Methodenartikel

Fraktionierung von Lignozellulose-Biomasse mit dem OrganoCat-Verfahren

4.4K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/61933

⸱

5. Juni 2021

 ,  ,  ,  , 
1Institut für Bio- und Geowissenschaften, Pflanzenwissenschaften (IBG-2), Forschungszentrum Jülich

In diesem Artikel

Zusammenfassung

OrganoCat ist ein Verfahren zur Vorbehandlung und Fraktionierung von Lignocellulose unter milden Bedingungen zu Lignin, fermentierbaren Zuckern und Cellulosezellstoff. In einem biogenen, biphasischen Lösungsmittelsystem aus Wasser und 2-Methyltetrahydrofuran mit 2,5-Furancarbonsäure als Katalysator werden die OrganoCat-Produkte zur einfachen Produktrückgewinnung in situ getrennt.

Zusammenfassung

Der Übergang von einer erdölbasierten zu einer nachhaltigeren und biobasierten Wirtschaft erfordert die Entwicklung neuer Raffineriekonzepte, um die Rohstoff- und Energieversorgung aufrechtzuerhalten. Für diese neuartigen und nachhaltigen Bioraffineriekonzepte ist es wichtig, Katalysatoren und Lösungsmittel zu verwenden, die auf die Prinzipien der Grünen Chemie ausgerichtet sind. Daher kann die Implementierung biogener Alternativen eine vielversprechende Lösung sein. Das hier vorgestellte Lignocellulose-Vorbehandlungs- und Fraktionierungsverfahren -OrganoCat - ist eine integrierte Fraktionierung von Lignocellulose in ihre Hauptkomponenten unter Verwendung biogener Säuren wie 2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator. Hemicellulosen und andere nicht-zellulosehaltige Polysaccharide werden selektiv durch die verdünnte Säure depolymerisiert und gelöst, während die kristalline Cellulose im festen Zellstoff verbleibt. In Gegenwart einer zweiten organischen Phase, die aus biogenem 2-Methyltetrahydrofuran besteht, wird in situentwirrtes Lignin extrahiert. Das Verfahren ermöglicht die effiziente Fraktionierung der drei Hauptkomponenten Lignin, Cellulose und nichtzellulosehaltige Zucker. Dies hilft, sich auf die Qualität des Lignins, die Verbesserung der enzymatischen Hydrolyse der mit Cellulose angereicherten Pulpa und die milde nichtzellulosehaltige Zuckerextraktion mit geringem Abbau zu konzentrieren.

Einleitung

Die Nutzung fossiler Ressourcen hat große technologische Fortschritte gebracht, da sie die Grundlage für zahlreiche Produkte bilden, die für das tägliche Leben unerlässlich sind. Die Begrenzung von Ressourcen wie Öl und Gas auf der Erde und die mit ihrer Ausbeutung verbundenen Umweltschäden schaffen jedoch einen dringenden Bedarf an Alternativen. Lignozellulose-Biomasse ist eine vielversprechende Quelle für kohlenstoffbasierte Chemikalien, da sie erneuerbar, vielseitig und kohlenstoffneutral ist1. Lignocellulose besteht im Wesentlichen aus drei Hauptfraktionen, die verwendet werden müssen: Hemicellulosen, Cellulose und Lignin. Seine industrielle Verarbeitung hat eine lange Geschichte. Etablierte und weit verbreitete Verfahren, wie die Sulfit- und Kraftverfahren aus der Papierindustrie, konzentrieren sich jedoch hauptsächlich auf Cellulose für den Einsatz in der Zellstoff- und Papierindustrie2. Eine vollständige Valorisierung aller drei lignozellulosehaltigen Fraktionen ist erforderlich, um die Lignocelluloseverarbeitung hin zu Chemikalien aus wirtschaftlicher und ökologischer Sicht rentabler zu machen.

In vielen Lignocellulose-Valorisierungsstrategien ist Lignin ein reines Nebenprodukt, das oft zur Energierückgewinnung verbrannt wird. Derzeit werden nur 1-2% des industriell hergestellten Lignins zur Herstellung von Mehrwertprodukten wie Betonadditiven, Tensiden und Vanillin3verwendet. Dennoch ist es die größte erneuerbare Quelle von Aromaten und hat daher vielversprechende Eigenschaften für die Anwendung als Grundlage für Polymere4, Kohlenstofffasern5und Kraftstoff2. Die Herausforderungen bei der Valorisierung von Lignin liegen in seiner komplexen Struktur und Vielfalt, abhängig vom Ausgangsmaterial und den Extraktionsbedingungen. Darüber hinaus liefern die am weitesten verbreiteten Lignocellulose-Fraktionierungsprozesse aufgrund ihrer Prozessbedingungen sulfoniertes Lignin mit einer hohen Anzahl von C-C-Bindungen zwischen den Monomereinheiten. Daher ist kommerziell erhältliches Lignin schwierig zu depolymerisieren.

