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Methodenartikel

Positronen-Emissionstomographie-Bildgebung zur In-Vivo-Messung des Myelingehalts im Lysolecithin-Rattenmodell der Multiplen Sklerose

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DOI:

10.3791/62094

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28. Februar 2021

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1Laboratory of Nuclear Medicine (LIM-43), Departamento de Radiologia e Oncologia, Faculdade de Medicina, Universidade de Sao Paulo, 2Nuclear Medicine Division, Hospital Sirio-Libanes

In diesem Artikel

Erratum-Hinweis

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Zusammenfassung

Dieses Protokoll hat das Ziel, in vivo Myelin-Änderungen (Demyelination und Remyelination) durch Positronen-Emissionstomographie (PET) Bildgebung in einem Tiermodell der Multiplen Sklerose zu überwachen.

Zusammenfassung

Multiple Sklerose (MS) ist eine neuroinflammatorische Erkrankung mit expandierender axonaler und neuronaler Degeneration und Demyelination im zentralen Nervensystem, was zu motorischen Funktionsstörungen, psychischen Behinderungen und kognitiven Beeinträchtigungen während des MS-Fortschritts führt. Die Positronenemissionstomographie (PET) ist eine bildgebende Technik, die in der Lage ist, zelluläre und molekulare Veränderungen in vivo zu quantifizieren.

Radiotracer mit Affinität zu intaktem Myelin können für die In-vivo-Bildgebung von Myelin-Inhaltsänderungen im Laufe der Zeit verwendet werden. Es ist möglich, entweder eine Erhöhung oder Abnahme des Myelingehalts zu erkennen, was bedeutet, dass diese bildgebende Technik Demyelination und Remyelination Prozesse des zentralen Nervensystems erkennen kann. In diesem Protokoll zeigen wir, wie man MIT PET-Bildgebung Myelin-Änderungen im Lysolecithin-Rattenmodell erkennt, das ein Modell der fokalen Demyelinationenläsion ist (induziert durch stereotaktische Injektion) (d. h. ein Modell der Multiplen Sklerose- Erkrankung). 11 Die C-PIB PET-Bildgebung wurde zu Beginn und 1 Woche und 4 Wochen nach der stereotaxic-Injektion von Lysolecithin 1% im rechten Striatum (4 l) und Corpus callosum (3 l) des Rattenhirns durchgeführt, was eine Quantifizierung der fokalen Demyelination (Injektionsstelle nach 1 Woche) und des Remyelinationsprozesses (Injektionsstelle nach 4 Wochen) ermöglicht.

Myelin PET Imaging ist ein interessantes Werkzeug zur Überwachung von In-vivo-Änderungen im Myelingehalt, das für die Überwachung der demyelinisierenden Krankheitsprogression und therapeutischen Reaktion nützlich sein könnte.

Einleitung

Multiple Sklerose (MS) ist eine neuroinflammatorische Erkrankung, die das zentrale Nervensystem betrifft, gekennzeichnet durch Entzündung, Demyelination, und axonalen Verlust1. Die Prognose dieser Krankheit ist auch bei Fortschritten in der Behandlung variabel, und es ist eine der häufigsten Ursachen für neurologische Defizite bei jungen Menschen1. Die Diagnose von MS basiert auf den Kriterien der klinischen Manifestation und Visualisierung charakteristischer Läsionen durch Magnetresonanztomographie (MRT)2,3.

Positronen-Emissionstomographie (PET) kann ein nützliches Werkzeug zur In-vivo-Überwachung der MS-Progression und therapeutischer Wirkungen sein. Die Pittsburgh Verbindung B Radiotracer (PIB) mit Kohlenstoff-11 (11C-PIB) markiert ist weit verbreitet, um β-Amyloid-Plaques zu quantifizieren; jedoch wurde in den letzten zehn Jahren untersucht, um myelin-Gehalt zu quantifizieren und dynamische Demyelination und Remyelination4,5,6zu zeigen.

