframFür die Ausführung der Datenanalysesoftware DualViewImaging
Escherichia coli und C. elegans Stämme
E. coli OP50Caenorhabditis Genetics CenterOP50Futter für C. elegans. Uracil auxotroph. E. coli B.
lite-1(ce314) StammCaenorhabditis Genetics CenterKG1180Lichtunempfindlicher
Mutantlite-1(ce314) Stamm, der NLS-GCaMP-NLS und TagRFP exprimiert, unter der Kontrolle des AVA-specirischen Promotors, AutorST12lite-1(ce314) Mutante, die die Gene NLS-GCaMP5G-NLS (NLS; nukleäres Lokalisationssignal) und TagRFP exprimiert, unter der Kontrolle der flp-18-Promotor als extrachoromosomales Array
Laser-Doppler-Vibrometer
Lase Doppler-VibrometerPolytec JapanIVS-500Zur Quantifizierung von Frequenz und Verschiebung, die vom akustischen Wandler erzeugt
Maus-Makrosystem>
Assay.txtAutorSkript zur zeitlichen und speziellen Steuerung von Mauscursol in Windows
HiMacroExVectorhttps://www.vector.co.jp/download/file/winnt/util/fh667310.htmlKostenloser Download von Software zur Steuerung des Mauszeigers basierend auf einem Skript
Nematoden Wachstumsmedienplatte
Agar gereinigt, PulverNakarai tesque01162-15Für Zubereitung von NGM-Platten
Bacto PeptonBecton Dickinson211677Zur Vorbereitung von NGM-Platten
CalciumchloridWako036-00485Zur Vorbereitung von NGM-Platten
CholesterinWako034-03002Zur Herstellung von NGM-Platten
di-PhotassiumhydrogenphosphatNakarai tesque28727-95Zur Herstellung von NGM-Platten
LB Brühe, LennoxNakarai tesque20066-95Zur Kultivierung von E. coli OP50
Magnesiumsulfat wasserfreiTGIM1890Zur Herstellung von NGM-Platten
KaliumdihydrogenphosphatNakarai tesque28720-65Zur Herstellung von NGM-Platten
NatriumchloridNakarai tesque31320-05Herstellung von NGM-Platten
Petrischalen (60 mm)Nunc150270Für die Vorbereitung von NGM-Platten
nicht lokalisiertes Vibrationsgerät
AmplifierLEPYLP-A7USBFür die Stimulation mit kontrollierbarer
Vibration Akustischer WandlerMinebeaMitsumiLVC25Für die Stimulation mit steuerbarer
Vibration WaveGene Ver. 1.5Thrivehttp://efu.jp.net/soft/wg/down_wg.htmlKostenloser Download von Software zur Steuerung der Schwingungseigenschaft
nichtinvasive Calcium-Bildgebung
ThorlabsBBD202Kompatibler Controller für MLS203-1-Tische
479/585 nm BrightLine Dualband-BandpassfilterSemrockFF01-479/585-25Für die Aufnahme von Zweikanalbildern (GCaMP und TagRFP)
505/606 nm BrightLine Dual-Edge Standard Epi-Fluoreszenz dichroitischer StrahlteilerSemrockFF505/606-DI01-25x36Für die Aufnahme von Zweikanalbildern (GCaMP und TagRFP)
512/25 nm BrightLine Singleband-BandpassfilterSemrockFF01-512/25-25Für die Aufnahme von Zweikanalbildern (GCaMP und TagRFP)
630/92 nm BrightLine Singleband-BandpassfilterSemrockFF01-630/92-25Für die Aufnahme von Zweikanalbildern (GCaMP und TagRFP)
ComputerDellPrecision T7600Windows7 mit Intel Xeon CPU ES-2630 und 8 GB RAM
Hochgeschwindigkeits-X-Y-MotortischThorlabsMLS203-1Schneller XY-Scanning-Tisch
BildaufteilungsoptikHamamatsu PhotonicsA12801-01Zur Aufnahme von Zweikanalbildern (GCaMP und TagRFP), die mit W-VIEW GEMINI Bildaufteilungsoptik
LED-LichtquelleCoolLEDpE-4000Zur Erzeugung von Anregungslicht von 470 nm und 560 nm
MikroskopOlympusMVX10
sCMOS-KameraAndorZyla
x 2 ObjektivOlympusMVPLAPO2XCArbeitsabstand 20 mm und numerisch aperture 0,5
Plasmid
pKDK66Plasmid-AutorpKDK66Co-Injektionsmarker
pTAK83Plasmid-AutorpTAK83Plasmid für die Expression von TagRFP unter der Kontrolle des flp-18-Promotors
pTAK144 Plasmid-AutorpTAK144Plasmid zur Expression von NLS-GCaMP5G-NLS unter der Kontrolle von  die flp-18
PromotorTracking-Software
homingback.viAutorSubVi-Datei zur Verfolgung eines fluoresenten Spots eines Wurms durch Rückkopplungssteuerung der sCMOS-Kamera und des motorisierten x-y-Tisches
LabVIEWNationale InstrumenteZum Ausführen der Tracking-Software
Zyla Control ver.2.6CI.viAutorZur Verfolgung eines fluoresenten Spots eines Wurms durch Rückkopplungssteuerung der sCMOS-Kamera und des x-y-Motortisches
werden Zur 2-Kanal-Tischgerät 3-phasiger bürstenloser DC-Servoregler erzeugt werden

