Method Article

Der Schlaf-Nullifizierungsapparat: Eine hocheffiziente Methode zur Schlafentzugs-Drosophila

DOI:

10.3791/62105

⸱

December 14th, 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience, Washington University School of Medicine

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schlafentzug ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um Schlaffunktion und -regulierung zu untersuchen. Wir beschreiben ein Protokoll, um Drosophila mit dem Schlafnullierungsapparat zu schlafen und das Ausmaß des durch Entzug induzierten Rebound-Schlafes zu bestimmen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Schlaföostase, die Zunahme des Schlafes, die nach Schlafverlust beobachtet wird, ist eines der definierenden Kriterien, um den Schlaf im gesamten Tierreich zu identifizieren. Infolgedessen sind Schlafentzug und Schlafeinschränkung leistungsstarke Werkzeuge, die häufig verwendet werden, um Einblicke in die Schlaffunktion zu geben. Nichtsdestotrotz sind Schlafentzugsexperimente von Natur aus problematisch, da der Entzugsreiz selbst die Ursache für beobachtete Veränderungen in Physiologie und Verhalten sein kann. Dementsprechend sollten erfolgreiche Schlafentzugstechniken die Tiere wach halten und im Idealfall zu einem robusten Schlafrebound führen, ohne auch eine Vielzahl unbeabsichtigter Folgen zu verursachen. Hier beschreiben wir eine Schlafentzugstechnik für Drosophila melanogaster. Der Sleep Nullifying Apparatus (SNAP) verabreicht alle 10er Jahre einen Stimulus, um negative Geotaxis zu induzieren. Obwohl der Reiz vorhersehbar ist, verhindert der SNAP effektiv >95% des Nachtschlafs auch bei Fliegen mit hohem Schlafantrieb. Wichtig ist, dass die nachfolgende homöostatische Reaktion der durch Handentzug erreichten sehr ähnlich ist. Das Timing und der Abstand der Reize können modifiziert werden, um den Schlafverlust zu minimieren und somit unspezifische Auswirkungen des Reizes auf Physiologie und Verhalten zu untersuchen. Der SNAP kann auch zur Schlafeinschränkung und zur Beurteilung von Erregungsschwellen eingesetzt werden. Der SNAP ist eine leistungsstarke Schlafunterbrechungstechnik, mit der die Schlaffunktion besser verstanden werden kann.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schlaf ist bei Tieren nahezu universell, aber seine Funktion bleibt unklar. Schlaföostase, die kompensatorische Zunahme des Schlafes nach Schlafentzug, ist eine definierende Eigenschaft des Schlafes, die verwendet wurde, um Schlafzustände bei einer Reihe von Tieren1,2,3,4,5zu charakterisieren .

Schlaf in der Fliege hat viele Ähnlichkeiten mit dem menschlichen Schlaf, einschließlich einer robusten homöostatischen Reaktion auf Schlafverlust4,5. Zahlreiche Studien über schlaf in der Fliege haben Schlafentzug verwendet, um sowohl die Schlaffunktion abzuleiten, indem die nachteiligen Folgen eines längeren Aufwachens untersucht werden, als auch um die Schlafregulation zu verstehen, indem die neurobiologischen Mechanismen bestimmt werden, die die homöostatische Regulierung des Schlafes steuern. So wurde gezeigt, dass schlaflose Fliegen Beeinträchtigungen im Lern- und Gedächtnis aufweisen6,7,8,9,10,11,12, strukturelle Plastizität13,14,15, visuelle Aufmerksamkeit16, Erholung von neuronalen Verletzungen17,18, Paarung und aggressives Verhalten19, 20, Zellproliferation21und Reaktionen auf oxidativen Stress22,23, um nur einige zu nennen. Darüber hinaus haben Untersuchungen der neurobiologischen Mechanismen, die den Rebound-Schlaf steuern, kritische Einblicke in die neuronale Maschinerie geliefert, die den Schlaf-Homöostaten8,9,23,24,25,26,27,28,29 bildet. . Schließlich haben Studien zur Schlafentzug nicht nur grundlegende Einblicke in die Schlaffunktion bei gesunden Tieren, sondern auch Erkenntnisse über die Schlaffunktion in erkrankten Zuständen30,31.