Verschiedene Amyloid-PET-Tracer (11C-PIB, 18F-Florbetaben,18F-Florbetapir, 18F-Flutemetamol) können verwendet werden, um Myelin zu quantifizieren und wichtige Informationen über das Fortschreiten der Krankheit und die therapeutische Reaktion zu liefern, was die Identifizierung von Demyelinationen- und Remyelinationsprozessen ermöglicht, ohne die Interferenz von Neuroinflammation, die bei herkömmlichen Magnetresonanzbildern auftreten kann (MRT)7. Amyloid PET-Bildgebung zeigte eine verminderte Tracer-Aufnahme bei aktiven MS-Patienten im Vergleich zu nicht-aktiven Patienten, was durch frühe Schäden an weißer Materie bei den aktiven Patienten erklärt werden konnte8. Niedrigere Amyloid Tracer Aufnahme war auch mit kognitiven Rückgang in einer Folgestudie verbunden, zeigt diese Technik ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung der Pathophysiologie der Krankheit und klinische Ergebnisse9.

Das Lysolecithin (LPC) Rattenmodell ist ein chemisch induziertes Modell der Multiplen Sklerose, bei dem das injizierte Toxin LPC eine hohe Reaktion von Makrophagen induziert, die zu einer erhöhten Entzündung und folglich zu Einer Demyelination10,11führt. Die Demyelination ist in ca. 4 Wochen schnell umgekehrt, was dies zu einem guten Modell für die Bewertung von Demyelinationen- und Remyelinationenprozessen bei Nagetieren macht. Dieses Modell wurde bereits mit PET-Bildgebung bewertet, mit guten Ergebnissen und Korrelation mit post-mortem Essays12.

Hier stellen wir das Protokoll für Myelin PET-Bildgebung mit 11C-PIB im Lysolecithin-Rattenmodell vor, das diese bildgebende Technik als nützliches Werkzeug zur In-vivo-Messung des Myelingehalts zeigt.

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Protokoll

Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Nationalen Rates zur Kontrolle von Tierversuchen (CONCEA, Brasilien) durchgeführt und von der Ethikkommission für Tierforschung der Medizinischen Fakultät der Universität Sao Paulo (CEUA-FMUSP, Brasilien - Protokollnummer: 25/15) genehmigt.

HINWEIS: In diesem Protokoll zeigen wir, wie man ein Lysolecithin-Rattenmodell der Multiplen Sklerose induziert und wie man die Myelin-PET-Bilder erfasst und analysiert.

1. Lysolecithin Lösungsvorbereitung

  1. Lysolecithin (L-α-Lysophosphatidylcholin aus Eigelb) auf analytischer Skala mit einem konischen Kunststoffrohr (1,5 ml) wiegen.
  2. Fügen Sie sterile Kochchen in das Rohr, um 1% Lösung zu machen (zum Beispiel: wiegen 1 mg Lysolecithin und lösen Sie es mit 100 L Kochchen) und lösen Sie das Lysolecithin durch Schütteln der Röhre (schütteln von Seite zu Seite und nicht drehen von oben nach unten).
  3. Bereiten Sie die Lösung kurz vor Beginn der Tiermodellinduktion vor (nicht die endgültige Fertiglösung auflagern).