Für die Lignocellulosefraktionierung wurden verschiedene Ansätze entwickelt, die sich auf die ganzheitliche Nutzung aller drei Fraktionen konzentrieren. Die meisten Prozesse beruhen auf der Hydrolyse von Hemicellulose, entweder mit verdünnten Säuren und Basen oder unter Verwendung der Autoprotolyse von Wasser bei erhöhten Temperaturen. Als eine der am meisten erforschten Optionen verwenden Organosolv-Prozesse niedrigsiedende organische Lösungsmittel, normalerweise in Kombination mit Wasser. Bekannte Varianten dieses Verfahrens sind das Alcell-Verfahren, bei dem 50% Ethanol verwendet wird, und das Organocell-Verfahren, das im ersten Schritt Methanol verwendet und im zweiten Schritt NaOH hinzufügt. Säureorganologische Prozesse, die Ameisen- oder Essigsäure verwenden, werden ebenfalls beschrieben2. Aufgrund des jüngsten Fokus auf die Valorisierung von Lignin als wichtiges Bioraffinerieprodukt wurden neue Ansätze entwickelt, die die Ligninextraktion mit nachfolgenden oder integrierten Umwandlungsschritten kombinieren, um kleinere Ligninverbindungen und stabilere und wertvollere Produkte zu erhalten6,7,8.

Das OrganoCat Lignocellulose-Fraktionierungsverfahren (OrganoCat) basiert auf einem Zwei-Phasen-System aus Wasser und 2-Methyltetrahydrofuran (2-MTHF)9. Zusätzlich wird eine recycelbare organische Säure als Katalysator verwendet, die Selektiv Hemicellulosen bei milden Temperaturen hydrolysiert. Alle Prozesschemikalien können relativ kostengünstig und biogen hergestellt werden, was die Umweltauswirkungen des Prozesses nach den Prinzipien der Grünen Chemie10senkt. Das Verfahren liefert drei separate Produktströme mit Lignin in der organischen Phase, depolymerisierten Hemicellulosezuckern in der wässrigen Phase und celluloseangereichertem Zellstoff als festen Rückstand. Da die Produktströme leicht getrennt werden können, können nachgelagerte Schritte, Energiebedarf und Materialkosten im Vergleich zu beispielsweise monophasischen Ansätzen deutlich reduziert werden. Das Lignin hat ein relativ niedriges Molekulargewichtund eine hohe Anzahl von β-O-4-Bindungen11. Die depolymerisierten Hemicellulosezucker können zur Fermentation oder Umwandlung in Feinchemikalien verwendet werden12. Der Cellulosezellstoff ist für die enzymatische Depolymerisation leicht zugänglich9.

Das ursprüngliche OrganoCat-Verfahren verwendet Oxalsäure als Katalysator zur Fraktionierung von Lignocellulose. Oxalsäure kann dann durch Kristallisation zurückgewonnen werden9. Dies erhöht jedoch die Prozesskosten für die Kühlung der Reaktion und die teilweise Verdampfung von Wasser. Der teilweise Abbau von Oxalsäure würde die Einnahmen weiter schmälern13. Aus diesem Grund wurde das OrganoCat-Verfahren durch die Einführung von 2,5-Furandicarbonsäure (FDCA) als Katalysator11verbessert. FDCA ist nicht nur ausreichend sauer, um die Reaktion zu katalysieren, sondern kann auch aus Glukose über Dehydratisierung zu 5-Hydroxymethylfurfural und anschließender Oxidation mit metallbasierten Katalysatoren oder Biokatalysatoren14,15,16,17abgeleitet werden . Obwohl der Säuregehalt von FDCA etwas niedriger ist, hat es eine höhere thermische Stabilität als Oxalsäure. FDCA hat eine geringe Löslichkeit in Wasser bei Raumtemperatur, was eine einfache Rückgewinnung aus der wässrigen Phase nach der Reaktion ermöglicht.

Ein Scale-up des OrganoCat-Verfahrens wurde erfolgreich zu einem 3-Liter-Reaktor18entwickelt. Weitere Studien zu OrganoCat-Lignin ergaben, dass eine antisolvente Fällung mit n-Hexanoder n-Pentaneine energieeffiziente Ligninrückgewinnung ermöglicht19. Es war möglich, Ligninfraktionen mit unterschiedlichen Molekulargewichten20zu erhalten. Dieser Beitrag stellt die vollständige präparative Methode für einen skalierbaren, einstufigen Fraktionierungsprozess von lignozellulosehaltiger Biomasse unter Verwendung von FDCA als Katalysator vor. Dieser Prozess ergibt extrahiertes Lignin, depolymerisierte Hemicellulosen und Cellulosezellstoff in drei leicht trennbaren Produktströmen.