Während Schlafentzug unbestreitbar ein mächtiges Werkzeug ist, ist es bei jedem Schlafentzugsexperiment wichtig, Phänotypen, die aus längerem Aufwachen resultieren, von denen zu unterscheiden, die durch den Reiz induziert werden, der verwendet wird, um das Tier wach zu halten. Schlafentzug durch Händeentzug oder sanfte Handhabung gilt allgemein als Standard für minimal störenden Schlafentzug. Hier beschreiben wir ein Protokoll für schlafentziehende Fliegen mit dem Sleep Nullifying Apparatus (SNAP). Das SNAP ist ein Gerät, das alle 10Er Jahre einen mechanischen Reiz an Fliegen liefert und Fliegen wach hält, indem es negative Geotaxis induziert (Abbildung 1). Der SNAP entzieht Fliegen effizient >98% des Nachtschlafs, auch bei Fliegen mit hohem Schlafantrieb8,32. Der SNAP wurde auf knallempfindliche Fliegen kalibriert, das Rühren von Fliegen im SNAP schadet den Fliegen nicht; Schlafentzug mit dem SNAP induziert einen Rebound, der mit dem durch Handentzug7vergleichbar ist. Der SNAP ist somit eine robuste Methode, um Fliegen zu schlafentziehen und gleichzeitig die Wirkung des erregenden Reizes zu kontrollieren.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Experimentelle Vorbereitung

  1. Sammeln Sie Fliegen, während sie sich in Fläschchen verwandeln und männliche und weibliche Fliegen trennen.
    HINWEIS: Schlafexperimente werden häufig mit weiblichen Fliegen durchgeführt. Es ist wichtig, jungfräuliche Weibchen zu sammeln. Gepaarte Weibchen legen Eier, die zu Larven schlüpfen, was die Analyse der Daten erschwert.
  2. Hausfliegen eines geschlechts geschlechts in Gruppen von <20.
    HINWEIS: Die Unterbringung von Fliegen in einer sozial angereicherten Umgebung (Gruppen von >50) moduliert den Schlafantrieb6,13 potenziell verwirrende Messungen des Rebound-Schlafes. Darüber hinaus wird der Schlaf nach sozialer Bereicherung über einige Tage abnehmen6. Daher ist der Ausgangsschlaf nicht stabil, was die Analyse des Rebound-Schlafes erschwert. Das Halten von Fliegen in Gruppen von <20 vermeidet dieses potenzielle Verwechslung.
  3. Halten Sie Fliegen in Fläschchen für 3-5 Tage in einer licht- und feuchtigkeitskontrollierten Umgebung.
    HINWEIS: Alter und Reife von Fliegen beeinflussen den Schlaf stark. Der Schlaf ist bei einem Tag alten Fliegen hoch und stabilisiert sich um 3-5 Tage im Alter von4 Jahren. Fliegen werden typischerweise auf einem 12 h hellen: 12 h dunklen Zeitplan bei 50% Luftfeuchtigkeit gehalten.

2. Vorbereitung von Schläuchen für die Schlafaufzeichnung

HINWEIS: Der Schlaf wird mit Bewegungsaktivitätsmonitoren überwacht. Ein Monitor kann 32 Fliegen aufnehmen, die einzeln in Rohren mit einem Durchmesser von 5 mm untergebracht sind. Typischerweise werden Genotypen in Gruppen von 16 oder 32 Fliegen analysiert.

  1. Bereiten Sie eine angemessene Anzahl von Röhrchen mit Fliegenfutter an einem Ende vor.
    HINWEIS: Es ist bekannt, dass Ernährung und Stoffwechsel den Schlaf beeinflussen33,34, daher ist es besonders wichtig, Fliegen auf die gleiche Nahrung zu legen, auf der sie aufgezogen wurden.
  2. Versiegeln Sie das Ende der Röhrchen mit Wachs.
    HINWEIS: Schlafentzug und Rebound ist ein fünftägiges Experiment, und Lebensmittel können austrocknen, wenn sie nicht richtig versiegelt sind. In ordnungsgemäß verschlossenen Röhrchen können Lebensmittel 10 Tage oder mehr gehalten werden. Daher ist es wichtig, darauf zu achten, dass die Enden der Rohre gut abgedichtet sind. Fliegen können jedoch auch an Nassfutter hängen bleiben. So hilft es, Röhren 1-2 Tage vor Beginn des Experiments herzustellen.
  3. Wake, Behaving Fliegen einzeln in 65 mm lange Glasröhren zur Schlafaufzeichnung mit einem Absauger legen und das Ende der Schläuche mit einem Schaumstoffstopper verstopfen.
    HINWEIS: Fliegen werden niemals wieder einer CO2-Anästhesie ausgesetzt, wenn Fliegen zur Schlafaufzeichnung in Schläuche gelegt werden. Der Absauger besteht aus Gummischläuchen, wobei ein Ende mit einem Käsetuch bedeckt und in eine 1 mL Pipettenspitze eingeführt wird.

