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Methodenartikel

Vorbereitung von akuten Hirnschnitten aus dem dorsalen Pol des Hippocampus von erwachsenen Nagetieren

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DOI:

10.3791/61699

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10. September 2020

1Simons Initiative for the Developing Brain, Centre for Discovery Brain Sciences, The University of Edinburgh

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Der Zweck dieses Protokolls besteht darin, ein Verfahren zur Herstellung von Schnitten des dorsalen Hippocampus für die elektrophysiologische Untersuchung zu beschreiben. Bei diesem Verfahren wird eine Perfusion mit gekühltem ACSF vor der Schnittvorbereitung mit einem nahezu koronalen Schnittwinkel verwendet, der die Erhaltung gesunder Hauptneuronen ermöglicht.

Zusammenfassung

Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen von akuten Hirnschnitten von Nagetieren sind eine tragende Säule der modernen neurophysiologischen Forschung und ermöglichen eine präzise Messung zellulärer und synaptischer Eigenschaften. Nichtsdestotrotz besteht ein immer größerer Bedarf, neben der Schichtelektrophysiologie auch korrelierte Analysen zwischen verschiedenen experimentellen Modi durchzuführen, z. B. Immunhistochemie, Molekularbiologie, In-vivo-Bildgebung oder elektrophysiologische Aufzeichnung; um immer komplexere Fragen der Gehirnfunktion zu beantworten. Es ist jedoch nicht einfach, aus diesen verschiedenen experimentellen Ansätzen aussagekräftige Schlussfolgerungen zu ziehen, da selbst innerhalb relativ gut beschriebener Gehirnstrukturen ein hohes Maß an subregionaler Variation der zellulären Funktion besteht. Nirgends wird dies besser veranschaulicht als im CA1 des Hippocampus, das gut definierte dorso-ventrale Eigenschaften aufweist, die auf zellulären und molekularen Eigenschaften basieren. Nichtsdestotrotz untersuchen viele veröffentlichte Studien Proteinexpressionsmuster oder verhaltenskorrelierte in vivo-Aktivität im dorsalen Bereich des Hippocampus; und Befunde mechanistisch mit zellulärer Elektrophysiologie aus der ventro-medialen Region zu erklären. Dies wird noch durch die Tatsache verwirrt, dass viele elektrophysiologische Experimente mit akuten Schnitten an juvenilen Tieren durchgeführt werden, während andere experimentelle Methoden an reiferen Tieren durchgeführt werden. Um diese Probleme zu lösen, beinhaltet diese Methode die transkardiale Perfusion von reifen (>60 Tage alten Nagetieren) mit künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit, gefolgt von der Präparation modifizierter koronaler Schnitte einschließlich des Septumpols des dorsalen Hippocampus zur Aufzeichnung von CA1-Pyramidenzellen. Dieser Prozess führt zur Erzeugung gesunder akuter Scheiben des dorsalen Hippocampus, was eine schnittbasierte zelluläre elektrophysiologische Abfrage ermöglicht, die mit anderen Messungen abgestimmt ist.

Einleitung

Der Hippocampus ist aufgrund seiner relativ großen Größe und seiner ausgeprägten laminaren Struktur wohl die am besten untersuchte Struktur im Gehirn von Säugetieren. Der Hippocampus ist an einer Reihe von Verhaltensprozessen beteiligt: räumliche Navigation, kontextuelles Gedächtnis und Episodenbildung. Dies ist zum Teil darauf zurückzuführen, dass der dorsale Teil des Hippocampus bei Nagetieren für die In-vivo-Analyse relativ leicht zugänglich ist. Tatsächlich sind die Hauptausgangszellen in der Regel weniger als 2 mm von der Pial-Oberfläche entfernt.