Referenzen

  1. Hill, P. S. M., Wessel, A. Biotremology. Current Biology. 26 (5), 187-191 (2016).
  2. Fettiplace, R., Hackney, C. M. The sensory and motor roles of auditory hair cells. Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 19-29 (2006).
  3. Vogel, V., Sheetz, M. Local force and geometry sensing regulate cell functions. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 7 (4), 265-275 (2006).
  4. Katta, S., Krieg, M., Goodman, M. B. Feeling force: physical and physiological principles enabling sensory mechanotransduction. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 31, 347-371 (2015).
  5. Orr, A. W., Helmke, B. P., Blackman, B. R., Schwartz, M. A. Mechanisms of mechanotransduction. Developmental Cell. 10 (1), 11-20 (2006).
  6. Goodman, M. B., Sengupta, P. How Caenorhabditis elegans senses mechanical stress, temperature, and other physical stimuli. Genetics. 212 (1), 25-51 (2019).
  7. Chalfie, M., et al. The neural circuit for touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 5 (4), 956-964 (1985).
  8. Wicks, S. R., Rankin, C. H. The integration of antagonistic reflexes revealed by laser ablation of identified neurons determines habituation kinetics of the Caenorhabditis elegans tap withdrawal response. Journal of Comparative Physiology. A Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 179 (5), 675-685 (1996).
  9. Rankin, C. H., Beck, C. D., Chiba, C. M. Caenorhabditis elegans: a new model system for the study of learning and memory. Behavioural Brain Research. 37 (1), 89-92 (1990).
  10. Bozorgmehr, T., Ardiel, E. L., McEwan, A. H., Rankin, C. H. Mechanisms of plasticity in a Caenorhabditis elegans mechanosensory circuit. Frontiers in Physiology. 4, 88(2013).
  11. Sugi, T., Ohtani, Y., Kumiya, Y., Igarashi, R., Shirakawa, M. High-throughput optical quantification of mechanosensory habituation reveals neurons encoding memory in Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (48), 17236-17241 (2014).
  12. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , 1-11 (2006).
  13. Sugi, T., Okumura, E., Kiso, K., Igarashi, R. Nanoscale mechanical stimulation method for quantifying C. elegans mechanosensory behavior and memory. Analytical Sciences: The International Journal of the Japan Society for Analytical Chemistry. 32 (11), 1159-1164 (2016).
  14. Brownell, P. H. Compressional and surface waves in sand: used by desert scorpions to locate prey. Science. 197 (4302), 479-482 (1977).
  15. Clark, D. A., Gabel, C. V., Gabel, H., Samuel, A. D. T. Temporal activity patterns in thermosensory neurons of freely moving Caenorhabditis elegans encode spatial thermal gradients. Journal of Neuroscience. 27 (23), 6083-6090 (2007).
  16. Tsukada, Y., et al. Reconstruction of spatial thermal gradient encoded in thermosensory neuron AFD in Caenorhabditis elegans. Journal of Neuroscience. 36 (9), 2571-2581 (2016).
  17. Piggott, B. J., Liu, J., Feng, Z., Wescott, S. A., Xu, X. Z. S. The neural circuits and synaptic mechanisms underlying motor initiation in C. elegans. Cell. 147 (4), 922-933 (2011).
  18. Nguyen, J. P., et al. Whole-brain calcium imaging with cellular resolution in freely behaving Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (8), 1074-1081 (2016).
  19. Schrodel, T., Prevedel, R., Aumayr, K., Zimmer, M., Vaziri, A. Brain-wide 3D imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans with sculpted light. Nature Methods. 10 (10), 1013-1020 (2013).
  20. Prevedel, R., et al. Simultaneous whole-animal 3D imaging of neuronal activity using light-field microscopy. Nature Methods. 11, 727-730 (2014).
  21. Nichols, A. L. A., Eichler, T., Latham, R., Zimmer, M. A global brain state underlies C. elegans sleep behavior. Science. 356 (6344), (2017).
  22. Zheng, M., Cao, P., Yang, J., Xu, X. Z. S., Feng, Z. Calcium imaging of multiple neurons in freely behaving C. elegans. Journal of Neuroscience Methods. 206 (1), 78-82 (2012).
  23. Sugi, T., Ito, H., Nishimura, M., Nagai, K. H. C. elegans collectively forms dynamical networks. Nature Communications. 10 (1), 1-9 (2019).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

C. elegansakustischer WandlerGCaMP-MarkierungAVA-NeuronFluchtreaktionVibrationssteuerungssoftwareHochgeschwindigkeits-CMOSEinzelzellauflösung
Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingung
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.