Protokoll

HINWEIS: Der Prozess kann jederzeit unterbrochen werden, indem die Proben bei Raumtemperatur (für einige Tage) oder im Kühlschrank (für längere Zeit) belassen werden. Weitere Informationen zu den in diesem Protokoll verwendeten Materialien finden Sie in der Materialtabelle.

1. Buchenholzpartikel

  1. Erzeugen Sie die gewünschte Partikelgröße von Buchenholz (Fagus sp.) mit einer Schneidmühle mit einem 10-mm-Sieb und trocknen Sie die Partikel bei 50 °C auf konstante Masse (~24 h), wobei ein Restfeuchtegehalt von ~10% Wasser verbleibt.

2. Lignozellulose-Fraktionierung und Aufarbeitung

  1. Lignocellulose-Vorbehandlung und Fraktionierung
    1. Suspendieren Sie 500 mg Buchenholzpartikel (Fagus sp.) partikel und 78,0 mg (0,5 mmol, 0,1 M) FDCA in 5 mL Reinstwasser bei Raumtemperatur in einem 25 mL Edelstahl-Hochdruckreaktor. 5 ml 2-MTHF und einen Rührstab zur Suspension geben und den Reaktor verschließen. Den Reaktor auf einer Heizplatte bei einer Rührgeschwindigkeit von 1500 U/min für 1 h auf 160 °C erhitzen.
    2. Lassen Sie die Reaktion über einen Zeitraum von ~10 min in Eiswasser auf Raumtemperatur abkühlen. Öffnen Sie den Reaktor, geben Sie 52,5 μL NaOH-Lösung (50 Gew.-% NaOH in destilliertem Wasser) hinzu und rühren Sie 15 min bei Raumtemperatur und 500 U / min auf einer Rührplatte.
  2. Isolierung der organischen Phase und Ligninquantifizierung
    1. Zentrifugieren Sie die Mischung (Raumtemperatur, 5 min, 1880 × g). Verwenden Sie eine Pipette, um die organische Phase (2-MTHF) auf einen 50-ml-Rundkolben zu übertragen.
    2. Die organische Phase wird in einem Rotationsverdampfer (40 °C, 200 U/min, 180 mbar) verdampft, bis eine feste und trockene Ligninfraktion erhalten wird. Bestimmen Sie die Ligninausbeute durch Wiegen mit einer Analysenwaage. Lagern Sie das feste Lignin bei Raumtemperatur zur weiteren Analyse.
  3. Trennung von fester, mit Zellulose angereicherter Zellstoff und wässriger Phase
    1. Filtrieren Sie die wässrige Phase mit einem Zellulosefilterpapier (17-30 μm Porengröße) in einem Trichter, um den mit Zellulose angereicherten Zellstoff zu isolieren, und übertragen Sie die wässrige Phase auf eine 5-ml-Durchstechflasche. Waschen Sie das Fruchtfleisch bis zum neutralen pH-Wert mit 3 x 25 ml Wasser und lagern Sie die Waschlösung separat in einem 100-ml-Becherglas. Trocknen Sie den Zellstoff bei 80 °C auf konstante Masse (~24 h).
    2. Bestimmen Sie die Ausbeute an getrocknetem Zellstoff durch Wiegen mit einer Analysenwaage.
  4. FDCA-Rückgewinnung und Isolierung der wässrigen Phase
    1. Stellen Sie den pH-Wert der wässrigen Phase und der Waschlösung ab Schritt 2.3 getrennt unter ständigem Rühren auf pH 1 mit konzentriertem HCl ein, während die Lösung in einem Eisbad abgekühlt wird. Kontrollieren Sie den pH-Wert mit universellem Indikatorpapier.
    2. Den ausgefällten Feststoff (FDCA) aus beiden Lösungen filtrieren, die Rückstände kombinieren und bei 80 °C auf konstante Masse (~24 h) trocknen. Entsorgen Sie die Wäschen. Bestimmen Sie die FDCA-Ausbeute durch Wiegen mit einer Analysenwaage.
    3. Die wässrige Phase wird in einen 25-ml-Kolben überführt und zur Analyse bei 4 °C gelagert.
  5. Probenvorbereitung für die Furfuralquantifizierung
    1. Führen Sie ein separates Experiment durch, um die Menge an Furfural zu bestimmen. Wiederholen Sie die Schritte 2.1.1-2.2.1.
    2. 40 mg n-Dekanals internen Standard zu der gesammelten organischen Lösungsmittelfraktion geben und zur Analyse aufbewahren.