Bei Nagetieren ist der Hippocampus eine relativ große Struktur, die aus einer Einstülpung des Telencephalons besteht, die sich vom dorsalen Septum bis zum ventralen Neokortex erstreckt. Er setzt sich aus 2 Hauptregionen zusammen: dem Gyrus dentatus und dem Cornu ammonis (CA); Letzteres ist in 3 gut beschriebene Unterregionen (CA1-3) unterteilt, die sich aufgrund von Konnektivität, zellulärer Anatomie und genetischen Eigenschaften in den Gyrus hilus dentatus (früher als CA4 bekannt) erstrecken1. Diese Struktur wird entlang der dorso-ventralen Ausdehnung des Hippocampus beibehalten, wenn auch mit großen Unterschieden in den synaptischen Eigenschaften 2,3,4, der Anatomie5, der genetischen Diversität 6,7,8 und der Verhaltensfunktion 9,10. Von den CA-Regionen besteht das CA1-Teilgebiet hauptsächlich aus glutamatergen CA1-Pyramidenzellen (CA1-PCs), für die 3 Subtypen definiert wurden11, und inhibitorischen Interneuronen, die ~10% der Neuronen ausmachen, aber mit über 30 definierten Subtypen sehr vielfältig sind 12,13,14. Zusätzlich zu den regionalen spezifischen Unterschieden hat sich gezeigt, dass das normale Altern dramatische Auswirkungen auf die synaptische Übertragung 15,16,17, die Anatomie18 und das genetische Profil 19 hat. Die derzeitige Goldstandardmethode zur kontrollierten Beurteilung der Feinheiten zellulärer und synaptischer Eigenschaften ist die Verwendung von Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen aus akuten Hirnschnitten20.

Das Verständnis der Funktion des Hippocampus basiert weitgehend auf der dorsalen Manipulation, da sie chirurgisch oder anatomisch für Verhaltensaufgaben, die Implantation von Elektroden oder Bildgebungsfenstern oder die Expression viraler Plasmide leicht zugänglich ist. In vielen Studien werden diese Verfahren zusätzlich mit spätjuvenilen oder adulten Nagetieren durchgeführt, um eine Variabilität der Gehirnstruktur während der Entwicklung zu verhindern. Nichtsdestotrotz werden viele Ansätze zur Untersuchung der zellulären und subzellulären Elektrophysiologie bei Nagetieren im frühen bis mittleren Juvenilstadium durchgeführt, hauptsächlich aus dem ventro-medialen Teil des Hippocampus in seiner Transversalebene 21,22,23,24,25. Wurde die gesamte dorso-ventrale Ausdehnung bestimmt, so wird ein Gewebehacker verwendet, um die transversale Ausdehnung 4,26 zu erhalten, oder der Versuch wurde an jungen Ratten27 oder Mäusen28 durchgeführt. Darüber hinaus ist bekannt, dass die Kühlung des Gewebes vor der Dissektion des Gehirns die Hippocampusstruktur bei Ratten29 und neokortikale Neuronen bei Mäusenbewahrt 30,31. Nichtsdestotrotz gibt es einen Mangel an Details bezüglich der Produktion von Hirnschnitten aus der dorsalen Querachse des Hippocampus, wie sie durch modifizierte koronale Schnitte bei reifen Ratten erzeugt werden.

Dieses Protokoll beschreibt einen Ansatz, bei dem Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen von einzelnen oder paarweise Neuronen in modifizierten koronalen Schnitten des dorsalen Hippocampus von gealterten Ratten erhalten werden können, gefolgt von einer post-hoc-morphologischen Identifizierung. Gesunde Hirnschnitte werden nach transkardialer Perfusion von gekühlter künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit (ACSF) gewonnen, was die Messung der elektrophysiologischen Eigenschaften von CA1-PCs und lokalen Interneuronen erleichtert.

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Protokoll

Alle Tiere wurden gemäß den Richtlinien des Innenministeriums und der Institutionen (HO# P135148E) gezüchtet und gepflegt. Alle Ratten wurden in einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus gehalten und erhielten ad libitum Zugang zu Futter und Wasser.