2. Lysolecithin Rattenmodell - Stereotaxic Chirurgie

  1. Verwenden Sie männliche Wistar Ratten mit einem Gewicht zwischen 220 - 270 g. Verwenden Sie Handschuhe und Maske während aller Eingriffe.
  2. Induzieren Sie eine Anästhesie mit 5% Isofluran, gemischt in 100%O2 (1 L/min) mit einer Induktionsbox. Prüfen Sie, ob das Tier durch Beobachtung der Bewegungsunfähigkeit befruchtet wird (nur die Atmung sollte beobachtet werden).
  3. Legen Sie das Tier in stereotaxic Apparat auf einem Heizkissen. Fixieren Sie die Nase und die Ohren des Tieres an der Ausrüstung.
    HINWEIS: Details zur Durchführung einer stereotaxic-Chirurgie finden Sie in der JoVE Science Education Database. Neurowissenschaften. Nagetier Stereotaxic Chirurgie. JoVE, Cambridge, MA, 2021.
    1. Überwachen Sie die Anästhesie für den gesamten Eingriff (einschließlich Operation und Bildaufnahme). Um die Isoflurankonzentration anzupassen, beachten Sie die Atmungsrate des Tieres. Eine schnelle Atemfrequenz erfordert eine höhere Konzentration und eine langsame Atemfrequenz eine niedrigere Anästhesiekonzentration.
  4. Injizieren Sie das Schmerzmittel (Ketoprofen - 5 mg/kg) subkutan (verdünnen Sie das Medikament auf 1 ml in Derin, dies wird helfen, das Tier zu hydratisieren).
  5. Setzen Sie Augencreme in die Augen des Tieres, um vor Austrocknung zu schützen.
  6. Verwenden Sie eine 0,5% Chlorhexidinlösung, um den Schnittbereich zu reinigen.
  7. Injizieren Sie 100 l Lidocainhydrochlorid 2% subkutan in den Bereich des Einschnitts.
  8. Rasieren Sie den Schädelbereich.
  9. Verwenden Sie sterile Instrumente für dieses Verfahren.
  10. Mit einem Skalpell, machen einen Schnitt von etwa 2 cm in der Haut über den Schädel.
  11. Setzen Sie den Schädel mit Bulldogklammern aus.
  12. Verwenden Sie einen Tupfer, um den Schädelbereich mit 1% Wasserstoffperoxidase zu reinigen.
  13. Suchen und markieren Sie das Bregma (ein stereotaxic Ratten-Gehirnatlas kann helfen, das Bregma zu identifizieren).
  14. Positionieren Sie die Hamilton-Spritze (L-Neurosenspritzen) am Bregma.
  15. Positionieren Sie die Hamilton-Spritze anhand des Bregma und eines stereotaxic-Atlas an folgenden Koordinaten: Antero-posterior: -0,30 mm, latero-lateral: -3,0 mm und ventral, bis sie den Schädelknochen berührt, und markieren Sie den Schädel und notieren Sie die Koordinatenausrichtung auf Papier.
  16. Bohren Sie den Schädel an der markierten Koordinate. Vorsicht bei dura mater (schädliche Dura mater kann eine Menge Blutungen verursachen).
  17. Füllen Sie die Hamilton-Spritze mit 7 l Lysolecithin-Lösung (1% in Saline). Ein größeres Volumen kann in die Spritze gelegt werden, aber nur 7 l werden injiziert (nehmen Sie die Blasen aus der Spritze, um das Volumen richtig zu messen).
  18. Positionieren Sie die Hamilton-Spritze an den vorherigen Koordinaten, um die Medikamenteninjektion zu starten (insgesamt 7 l in 3 verschiedene ventrale stereotaktische Koordinaten). Unter Berücksichtigung der zuvor genannten Koordinaten senken Sie die Hamilton-Spritze auf die ventrale Koordinate -5,0 mm.
  19. Sehr langsam 2 l Lysolecithin-Lösung (1 l/10 min) injizieren. Warten Sie 3 min.
  20. Nehmen Sie die Nadel bis zur nächsten ventralen stereotaxic-Koordinate (-4,2 mm) und injizieren Sie langsam 2 l Lysolecithin-Lösung (1 l/ 10 min). Warten Sie 3 min.
  21. Injizieren Sie die dritte ventrale Koordinate -3,0 mm (3 l Lysolecithin-Lösung - 1 l / 10 min).
  22. Warten Sie 5 min und entfernen Sie dann die Hamilton-Spritze aus dem Gehirn.
  23. Naht die Haut.
  24. Entfernen Sie das Tier aus dem stereotaktischen Apparat und lassen Sie das Tier erwachen.
  25. Bringen Sie das Tier in den heimischen Käfig zurück, halten Sie das Tier allein und unter Aufsicht, um Anzeichen von Beschwerden zu überprüfen.
  26. Subkutanes analgetisches (Ketoprofen - 5 mg/kg) in saline verdünntes Subkutanes analgetilösen, bei 24 h und 48 h nach der Operation.