3. Analyse

  1. Analyse von Zucker in der wässrigen Phase mittels Hochleistungs-Anionenaustauschchromatographie mit gepulster amperometrischer Detektion (HPAEC-PAD)
    1. Verdünnen Sie 10 μL der in Schritt 2.4.3 gesammelten wässrigen Phase mit 190 μL destilliertem Wasser. 10 μL 2 mM 2-Desoxy-D-Glucose in die verdünnte Probe geben.
    2. Führen Sie die Trennung von Monosacchariden auf einer Monosaccharid-Separatorsäule mit einer Durchflussrate von 0,5 ml∙min-1durch und injizieren Sie die Probe nach Deren Äquilibrierung mit 2 mM NaOH für 10 min. Trennen Sie die neutralen Zucker mit 2 mM NaOH über 18 min. Anschließend verwenden Sie 550 mM NaOH für 10 min, um die Harnsäuren zu trennen. Spülen Sie die Säule mit 800 mM NaOH für 10 min.
      HINWEIS: Die Software normalisiert die Mengen an Monosacchariden auf die Menge des internen Standards und quantifiziert sie unter Verwendung von Standardkalibrierungskurven der verschiedenen Monosaccharide.
  2. Ligninanalyse über 1H-13C heteronukleare Einzelquantenkorrelation Kernspinresonanz (1H-13C-HSQC NMR)
    1. ~50 mg Lignin in 0,5 ml deuteriertem Dimethylsulfoxid ([d6] DMSO) lösen und die Mischung in ein NMR-Röhrchen überführen. Durchführung von 1H-13C HSQC (Messzeit 220 min) NMR-Messungen mit einem 400 MHz Spektrometer.
    2. Bestimmen Sie die Arten von Verknüpfungen, die im Lignin vorhanden sind, indem Sie das Spektrum verwenden.
      1. Beziehen Sie sich auf die chemische Verschiebung des Spektrums auf das DMSO-Signal (δ(1H) = 2.500 ppm; δ(13C) = 39,52 ppm).
      2. Führen Sie eine manuelle Phasenkorrektur auf beiden Achsen durch, bis alle Signale positiv sind, und führen Sie dann eine Baseline-Korrektur durch.
      3. Integrieren Sie die Signale der aromatischen Einheiten und die Verknüpfungen des Lignins; siehe Tabelle 1 für die chemischen Verschiebungen.
    3. Berechnen Sie die Summe der aromatischen Einheiten (arom.) mit der folgenden Formel:
      Σ(arom.) = (S2,6 /2) + ((G2 +G5)/ 2) +(H2,6 / 2) (1)
      Wobei Si das Integral über dem Signal ist, das den 2 und 6 Syringylprotonen entspricht, Gi die Integrale über den Signalen, die den 2 und 5 Guajakylprotonen entsprechen, und Hi das Integral über dem Signal, das den 2 und 6 p-Hydroxyphenylprotonen entspricht.
    4. Berechnen Sie den Prozentsatz jeder Einheit anhand der folgenden Formeln:
      S = (S2,6/ 2) / Σ(arom.) × 100% (2)
      G =((G2 + G5)/ 2) / Σ(arom.) × 100% (3)
      H =(H2,6 / 2) / Σ(arom.) × 100% (4)
      Wobei S, G und H die Prozentsätze der jeweiligen Monomere -Syringyl- (S), Guaiacyl- (G) und p-Hydroxyphenyl (H) -Monomereinheiten pro 100 Monomereinheiten sind.
    5. Berechnen Sie die Anzahl der Verknüpfungen pro 100 Einheiten mithilfe der folgenden Formeln:
      β-O-4 Verknüpfungen = α β-O-4 / Σ(arom.) × 100% (5)
      Verknüpfungen = (α β-β + β β-β + γ β-β) / Σ(arom.) × 100% (6)
      Verknüpfungen = (α β-5 + β β-5 + γ β-5) / Σ(arom.) × 100% (7)
      Wobei α, β und γ das Integral über dem Signal ist, das den α-, β- und γ-Protonensignalen der entsprechenden β-O-4-, β-β- und β-5-Verbindungen entspricht.
      HINWEIS: Die Verbindungen werden als Verknüpfung pro 100 Monomereinheiten angegeben. Aufgrund der Überlappung derPeaks wird β-O-4 nur mit dem α Protonensignal berechnet. β-β- und β-5-Gestänge werden anhand aller Signale der entsprechenden Verknüpfung berechnet.
  3. Analyse der Gelpermeationschromatographie (GPC)
    1. 10 mg getrocknetes Lignin und 1 mg Glucose (als interner Standard) in 1 mL einer 0,1 M NaOH und 0,01 Gew.%igNaN3 wässrigen Lösung in einer 1,5 mL Gaschromatographie (GC)-Durchstechflasche aufzulösen. Schließen Sie die GC-Durchstechflasche mit einer Kappe mit Septum.
    2. Injizieren Sie 100 μL der Probe in ein Hochleistungsflüssigkeitschromatographiesystem (HPLC), das mit einem Ultraviolettdetektor ausgestattet ist und eine Wellenlänge von λ = 280 nm überwacht. Verwenden Sie ein System, bestehend aus einem vorspulenprogrammierten Temperatur-Split/Splitless-Injektorsystem mit polarer Kieselsäure (8 mm x 50 mm) und drei Gelsäulen (8 mm x 300 mm, Partikeldurchmesser: 5 μm, Nominenbreite: 1000 Å) bei einer Durchflussrate von 1 ml min-1. Beziehen Sie die erhaltenen Daten auf das Signal des internen Standards (Glucose). Berechnen Sie die Massenverteilung mit der Software, bezogen auf eine externe Kalibrierung mit Poly(styrolsulfonat) in einem Bereich von 266 bis 65000 Da.
  4. Furfural-Quantifizierung mittels GC
    1. 20 mg n-Dekanals interner Standard in die organische Phase der OrganoCat-Vorbehandlung gegeben. Übertragen Sie 1 ml der organischen Phase in eine 1,5 ml GC-Durchstechflasche.
    2. Injizieren Sie 1 μL dieser Lösung in einen Gaschromatographen unter Verwendung einer 30 m Säule mit einer stationären Phase aus polarem Polyurethanglykol und Helium als Trägergas mit einer Durchflussrate von 1,5 mlmin-1 und einem Flammenionisationsdetektor. Stellen Sie die Anfangstemperatur auf 50 °C, erhöhen Sie sie dann um 8 °C min-1 bis 250 °C und halten Sie sie 5 min lang bei 250 °C.
    3. Quantifizieren Sie Furfural unter Verwendung der von der Software vorgegebenen Integrale (Int) und eines extern berechneten Korrekturfaktors (cf).
      1. Bereiten Sie eine Probe von 1 mg Furfural und 5 mg n-Decanin 1 ml 2-MTHF vor und injizieren Sie sie mit dem oben genannten Verfahren in den GC. Berechnen Sie den Korrekturfaktor wie folgt:
        cf = (Int(n-decan) / m(n-decane)) / (Int(furfural) / Int(furfural)) (8)
      2. Verwenden Sie den Korrekturfaktor, um die Furfuralmenge in der unbekannten Probe mit der folgenden Formel zu berechnen:
        m(furfural) = m(n-decan) / Int(n-decane) × cf × Int(furfural) (9)
  5. Cellulose-angereicherte Zellstoffhydrolyse
    1. Durchführung der Zellstoffhydrolyse von mit Cellulose angereicherten Rückständen aus der OrganoCat-Vorbehandlung in einem Heizblock mit Mischung (siehe Materialtabelle)unter Verwendung von 1,5 ml Fläschchen.
    2. 20 mg celluloseangereicherter Zellstoff und 10 μL Cellulase (60 Filterpapiereinheiten (FPU)mL-1 und 82 Cellobiaseeinheiten (CBU)mL-1) zu 1 mL Citratpuffer (pH = 4,5) in einer 1,5 ml Durchstechflasche zugeben und bei 50 °C für 0 h, 1 h oder 72 h schütteln. Anschließend die Proben 10 min auf 99 °C erhitzen, um die Enzyme zu denaturieren.
    3. Bestimmen Sie die Glukosekonzentration mit einem Glukose (Hexokinase) Assay-Kit.