1. Transkardiale Perfusion von gekühltem ACSF

  1. Vor allen Experimenten ~200 mL Saccharose-ACSF (Tabelle 1) bei -20 °C in den Gefrierschrank legen (bis es halbgefroren ist, zum Schneiden) und weitere ~100-200 mL gefilterte Saccharose-ACSF auf Eis (für die Perfusion) geben und mit Carbogen (95 % O2/5 % CO2) sprudeln.
  2. Holen Sie eine erwachsene Ratte aus ihrem Käfig und setzen Sie sie für ~30 Minuten in einen Käfig im Operationsraum, um sich an Lärm und Lichtverhältnisse zu gewöhnen.
  3. Bereiten Sie die Dissektionswerkzeuge (Abbildung 1A), den Perfusionsbereich und das injizierbare Anästhetikum vor (ca. 1 ml 200 mg/ml Natriumpentobarbital für eine Endkonzentration von 100 mg/kg).
  4. Bereiten Sie eine geeignete Anästhesiekammer vor, indem Sie einen kleinen Tupfer Seidenpapier oder Watte hineinlegen. Geben Sie 1-2 ml flüchtiges Isofluran-Anästhetikum in das absorbierende Material in der Kammer.
  5. Lege die Ratte in eine Anästhesiekammer, um sie zu sedieren. Überwachen Sie die Atmung, bis die Atemfrequenz auf ~1 flachen Atemzug pro Sekunde sinkt.
  6. Beginnen Sie an dieser Stelle, halbgefrorene Saccharose-ACSF mit Carbogen auf Eis zu sprudeln, um sie beim Schneiden zu verwenden.
  7. Wiegen Sie die Ratte und notieren Sie ihr Gewicht.
  8. Betäuben Sie die Ratte endgültig, indem Sie das vorbereitete Natrium-Pentobarbital in die intraperitoneale Höhle injizieren. Die Dosis von Natrium-Pentobarbital sollte 100 mg/kg betragen, berechnet aus dem zuvor eingenommenen Gewicht und der Stammkonzentration des Arzneimittels. Setzen Sie die Ratte in eine Haltekammer und warten Sie 0,5-5 Minuten bis zum Beginn der terminalen Anästhesie.
  9. Bestätigen Sie das Aufhören der Reflexe: Testen Sie sowohl die Reflexe des Hornhautblinzelns (Berühren der Pupille) als auch des Kneifens der Hinterpfote (Heben Sie das Bein und kneifen Sie die Hinterpfote) mit einer stumpfen Sonde (d. h. einer abgerundeten Pinzette). Sobald die Reflexe aufgehört haben, befestigen Sie die Ratte mit Injektionsnadeln an der Operationsplatte aus Polystyrol oder Kork.
  10. Öffnen Sie die Brusthöhle und platzieren Sie die Kanüle an der Basis des linken Ventrikels des Herzens. Punktion des rechten Vorhofs und Beginn der Perfusion mit dem eiskalten (0-1 °C) Saccharose-ACSF (mit einer Peristaltikpumpe bei 50 mL/Minute).
  11. Sobald der vollständige Flüssigkeitsaustausch und die Abkühlung des Körpers (<5 Minuten) stattgefunden haben, entfernen Sie die Kanüle und die Stifte und enthaupten Sie sie mit einer Guillotine.
  12. Entfernen Sie den Schädel vorsichtig und schnell mit einer Knochenschere und Rongeur-Knochenwerkzeugen (Abbildung 1A, 1B).
    1. Beginnen Sie mit 2x beidseitigen Schnitten durch das Foramen magnum mit der Knochenschere und entfernen Sie den Schädel bis zur Lambda-Naht mit den Rongeurs. Schneiden Sie vorsichtig mit der Knochenschere entlang der Mittelliniennaht bis knapp hinter die Augen.
    2. Machen Sie 2x bilaterale Schnitte durch den Schädel, senkrecht zur Mittellinie. Öffne den Schädel mit den Rongeurs entlang der Mittellinie. Achten Sie besonders darauf, Pia mater mit einer feinen Schere oder einer Hakennadel zu entfernen.
  13. Schöpfen Sie das Gehirn mit einem stumpfen Spatel aus dem Schädel und durchtrennen Sie den Hirn- und Sehnerv mit einer Kompression von Seite zu Seite. Legen Sie das Gehirn vor dem Schneiden 1-2 Minuten lang in karbogenierte, halbgefrorene (0–1 °C) Saccharose-ACSF.