3. PET-Akquisition

  1. Nehmen Sie 7 bis 20 MBq 11C-PIB Radioaktivität in einer Spritze (1 ml ist das maximal zulässige Volumen für die intravenöse Injektion bei Ratten).
  2. Anästhetisieren Sie das Tier mit 5% Isofluran in 100%O2 (1 L/min) mit der Induktionsbox gemischt.
  3. Injizieren Sie 11C-PIB (Radioaktivität in Punkt 4.1 oben) in die Penisvene, oder Schwanzvene der Ratte (beide Verabreichungsstellen sind in Ordnung, die Entscheidung ist eine persönliche Wahl. Wir raten nur, keine retro-orbitale Injektion zu verwenden, da der Standort zu nah an der Region des Interesses (des Gehirns) liegt und die Bildqualität beeinträchtigen kann.
    HINWEIS: Die Bildaufnahme des Basiszeitpunkts wird vor der Stereotaxic-Injektion und die anderen 2 Zeitpunkte nach 1 Woche und 4 Wochen nach der Operation durchgeführt.
  4. Entfernen Sie das Tier aus der Anästhesie, damit das Tier erwachen kann (lassen Sie das Tier auf einem warmen Pad, bis es vollständig wach ist).
  5. Bringen Sie das Tier in den heimischen Käfig zurück.
  6. Warten Sie 30 min auf den nächsten Schritt.
  7. Anästhetisieren Sie die Ratten mit 5% Isofluran in 100%O2 (1 L/min) mit einem Induktionskasten gemischt.
  8. Öffnen Sie die PET-Scanner-Software.
  9. Wählen Sie Scannen > Pet Ready.
  10. Vollständige Details des Hauptermittlers, Studien-ID, Serien-ID, Tier-ID, Tiergewicht (g) und zusätzliche Hinweise. Wählen Sie Weiter.
    HINWEIS: Verwenden Sie Punkt (.) für Dezimalzahl im Tiergewicht.
  11. Bearbeiten Sie den ROI-Bereich für das Scannen (in der Regel zwischen 3 und 8). Dies ist der Bereich, der in das Bild aufgenommen wird (Bereiche zwischen den Zahlen 3 und 8 der Bettabdeckung werden im endgültigen Bild angezeigt).
  12. Positionieren Sie die anästhesierte Ratte auf einem Standard-Rattenbett des PET-Scanners und schalten Sie die Anästhesie ein (3% Isofluran in 100%O2 ist ein guter Anfang, und dann sollte die Anästhesierate bei Bedarf angepasst werden). Um die Anästhesie anzupassen, überprüfen Sie die Überwachungsdaten der Scanner-Software, um sicherzustellen, dass das Tier in einem konstanten und langsamen Rhythmus atmet.
    HINWEIS: Schalten Sie die Vakuumpumpe ein, die an den Aktivkohlefilter gekoppelt ist, um den Isoflurangasüberschuss zu sammeln (falls die Pumpe verfügbar ist).
  13. Tragen Sie Augencreme auf, um die Augen des Tieres zu schützen.
  14. Schieben Sie das Tierbett in den PET-Scanner.
  15. Vollständige Aktivitätsdetails, Aktivitätskalibrierungszeit, Isotop (C-11) und Scandauer (20 Minuten). Wählen Sie Scan starten.
    HINWEIS: Eine Pet Moving Bed-Meldung wird angezeigt, und das Tierbett bewegt sich in das Gerät und hält an der zuvor ausgewählten ROI-Position an. Die Zeit der Erfassung beginnt zu countdowns, und die Anzahl der Zählungen pro Sekunde wird angezeigt (CPS).