Ergebnisse

Ein typischer Satz von Bedingungen für den Lignocellulose-Vorbehandlungs- und Fraktionierungsprozess OrganoCat (OrganoCat) verwendet 0,1 M FDCA als Katalysator, eine Biomassebeladung von 100 gL-1 (Buchenholz, im Vergleich zur wässrigen Phase), 1 h Reaktionszeit und 160 °C als Reaktionstemperatur. Die Zusammensetzung von Buchenholz wurde an anderer Stelleveröffentlicht 21 (~48% Cellulose, 27% Hemicellulose, 26% Lignin). Abbildung 1 zeigt das extrahierte Hemicellulosehydrolysat mit diesen Bedingungen sowie längerer Reaktionszeit (3 h) und niedrigerer Temperatur (140 °C).

Unter härteren Bedingungen, z.B.höherer Temperatur und längerer Reaktionszeit, kann dies zu höheren Extraktionsausbeuten führen, führt aber auch zu einem stärkeren Abbau der Produkte - Furfural ist ein Abbauprodukt von Xylose, während 5-(Hydroxymethyl)furfural (5-HMF) das entsprechende Abbauprodukt von Glucose ist. Eine höhere Menge an Furfural wurde in den Produkten (verteilt zwischen der wässrigen und der organischen Phase) mit einer Reaktionszeit von 3 h bei 160 °C festgestellt. Da die Zuckerabbauprodukte hochreaktiv sind und dazu neigen, Humine-Oligomere von Furanen und Zuckern zu bilden, könnte die kürzere Reaktionszeit bei höheren Temperaturen als guter Kompromiss zwischen hoher Extraktionseffizienz und geringem Zuckerabbau angesehen werden.