2. Präparation von Hirnschnitten aus dem dorsalen Hippocampus

  1. Nehmen Sie das perfundierte Gehirn aus dem halbgefrorenen (0–1 °C) Saccharose-ACSF und legen Sie es in eine mit Filterpapier ausgelegte Petrischale aus Glas. Platzieren Sie das Gehirn auf seiner ventralen Oberfläche.
  2. Entfernen Sie mit einem Skalpell (Klinge Nr. 22) den hinteren Teil des Gehirns in einem Winkel von ~10° aus der Vertikalen, um eine ebene Oberfläche zu schaffen, auf der das Gehirn mit dem Tisch verklebt wird (Abbildung 1C).
  3. Tragen Sie eine kleine Menge Cyanacrylatkleber auf das Stadium des Vibratoms auf. Verteilen Sie den Kleber, um einen dünnen Film zu erzeugen, der etwa 50 % größer ist als die Querschnittsfläche der Schnittfläche des Gehirns.
  4. Hebe das Gehirn mit der Schnittseite nach unten aus der Glasschale auf einen Spatel und führe das Gewebe mit einem Pinsel. Tupfen Sie das Gehirn mit einem Stück Gewebe ab, um überschüssiges ACSF zu entfernen, und schieben Sie das Gehirn mit der Schnittfläche nach unten auf die Mitte des Klebers. Geben Sie mit einer Pasteur-Pipette 1-2 ml eiskalte Saccharose-ACSF über das Gehirn, um den Kleber vom Hirnblock zu entfernen.
  5. Legen Sie das Gehirn in die Schneidekammer und fluten Sie es mit halbgefrorener Saccharose ACSF. Verwenden Sie einen Löffel oder Spatel, um überschüssiges Eis von der Hirnblockade fernzuhalten, und karbogenieren Sie dann (Abbildung 1D).
  6. Bewegen Sie die Klinge des Vibratoms in Position: ~1 mm von der dorsalen Oberfläche des Gehirns und vertikal ~1 mm vor dem Bregma. Stellen Sie sicher, dass die Klinge vollständig untergetaucht ist, und entfernen Sie Blasen mit einem Pinsel.
  7. Fange an, das Gehirn aufzuschneiden. Um auf den dorsalen Hippocampus zu trimmen, verwenden Sie eine Geschwindigkeit von 0,1-0,2 mm/s, mit einer horizontalen Klingenbewegung von 1-1,5 mm und einer reziproken Schwingungsrate von ~90 Hz. Beim Schneiden des dorsalen Hippocampus die Geschwindigkeit auf 0,05-0,1 mm/s reduzieren.
  8. Sammeln Sie Scheiben des dorsalen Hippocampus (nominell 3-4 volle Scheiben oder 6-8 halbierte Scheiben) pro Gehirn. Wenn Längsschnitte des ventro-medialen Hippocampus erforderlich sind, fahren Sie mit dem Schneiden fort. Sobald der dorsale Hippocampus durchtrennt wurde, ist es nicht mehr erforderlich, zusätzliches Gewebe über die Position des 3. Ventrikels hinaus zu schneiden. Stoppen Sie das Vibratom, trennen Sie die Scheibe mit einer gebogenen Injektionsnadel und sammeln Sie sie am Boden der Schneidekammer.
    HINWEIS: Die Scheiben können je nach experimenteller Anforderung 250-500 μm dick sein. Für Aufnahmen aus dem dorsalen Hippocampus werden in der Regel 400 μm dicke Scheiben verwendet, um so viel wie möglich vom lokalen Netzwerk zu erhalten und gleichzeitig die geeigneten Mikroskopiebedingungen zu ermöglichen.
  9. Schneiden Sie die Schnitte so ab, dass sie nur den Hippocampus und den darüber liegenden Kortex unter einem Präpariermikroskop enthalten. Die Scheiben mit der vorderen Oberfläche nach oben in die vorgewärmte 35 °C-Kammer geben.
  10. Bestimmen Sie die Lagerkammer auf der Grundlage des durchzuführenden Experiments. Um qualitativ hochwertige Ganzzell-Patch-Clamp- oder extrazelluläre Feldaufzeichnungen nahe der Schichtoberfläche in untergetauchten Aufnahmekammern zu erhalten, lagern Sie sie in untergetauchten Kammern. Alternativ kann es in einer Flüssig-Gas-Grenzflächenkammer für Aufzeichnungen der oszillatorischen Netzwerkaktivität oder für extrazelluläre Feldaufzeichnungen an der Schnittstelle aufbewahrt werden.
  11. Bei untergetauchter Lagerung lassen Sie die Scheiben 30 Minuten lang bei 35 ºC zurückgehen, nachdem die letzte Scheibe in die Lagerkammer gelangt ist. Dies ermöglicht die Reaktivierung von Stoffwechselprozessen und die Wiederversiegelung von geschnittenen Neuriten. Nach 30 Minuten die Lagerkammer auf Raumtemperatur bringen.