  16. Navigieren Sie in der Scanner-Software zur Registerkarte Monitor auf der linken Seite des Bildschirms, aktivieren Sie Änderungsschwellenwert in Atemparameter ändern (BPM).
    HINWEIS: Ein Fenster wird angezeigt, komplett mit Schwellenwertparameter (500). Wählen Sie OK.
  17. Navigieren Sie zu 0% POWER, um temperaturparameter zu ändern, um das Tier während des Scans zu erwärmen. Ein Fenster wird angezeigt; den Parameter (80 - 100) abschließen. Wählen Sie OK.
    HINWEIS: Wählen Sie zwischen 80 und 100% Leistung basierend auf Raumtemperaturbedingungen (je mehr Leistung, desto wärmer wird es).
  18. Navigieren Sie zurück zur Registerkarte SCAN.
  19. Navigieren Sie zum Konfigurationstool (Getriebesymbol) und komplette Einspritzzeit, Verbleibende Aktivität, Verbleibende Aktivitätskalibrierungszeit. Wählen Sie Speichernaus.
    HINWEIS: Es öffnet sich ein Fenster mit dem Namen "Sind Sie sicher, dass Sie die Protokollmetadaten ändern möchten?" > JA
  20. Navigieren Sie zurück zur Registerkarte Monitor (überprüfen Sie die Atemparameter des Tieres, und wenn nötig, erhöhen oder verringern Sie die Isoflurankonzentration - in der Regel 3% in 100%O2 ist genug).
  21. Wenn die PET-Erfassung abgeschlossen ist, wird die Pet Ready-Nachricht auf der Registerkarte "Scannen" angezeigt, und aktivieren Sie das Pfeil-Aus-Symbol (links vom Konfigurationstool), um das Tierbett zu entfernen.
  22. Entfernen Sie das Tier aus der Anästhesie und lassen Sie auf einem warmen Pad erwachen.
  23. NavigierenSie zum Rekonstruieren des Bildes zur Registerkarte Rekonstruieren.
  24. Überprüfen Sie das Plus-Symbol unten links auf dem Bildschirm, und wählen Sie die Studiendatei aus, die rekonstruiert werden soll. Wählen Sie Weiter.
  25. Navigieren Sie zum Energieauflösungstool. Ein Fenster wird angezeigt. Konfigurieren Sie die Energiespitze (keV) auf den Geräteparameter (basierend auf der monatlichen Qualitätskontrolle). Wählen Sie Schließenaus.
    HINWEIS: Energiespitzen können sich jeden Monat ändern, wenn sie eine monatliche Gerätekalibrierung durchführen.
  26. Behalten Sie alle anderen Parameter als Standard bei (Isometrische Voxelgröße: 400 mm; Anzahl der Iterationen: 30; Energieauflösung: 30%; Nur die letzte Iteration speichern; deaktivieren Sie Binärdaten beibehalten) .
  27. Aktivieren Sie Hinzufügen.
    HINWEIS: Ein Fenster wird angezeigt "Die Rekonstruktion wurde der Warteschlange hinzugefügt und beginnt, sobald die anderen abgeschlossen sind". Wählen Sie OK. Eine Datei wird in der Rekonstruktionsliste auf der Registerkarte Reconstruct angezeigt, und der Status wird als wartend oder % (Fortschritt) oder abgeschlossen angezeigt.