Die Menge an extrahiertem Lignin steht in direktem Zusammenhang mit der Reaktionstemperatur und -zeit. Abbildung 2 zeigt die Menge des extrahierten Lignins, den β-O-4-Verknüpfungsgehalt und die massendurchschnittlichen molaren Massen der extrahierten Lignine. Während die extrahierte Ligninausbeute mit längerer Reaktionszeit steigt, verringertsich die Anzahl der intakten β-O-4-Bindungen bei der Reaktion für 3 h statt 1 h um etwa die Hälfte. Die Senkung der Reaktionstemperatur von 160 °C auf 140 °C hat einen viel geringeren Einfluss auf das Lignin,was zu einer etwas geringeren Ausbeute, einer geringeren massendurchschnittlichen molaren Masse und einem höheren β-O-4-Gehalt führt.

Da die enzymatische Hydrolyse von (Lingo-)Cellulose ein gängiger Indikator für die Aufschlusseffizienz ist, wurde ein kommerzieller Cellulosecocktail auf die verschiedenen OrganoCat-Pulpen aufgebracht, die sich aus den oben genannten OrganoCat-Reaktionsbedingungssätzen ergeben (Abbildung 3). Da die Cellulase nicht für die Substrate optimiert ist, ist die Gesamtzellulosekonversion nicht mit der Leistung auf dem neuesten Stand der Technik vergleichbar; es ermöglicht jedoch den Vergleich der verschiedenen Zellstoffe miteinander. Die längere Reaktionszeit zeigt einen signifikanten Einfluss auf die anfängliche Reaktionszeit und die Glukoseausbeute nach 72 h und verbessert sich um den Faktor ~2,5. Die Senkung der Temperatur scheint einen viel geringeren Einfluss zu zeigen, was bedeutet, dass der Hauptfaktor, der die Unterschiede in der enzymatischen Verdaulichkeit innerhalb dieser Behandlung verursacht, der Grad der Delignifikation ist.

figure-results-1
Abbildung 1: Zuckerextraktion und Furfuralherstellung im OrganoCat-Verfahren mit 0,1 M2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator und 100 gL-1 Buchenholz (im Vergleich zur wässrigen Phase) bei unterschiedlichen Reaktionstemperaturen und -zeiten wie auf der x-Achse11angegeben. Alle Experimente wurden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt. Der Mittelwert wird mit der Standardabweichung angezeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-2
Abbildung 2: Menge und Analyse des nach dem OrganoCat-Verfahren extrahierten Lignins mit 0,1 M2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator und 100 gL-1 Buchenholz (im Vergleich zur wässrigen Phase) bei unterschiedlichen Reaktionstemperaturen und -zeiten, wie auf der x-Achse11angegeben. Die Ligninerträge wurden in dreifacher Ausfertigung berechnet. Der Mittelwert wird mit der Standardabweichung angezeigt. Molekülmasse und Verknüpfungen wurden aus repräsentativen Einzelexperimenten abgeleitet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-3
Abbildung 3: Enzymatische Hydrolyse von Pulpen. Glukoseausbeuten nach 72 h (blaue Balken) und Reaktionsgeschwindigkeiten innerhalb der ersten Stunde (graue Balken) aus der Hydrolyse von unbehandeltem Buchenholz und celluloseangereicherten Zellstoffen aus OrganoCat mit 0,1 M2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator und 100 gL-1 Buchenholz (im Vergleich zur wässrigen Phase) bei unterschiedlichen Reaktionstemperaturen und -zeiten, wie auf der x-Achse angegeben. Cellulase wurde auf die verschiedenen Substrate bei 50 °C für bis zu 72 h in zerknirschtem Puffer (pH 4,5)11aufgetragen. Alle Experimente wurden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt. Der Mittelwert wird mit der Standardabweichung angezeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

EinheitSchicht δ(1H)(13C)GestängeSchicht δ(1H)(13C)
[ppm][ppm]
S2,6 (6.95–6.46) (106.8–101.9)α β-O-4(5.08–4.69) (75.8–69.9)
G2 (7.12–6.72) (113.4–108.7)α β-β(4.72–4.58) (87.46–84.0)
G5 (7.04–6.51) (117.8–113.4)β β-β(3.35–3.11) (62.0–57.9)
H2,6 (7.01–6.8) (129.1–123.2)γ β-β 1(4.26–4.09) (73.0–70.0)
γ β-β 2(3.87–3.71) (73.0–70.0)
α β-5(5.51–5.41) (88.8–86.6)
β β-5(3.52–3.42) (54.0–52.1)
γ β-5(3.80–3.67) (64.1–62.1)

Tabelle 1: Chemische Verschiebungen, bestimmt durch 1H-13 C heteronukleare Einzelquantenkorrelation Kernspinresonanz (1H-13C-HSQC NMR) für verschiedene Bindungen in Lignin. Abkürzungen: S = Syringyleinheit, G = Guajakyleinheit, H = p-Hydroxyphenyleinheit.