3. Aufzeichnung der dorsalen Hippocampus-Neuronen

  1. Stellen Sie Aufzeichnungspipetten aus Kapillarglas her. Dieses Protokoll verwendet Borosilikatglas mit einem Außendurchmesser von 1,5 mm und einem Innendurchmesser von 0,86 mm mit Filament, das bei Befüllung mit intrazellulärer Lösung einen Spitzenwiderstand von 3-5 MΩ ergibt (Tabelle 1). Intrazelluläre Lösungen auf Eis gekühlt aufbewahren, um eine Degradation der energetischen Komponenten zu verhindern, und vor der Verwendung filtrieren (Spritzenfilter, Porengröße: 0,2 μm).
  2. Carbogenat-Aufzeichnung von ACSF und Vorwärmen in einem Wasserbad (35-40 ºC). Geben Sie den karbogenierten und vorgewärmten ACSF über einen Perfusionsschlauch in die Aufnahmekammer, der von einer Peristaltikpumpe unterstützt wird. Beginnen Sie einige Minuten vor dem Transfer einer Scheibe in die Kammer mit der Perfusion.
  3. Stoppen Sie die Perfusion und übertragen Sie ein Hirnschnitt mit der vorderen Oberfläche nach oben in die Aufnahmekammer. Halten Sie die Scheibe mit einem Platinring fest, an dem einzelne Seidenfasern befestigt sind, um eine "Harfen"-Form zu bilden. Positionieren Sie die Schichten so, dass das Stratum pyramidale von CA1 senkrecht zur Achse der ersten Aufzeichnungspipette verläuft.
  4. Starten Sie den Fluss des karbogenierten und vorgewärmten (35-40 ºC) ACSF (Tabelle 1) mit einer optimalen Rate von 6-8 ml∙min-1 neu.
    HINWEIS: Hohe Flussraten (6-8 ml∙min-1) sind optimal, um die Netzwerkaktivität in den Schichten32 aufrechtzuerhalten. Niedrigere Flussraten (d. h. 2-3 ml∙min-1) können verwendet werden, um die Schichtstabilität für bildgebende Experimente aufrechtzuerhalten oder wenn keine biologisch relevante Netzwerkaktivität erforderlich ist.
  5. Beurteilen Sie die Schichtqualität mit einer IR-DIC-Optik (Infrared Differential Inference Contrast) mit 40-facher Objektivvergrößerung (visualisiert mit einer CCD-Kamera). Von einer guten Schichtqualität ist auszugehen, wenn eine große Anzahl von eiförmigen, mäßig kontrastierenden CA1-PCs in str. pyramidale in Tiefen von 20-30 μm unterhalb einer glatten und leicht genoppten Oberfläche zu sehen ist (Abbildung 2A). Scheiben von schlechter Qualität enthalten eine große Anzahl stark kontrastreicher, geschrumpfter oder geschwollener Zellen mit einer unebenen Scheibenoberfläche.
  6. Füllen Sie Patch-Pipetten mit einer intrazellulären Lösung (z. B. basierend auf einem intrazellulären [Cl-] von 24 mM), um einen Vergleich mit anderen veröffentlichten Daten zu ermöglichen.
  7. Führen Sie Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen durch, wie zuvor beschrieben22. Zellen von der Analyse ausschließen, wenn das Membranpotential (VM) beim Durchbruch stärker depolarisiert als -50 mV ist, der Serienwiderstand >30 MΩ beträgt; oder der Serienwiderstand ändert sich im Laufe der Aufnahme um >20%. Unter diesen Aufzeichnungsbedingungen liegt der Serienwiderstand typischerweise im Bereich von 8 – 25 MΩ und ist bis zu 1 Stunde stabil.