4. Bildanalyse

HINWEIS: Führen Sie eine Bildanalyse mit einer dedizierten Bildanalysesoftware durch. Im aktuellen Protokoll verwendet die Demo ein bestimmtes Softwareprogramm, aber wenn es nicht verfügbar ist, können andere Optionen verwendet werden.

  1. Öffnen Sie PMOD > Besen Sie es.
  2. Navigieren Sie zur Registerkarte Matching oben auf dem Bildschirm.
  3. Öffnen Sie das Menü Eingabe laden in der rechten Mitte des Bildschirms und wählen Sie Autodetect-Dateien, wählen Sie PET-Datei (DICOM, Interfile oder NifTI), hinzufügen, zu ausgewählt, klicken Sie mit Operationen, Neuausrichtung auf Standardausrichtung, klicken Sie auf Laden und Schließen.
  4. Überprüfen Sie, ob die Tierart am unteren Rand des Bildschirms korrekt ist (RAT).
  5. Aktivieren Sie das Kontrollkästchen Zuschneiden am unteren rechten Bildschirmrand.
  6. Passen Sie die gelbe Boxgröße im PET-Bild an, um das gesamte Gehirn aufzunehmen.
  7. Klicken Sie auf die Schaltfläche Starr auf der rechten Seite des Bildschirms. Klicken Sie im Bestätigungsfenster auf Ja.
  8. Klicken Sie auf das Gehirnwerkzeug in der rechten Mitte des Bildschirms, um den Referenzatlas zu öffnen. Wählen Sie Px Rat (W.Schiffer) - T2.
  9. Wählen Sie Ergebnisse auf der oberen rechten Registerkarte ab (Registerkarte Verarbeitungsphase auswählen).
  10. Klicken Sie auf Datenwiederslicing (4.Registerkarte oben rechts).
  11. Richten Sie das PET-Bild mit der Referenzvorlage mit dem Drehwerkzeug aus (weißes Symbol in der Mitte des PET-Bildes). Überprüfen Sie die Ausrichtung für 3 anatomische Ebenen.
  12. Speichern Sie die Co-Registrierungsdatei (rechtes Seitenmenü des Bildschirms).
  13. Wählen Sie Ausgabeformat (DICOMor NifTI), Verzeichnis und Dateipräfix. Klicken Sie auf Speichern.
    HINWEIS: Wenn die mitregistrierte Ausgabe als NifTi gespeichert wird, gehen die Header-Bildinformationen verloren.
  14. Klicken Sie unten auf dem Bildschirm auf das Menü VOIs.
  15. Navigieren Sie zu Vorlage > Atlas am unteren Bildschirmrand (unter VOIs-Fenster).
  16. Wählen Sie Px Rat(W.Schiffer) aus dem Dropdown-Menü.
    HINWEIS: Wenn Sie nur bestimmte VOIs analysieren müssen, können Sie nur die Arbeitsbereiche des Gehirns auswählen. Wenn Sie alle Hirnbereiche des Hirnatlas wollen, ist keine Aktion erforderlich.
  17. Klicken Sie unten auf dem Bildschirm auf Gliederung.
    HINWEIS: VOIs von Gehirnbereichen werden im VOIs-Fenster angezeigt.
  18. Zeichnen Sie das VOI manuell in der Läsionsstelle und im kontralateralen Hirnhalbkugelbereich(11C-PIB Low Taketake Area bzw. kontralaterale Gehirnhälfte).
  19. Klicken Sie in den Bereich des PET-Bildes mit 11C-PIB geringe Aufnahme.
  20. Wählen Sie Neue VOI > OK.
    ANMERKUNG: Eine Kalkulationstabelle wird angezeigt
  21. Navigieren Sie zum SPHERE-Symbol im mittleren Teil des Bildschirms (links neben dem VOIs-Fenster)
    HINWEIS: Eine Kalkulationstabelle wird angezeigt.
  22. Wählen Sie den VOI-Namen: Läsion und wählen Sie Übernehmenaus.
    HINWEIS: Im mitregistrierten Bild wird eine Kugel angezeigt.
  23. Richten Sie die Kugel im Läsionsbereich aus und passen Sie den VOI für alle anatomischen Ebenen an.
  24. Klicken Sie auf Schließen (im unteren Teil der Kalkulationstabelle).
  25. Wählen Sie die Läsion VOI (aus der VOIs-Liste).
  26. Navigieren Sie zum Symbol für VOI-Spiegelungsvorgänge (oben rechts im VOIs-Fenster) und wählen Sie Links/Rechts klonen und spiegeln.
  27. Navigieren Sie oben im Listenfenster der VOIs zum Berechnen ausgewählter VOI-Statistiken. Navigieren Sie zum Symbol Statistik auswählen, um die Ausgabedaten auszuwählen (auf der rechten Seite des VOI-Statistiksymbols). In der Regel für myelin Content überprüfen Statistik für Gruppe von VOIs, Average, SD, Min, Max).
    HINWEIS: Eine Kalkulationstabelle wird angezeigt. Die Standardeinstellung Data Unit ist kBq/cc. Links oben in der Kalkulationstabelle (VOI Statistics) können Sie die Dateneinheit als SUV (Standardisierter Aufnahmewert) überprüfen. Wenn Sie die Radiotracer-Administrations- und Bildaufnahmedetails in der Scanner-Software korrekt abgeschlossen haben, wie zuvor beschrieben, werden die SUV-Daten automatisch von der PMOD-Software berechnet, andernfalls können Sie die Details bearbeiten.
  28. Navigieren Sie mit dem Systemgebietsschema zum Kopieren.
    HINWEIS: Überprüfen Sie, ob alle Statistiken ausgewählt sind, um als Ausgabe zu kopieren (Symbol rechts oben auf dem Bildschirm überprüfen). Die zu kopierenden Daten hängen von der ausgewählten Dateneinheit ab.
  29. Fügen Sie die Ausgabedaten in einen Notizblock oder eine Kalkulationstabelle ein.
    HINWEIS: Achten Sie bei Softwareeinstellungen auf Punkt- und Kommasymbole zwischen Zahlen. Dies kann zwischen Sprachkonfigurationen unterschiedlich sein.
  30. Speichern Sie die Datei mit Studiennamen und Details.