Diskussion

Die beschriebene Fraktionierung von Lignocellulose zeigt einen Kompromiss zwischen Hemicellulosehydrolyseeffizienz und Selektivität, um den Zuckerabbau zu Furanen zu vermeiden, abhängig von Reaktionszeit und Temperatur (Abbildung 1). Die Ligningewinnung wurde in ähnlicher Weise durch die härteren Bedingungen beeinflusst. Insbesondere die Reduzierung vonβ-O-4-Bindungen und die Erhöhung des massendurchschnittlichen Molekulargewichts durch Rekondensation bei höherer Temperatur und Reaktionszeit unterstreicht diesen Kompromiss, der eingegangen werden muss. Die Auswahl von Reaktionszeit und Temperatur ist daher ein kritischer Schritt in diesem Lignocellulose-Fraktionierungsprozess. Da die Effizienz der enzymatischen Hydrolyse hauptsächlich durch Delignifikation im FDCA-katalysierten OrganoCat-Prozess bestimmt zu werden scheint, bieten die härtesten Verarbeitungsbedingungen den am besten zugänglichen Zellstoff. Andere Variationen des Verfahrens9,11,18,22, z.B. unter Verwendung verschiedener Katalysatoren, zeigen, dass die Stärke des Katalysators und der endgültige pH-Wert in der reaktiven Lösung den stärksten Einfluss auf die Prozesseffizienz haben. Modifikationen des Verfahrens, z.B.Vorschwellung mit Phosphorsäure, haben sich nachweislich auch positiv auswirken22. Aufgrund der Vielfalt in der Zusammensetzung muss der Prozess jedoch in Abhängigkeit von den verschiedenen Rohstoffen optimiert werden21. Unter Berücksichtigung der Gesamtprozessleistung muss die nachgeschaltete Reinigung der abgetrennten Fraktionen berücksichtigt werden, weshalb die Selektivität eine große Rolle spielt. Im Vergleich zu anderen organosolvartigen Prozessen verwendet OrganoCat ein biphasisches Wasser/2-MTHF-System, das die Hauptkomponenten in drei relativ einfachen, getrennten Strömen bereitstellt. Auf diese Weise können weiter nachgelagerte und daraus resultierende Energie- und Ausrüstungskosten gesenkt werden13,18.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Danksagungen

Diese Arbeiten wurden im Rahmen der Exzellenzcluster "Tailor-Made Fuels from Biomass" und "Fuel Science Center" durchgeführt, die durch die Exzellenzinitiative der Deutschen Forschungsgemeinschaft zur Förderung von Wissenschaft und Forschung an deutschen Hochschulen gefördert werden, sowie im Rahmen des Bioeconomy Science Center (BioSC), das im Projekt AP³ Focus Lab gefördert wird. Die wissenschaftlichen Aktivitäten des Bioeconomy Science Center wurden vom Ministerium für Innovation, Wissenschaft und Forschung im Rahmen des NRW Strategieprojekt BioSC (Nr. 313/323-400-002 13) finanziell unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1200 HPLC-SystemAgilentn.a.wurde für den Größenausschluss Chomatogaphie
verwendet 2,5-FurandicarbonsäureTCI Deutschland GmbHF0710Reinheit:  >98,0%(T)(HPLC)
2-MethyltetrahydrofuranCarl Roth GmbH6845.4SOLVAGREEN  ≥ 99 %, extra reine
Accellerase 1500Bereitgestellt von Genencor (60  FPU  mL-1 und 82  CBU  mL-1; 2300 AE Leiden, Niederlande)n.a.cellulasefür die Hydrolyse von Zellstoff
aus Buchenholz (Fagus sp.)n.a.BioTek
Power Wave HT UV-Vis SpektrometerBioTek Germany, 74177 Bad Friedrichshall, GermanyBT-RPRWI
Bruker AS400 (400  MHz) SpektrometerBruker, Billerica, MA 01821, USA
CarboPac PA20 SäuleDionex302747Monosaccharid-Separator-Säule für Hochleistungs-Anionenaustauschchromatographie
Zentrifuge 5430 REppendorf5428000610
Focus GCThermo Fischern.a.gas
Chromatograph Glukose (Hexokinase) Assay BausatzSigma-AldrichGAHK20-1KT
GPC- Vorsäule PSS PolarSil in DMAcPSS Polymer Strandards Service GmbHPSA080505Vorsäule mit polarer Kieselsäure (8 x 50 mm)
HP-INNOwax Säule 30 mAgilent J & W19091N-213IEGC-Säule mit polarer stationärer Phase aus Polyethylenglykol
PSS MCXPSS Polymer Strandards Service GmbH MCA0830051E3Gelsäulen (8 x 300 mm, Partikeldurchmesser: 5 & Mikro; m, nominale Porenweite: 1000 & Aring;
ThermoMixerEppendorfn.a.Misch- und Heizblock
Tinyclave Stahl Typ 3 / 25 mLBü Chi49,33,45,10,000100 bar, 200 ° C
n.a.HSQC-NMR-Analyse