  8. Um die intrinsische Erregbarkeit von CA1 aus dem dorsalen Hippocampus zu untersuchen, testen Sie die intrinsischen physiologischen Eigenschaften mit Ganzzellaufzeichnungen mit den folgenden Protokollen in Stromklemmenkonfiguration:
    1. Wenden Sie vom Ruhemembranpotential ohne angelegten Bias-Strom kleine Stromschritte (-10 pA, 500 ms) an, die 30 Mal wiederholt werden.
    2. Wenden Sie ab -70 mV bei angelegtem Bias-Strom hyper- bis depolarisierende Stromschritte mit einer Dauer von 500 ms (-100 bis +400 pA, 25 pA-Schritte) mit 3 Wiederholungen einer Familie von Leiterbahnen an.
    3. Wenden Sie eine sinusförmige Welle mit einer Peak-to-Peak-Amplitude von 100 pA mit einer variablen Frequenz von 0,1 bis 20 Hz an. 3 Mal wiederholen.
    4. Wenden Sie einen 5x 2 nA, 2 ms Stimulus an, um Aktionspotentiale bei 20, 40, 60, 80, 100 Hz zu steuern. 10 Sweeps pro Frequenz.
    5. Legen Sie von einer -70 mV-Spannungszange 5 Minuten spontane exzitatorische postsynaptische Ströme (EPSC) für die Aufzeichnung an.
  9. Um die Zellen nach erfolgreicher Aufzeichnung für die histologische Analyse wieder zu verschließen, stellen Sie Outside-Out-Patches her, indem Sie die Patch-Pipette langsam zurückziehen. Wenn ein Anstieg des Serienwiderstands von experimentellen Werten auf >1 GΩ beobachtet wird, gemessen durch einen Prüfimpuls von -5 mV, erhöhen Sie das Haltepotenzial auf -40 mV und ziehen Sie die Pipette vollständig zurück.
  10. Führen Sie zusätzliche Aufzeichnungen im selben Slice durch, um die erforderliche statistische Aussagekraft des Versuchsdesigns zu erfüllen.
  11. Nehmen Sie Hirnschnitte mit aufgezeichneten Neuronen aus der Aufnahmekammer, legen Sie sie in eine 24-Well-Platte, ersetzen Sie die ACSF durch 4 % Paraformaldehyd (in 0,1 M Phosphatpuffer) und lassen Sie sie über Nacht stehen.
  12. Am nächsten Tag das PFA durch 0,1 M Phosphatpuffer ersetzen und bis zur histologischen Verarbeitung lagern. Visualisieren Sie Zellen mit fluoreszierend konjugiertem Streptavidin wie zuvor beschrieben22.

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Ergebnisse

Das oben beschriebene Protokoll ermöglicht die Herstellung lebensfähiger Schnitte aus dem Septumpol des dorsalen Hippocampus bei reifen Ratten. Ein Schlüsselfaktor in diesem Protokoll ist die Perfusion von gekühlter Saccharose-ACSF vor der Schnittvorbereitung, was zu gesunden CA1-PCs proximal zur Schnittoberfläche führt. Die Qualität der erzeugten Scheibe wird visuell unter IR-DIC-Optik bewertet, und gesunde Zellen, die als große, eiförmige Zellkörper identifiziert wurden, befinden sich über die gesamte Ausdehnung des

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Diskussion

Hier wird ein Protokoll beschrieben, um qualitativ hochwertige Hirnschnitte aus der dorsalen Ausdehnung des CA1 des Hippocampus zu erzeugen, was Aufzeichnungen von mehreren lebensfähigen Neuronen innerhalb dieser Region ermöglicht. Der kombinatorische Ansatz der Ganzzellaufzeichnung aus nahezu koronalen Schnitten, gefolgt von der Visualisierung von Neuronen, ist entscheidend für die Bestätigung der Lebensfähigkeit und Identität der Zellen.