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Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt anschauliche 11C-PIB PET-Bilder mit Myelinänderungen im Laufe der Zeit. Im Basisscan sind keine Unterschiede im Myelingehalt zu erkennen (d.h. es ist keine Demyelination vorhanden). Im 1-Wochen-Zeitpunktbild ist es möglich, die fokale demyelinierte Läsion (in der rechten Hemisphäre) zu sehen, wie durch den weißen Pfeil angezeigt. Die Bilder werden in den 3 anatomischen Ebenen (koronal, axial und sagittal) dargestellt und es ist möglich, die entmyzintierte Läsion ...

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Diskussion

Der größte Vorteil der Verwendung des Lysolecithin-Modells zur Untersuchung der Multiplen Sklerose ist die schnelle Zeitachse für Dieyelination (ca. 1 Woche) und Remyelination (ca. 4 Wochen) zu auftreten14. Dieses Modell kann auch bei Mäusen induziert werden15, aber Induktion bei Ratten ist vorteilhafter für in vivo PET Bildgebung aufgrund der größeren Größe des Rattengehirns im Vergleich zu Mäusen.

Der erste Schritt des Induktionsmodell...

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Danksagungen

β-Würfel-Ausrüstung (Molecubes NV, Belgien) wurde von der Forschungsstiftung von Sao Paulo, FAPESP - Brasilien (#2018/15167-1) unterstützt. LES hat ein Doktorandenstipendium von FAPESP - Brasilien (#2019/15654-2).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AnalysenwaageMarteAUWZZODmax: 220 g- min: 1 mg
Anestesia VaporizerNanitech15800
Beta-cubeMolecubes
Bulldog clampStoelting5212043P
clorexidinRioquimica0,5%/100 mL
Wattestäbchenjohnson e johnson
DosierkalibratorCapintech
DrillKinzo Elektrowerkzeuge352901Modell Q0M-DC3C
Eppendorf RohrEppendorf301251501,5 mL
AugenschmiermittelADVFARMA30049099  Vaseline 15 g (pharmazeutische Reinheit)
Feine PinzetteStoelting52102-38P
HandschuheDescarpack212101  6,5 Größe
HeizkissenSofthear
InjektionsspritzeHamilton8031410µ, 32ga, Modell 701
InsulinspritzeBD3283281 mL Insulinspritzen mit Nadel
IsofluranCrist&aakute; lia410525100 mL , Konzentration 1 mL/1 mL
Ketoprofen oder anderes AnalgetikumSanofi100 mg/2 mL
LidocainHipolabor1.1343.0102.001-52%/20mL
L-α-Lysophosphatidylcholin aus EigelbSigma-aldrichL-412925 mg - ≥ 99%, Typ I, Pulver
NadelhalterStoelting5212290P
SauerstoffWeiße Mehlschwalben7782-44-7Druckgas
PMOD SoftwarePMOD TechnologienVersion 4.1Modul fuse it
RattenanästhesiemaskeKOPFModell 906
KochsalzlösungFarmace0543325/ 14-80,9% Natriumchlorid zur Injektion, 10 mL
Scapel-KlingenStoelting52173-10
Scapel-GriffeStoelting52171P
SchereStoelting52136-50P
Halbanalytische WaageQuimisBK-3000max:3.100 g; min:0,2 g
RasiererMega profissionalAT200
Modell Stereotaktisches GerätKOPFNodel 900
Universalhalter mit NadelauflageKOPFModell 1772-F1Hamilton Halterung für 5 und 10 & micro; L

Referenzen

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  13. Faria, D. dP., et al. PET imaging of focal demyelination and remyelination in a rat model of multiple sclerosis: comparison of [11C]MeDAS, [11C]CIC and [11C]PIB. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 41 (5), 995-1003 (2014).
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Nachdrucke und Genehmigungen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis
Posted by JoVE Editors on 2/16/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. The citation was updated.

The citation was updated from:

de Paula Faria, D., Cristiano Real, C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).

to:

de Paula Faria, D., Real, C.C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).

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