Referenzen

  1. Isikgor, F. H., Becer, C. R. Lignocellulosic biomass: a sustainable platform for the production of bio-based chemicals and polymers. Polymer Chemistry. 6 (25), 4497-4559 (2015).
  2. Azadi, P., Inderwildi, O. R., Farnood, R., King, D. A. Liquid fuels, hydrogen and chemicals from lignin: A critical review. Renewable & Sustainable Energy Reviews. 21, 506-523 (2013).
  3. Aro, T., Fatehi, P. Production and application of lignosulfonates and sulfonated lignin. ChemSusChem. 10 (9), 1861-1877 (2017).
  4. Kai, D., et al. Towards lignin-based functional materials in a sustainable world. Green Chemistry. 18 (5), 1175-1200 (2016).
  5. Fang, W., Yang, S., Wang, X. -L., Yuan, T. -Q., Sun, R. -C. Manufacture and application of lignin-based carbon fibers (LCFs) and lignin-based carbon nanofibers (LCNFs). Green Chemistry. 19 (8), 1794-1827 (2017).
  6. Linger, J. G., et al. Lignin valorization through integrated biological funneling and chemical catalysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (33), 12013-12018 (2014).
  7. Liao, Y., et al. A sustainable wood biorefinery for low-carbon footprint chemicals production. Science. 367 (6484), 1385-1390 (2020).
  8. Galkin, M. V., Samec, J. S. M. Lignin valorization through catalytic lignocellulose fractionation: a fundamental platform for the future biorefinery. ChemSusChem. 9 (13), 1544-1558 (2016).
  9. vom Stein, T., et al. From biomass to feedstock: one-step fractionation of lignocellulose components by the selective organic acid-catalyzed depolymerization of hemicellulose in a biphasic system. Green Chemistry. 13 (7), 1772-1777 (2011).
  10. Anastas, P. T. Meeting the challenges to sustainability through green chemistry. Green Chemistry. 5 (2), 29-34 (2003).
  11. Weidener, D., et al. One-step lignocellulose fractionation by using 2,5-furandicarboxylic acid as a biogenic and recyclable catalyst. ChemSusChem. 11 (13), 2051-2056 (2018).
  12. vom Stein, T., Grande, P. M., Leitner, W., Domínguez de María, P. Iron-catalyzed furfural production in biobased biphasic systems: from pure sugars to direct use of crude xylose effluents as feedstock. ChemSusChem. 4 (11), 1592-1594 (2011).
  13. Viell, J., Harwardt, A., Seiler, J., Marquardt, W. Is biomass fractionation by Organosolv-like processes economically viable? A conceptual design study. Bioresource Technology. 150, 89-97 (2013).
  14. Ait Rass, H., Essayem, N., Besson, M. Selective aerobic oxidation of 5-HMF into 2,5-furandicarboxylic acid with Pt catalysts supported on TiO2 - and ZrO2 -based supports. ChemSusChem. 8 (7), 1206-1217 (2015).
  15. Yi, G., Teong, S. P., Zhang, Y. Base-free conversion of 5-hydroxymethylfurfural to 2,5-furandicarboxylic acid over a Ru/C catalyst. Green Chemistry. 18 (4), 979-983 (2016).
  16. Ardemani, L., et al. Solid base catalysed 5-HMF oxidation to 2,5-FDCA over Au/hydrotalcites: fact or fiction. Chemical Science. 6 (8), 4940-4945 (2015).
  17. Domínguez de María, P., Guajardo, N. Biocatalytic valorization of furans: opportunities for inherently unstable substrates. ChemSusChem. 10 (21), 4123-4134 (2017).
  18. Grande, P. M., et al. Fractionation of lignocellulosic biomass using the OrganoCat process. Green Chemistry. 17 (6), 3533-3539 (2015).
  19. Holtz, A., et al. Process development for separation of lignin from OrganoCat lignocellulose fractionation using antisolvent precipitation. Separation and Purification Technology. 236, 116295(2020).
  20. Weidener, D., et al. Lignin precipitation and fractionation from OrganoCat pulping to obtain lignin with different sizes and chemical composition. Molecules. 25 (15), 3330(2020).
  21. Weidener, D., et al. Multiscale analysis of lignocellulose recalcitrance towards OrganoCat pretreatment and fractionation. Biotechnology for Biofuels. 13 (1), 155(2020).
  22. Weidener, D., et al. Lignocellulose fractionation using recyclable phosphoric acid: lignin, cellulose, and furfural production. ChemSusChem. 14 (3), 909-916 (2020).

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

BiomassefraktionierungLigninextraktionCelluloseanreicherungHemicellulosehydrolyseFDCA Katalysator2 MTHF L sungsmittelZentrifugationstrennungRotationsverdampfung
Fraktionierung von Lignozellulose-Biomasse mit dem OrganoCat-Verfahren
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.