Dieses Protokoll erz...

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Offenlegungen

Der Autor erklärt, dass er keine konkurrierenden finanziellen Interessen hat.

Danksagungen

Der Autor dankt Prof. David JA Wyllie, Dr. Emma Perkins, Laura Simoes de Oliveira und Prof. Peter C. Kind für hilfreiche Kommentare zur Optimierung des Manuskripts und des Protokolls sowie der Simons Initiative for the Developing Brain für die Bereitstellung der Publikationskosten.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
ErfassungssoftwareMolecular DevicespClamp 10
Erwachsene RattenVerschiedenesn/aBeliebiger Stamm erwachsener Ratten (60 Tage und älter)
AmplifierMolecular DevicesAxopatch 700B
AnalysesoftwareFreewareStimfithttps://github.com/neurodroid/stimfit
KnochenschereFST16152-12Littauer Art
KapillarglasHarvard Apparatus30-0060Pipetten aus Borosilikatglas mit Filament 1,5 mm Außendurchmesser, 0,86 mm Innendurchmesser.
CarbogenBOCVerschiedenes95% O2/5% CO2
CCD-KameraScientificaSciCamProhttps://www.scientifica.uk.com/products/
Chemikalien/ReagenzienSigma AldrichVerschiedenes AlleLaborreagenzien werden von Sigma Aldrich bezogen.
Cyanacrylat (z. B. RS Pro 3)RS Komponenten918-6872Vermeiden Sie gelbasierte Cyanacrylat-Formulierungen
DigitizerMolecular DevicesDigidata 1550B
Dissektionsnadeln/-nadelnVerschiedeneVerschiedene Verwendung 16 Gauge Nadeln (oben)
Elektrophysiologie-SystemScientificaSliceScopehttps://www.scientifica.uk.com/products/ scientifica-slicescope
Feine IrisschereFST14568-12Mit Wolframkarbid-Spitzen
Petrischale aus GlasFisher Scientific12911408
InjektionsnadelnBD HealthcareVerschiedenes16, 18 und 22 Gauge
Isofluoran 100% W/W (z.B. IsoFlo)Zoetis50019100
Mayo-SchereFST14110-17
Stumpfspitzen MikromanipulatorenScientificaMicrostarhttps://www.scientifica.uk.com/products/scientifica-microstar-micromanipulator
PinselKunstgeschäftn/aEin Pinsel mit feinen Borsten, beschafft von einem örtlichen Kunstgeschäft.
PasteurpipetteFisher Scientific11546963Eine Pasteurpipette aus Glas, aber so geschnitten, dass das stumpfe Ende zum Übertragen der Pipette verwendet wird.
SchlauchpumpeWatson Marlow12466260Einkanal-Schlauchpumpe
PipettenabzieherSutter InstrumentsP-97Andere Modelle und Methoden der Pipettenherstellung würden genauso gut funktionieren.
Kunststoffspritzen (1, 2, 5 mL)BD GesundheitswesenVerschiedene
Rongeur KnochenwerkzeugFST16021-14
ScheibenhaltekammerSelbstgemacht
Scheibengewicht/HarfeHarvard ApparaturSHD-22L/15Alternativen wären geeignet.
Natrium-Pentobarbital (d.h. Pentoject)Animalcare Ltd10347/4014200 mg/ml; andere Formulierungen von Pentobarbital wären geeignet
SpatelBochem3213Erhältlich bei Fisher Scientific
SpritzenvorsatzfilternFisher Scientific10482012Corning Marke Spritzenvorsatzfilter, 0,22 &; Mikro; m Porendurchmesser.
VibtratomeLeica1491200S001VT1200S Modell mit Vibrocheck
WasserbadFisher Scientific151670155 Liter Wasserbad, zum Beispiel: Grant Instruments™ JBA5 scientifica-scicam-pro

Referenzen

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