3. Schlaf aufzeichnen

  1. Load fliegt in Röhren in Aktivitätsmonitore, um den Schlaf zu überwachen.
    HINWEIS: Die SNAP-Felsen überwachen alle ~10 s von -60° bis +60° hin und her. Die Monitore werden bei -60° für ~5,9s gehalten; Es dauert ~2,9 s, bis sich das Fach, in dem die Monitore gehalten werden, von -60° auf +60° bewegt und ~1 s, um sich von +60° auf -60° zurückzubewegen. Die Zykluslänge kann nach Bedarf durch Anpassung der dem Motor zugeführten Spannung geändert werden.
    1. Achten Sie darauf, dass die Röhren in der richtigen Ausrichtung in Aktivitätsmonitoren platziert werden. In der richtigen Ausrichtung befindet sich das Ende der Röhre mit Nahrung an der Oberseite des SNAP, um sicherzustellen, dass Fliegen nicht in die Nahrung gedrückt werden. Darüber hinaus befindet sich das Ende mit Essen an der Seite des Monitors mit der Schlafaufzeichnungsbuchse. Auf diese Weise können Aktivitätsmonitore im SNAP für einen effizienten Schlafentzug richtig ausgerichtet werden und gleichzeitig die Aktivität überwacht werden.
  2. Platzieren Sie Aktivitätsmonitore in der Aufzeichnungskammer, um den Schlaf zu überwachen.
  3. Überwachen Sie den Schlaf für mindestens zwei volle Tage, um den Ausgangsschlaf abzuschätzen.
    HINWEIS: Der Tag, an dem Fliegen in Aktivitätsmonitore geladen werden, ist in der Regel als Anpassungstag ausgeschlossen, damit sich die Fliegen an die Unterbringung in Röhren anpassen können. Der Ausgangsschlaf wird für mindestens zwei volle Tage (48 Stunden) aufgezeichnet, beginnend mit dem Morgen nach dem Tag, an dem fliegen geladen werden.
  4. Speichern Sie die Anzahl der Bewegungsaktivität von Fliegen in 1-Minuten-Behältern von der Zeit der Lichter an einem bestimmten Tag bis zur Beleuchtung am Vortag mit einer Aktivitätsaufzeichnungssoftware (z. B. von 8 Uhr morgens bis 8 Uhr morgens).
  5. Schätzen Sie den Schlaf aus den Bewegungsaktivitätsdaten mit benutzerdefinierten Makros unter Verwendung von 5 Minuten Inaktivität als Schwellenwert für einen Schlafanfall35.
    HINWEIS: Aus den Zählungen der Bewegungsaktivität werden eine Reihe von Schlafmetriken berechnet. Dazu gehören Schlaf in min / h über 24 h, Gesamtschlafzeit in 24 h, durchschnittliche und maximale Tages- und Nachtschlaflängen36.

4. Schlafentzug und Erholung

  1. Da Fliegen für variable Zeiträume (z. B. 12 h, 24 h und 36 h) schlaflos werden können und der Erholungsschlaf auch in verschiedenen Intervallen (z. B. 6 h, 12 h, 24 h und 48 h) bewertet werden kann, bestimmen Sie die Dauer der Genesung durch experimentellen Bedarf. Die Schlaferholung kann mit einem Schlafgewinn-/-verlust-Diagramm oder durch Untersuchung des prozentualen Schlafes, der über ein vorgegebenes Intervall (z. B. 6 Stunden) wiederhergestellt wurde, visualisiert werden.
  2. Wenn der Schlaf an den beiden Basistagen stabil ist, platzieren Sie am dritten Tag Aktivitätsmonitore für Schlafentzug über Nacht im SNAP.
    HINWEIS: Fliegen zeigen einen robusten Schlaf-Rebound über einen Bereich von Schlafzeiten8,32,37,38, aber der Schlaf muss stabil sein, um den Rebound-Schlaf zuverlässig zu bewerten. Der Schlaf ist stabil, wenn der Schlafunterschied zwischen den Basistagen ± 100 Minuten beträgt.
  3. Stellen Sie sicher, dass Aktivitätsmonitore mit Monitorhalterstiften, eingesteckten Monitorkabeln und korrekt ausgerichteten Monitoren mit dem Ende mit Lebensmitteln auf der Rückseite und Kunststoffbarrieren vorne gesichert sind (Abbildung 1).
    HINWEIS: Der SNAP ist so konzipiert, dass sich der Nocken alle 10 s dreht (Abbildung 1). Der Kunststoffeinsatz setzt die Schläuche zurück, indem er die Schläuche zurückdrückt, wenn sich das Gerät in der Position "oben" befindet. Das Zurücksetzen der Rohre ist wichtig, um sicherzustellen, dass alle Rohre zu Beginn jedes Zyklus den vollen Bewegungsumfang haben.
  4. Trennen Sie die Aktivitätsmonitore und nehmen Sie die Monitore sofort aus dem SNAP, sobald die Lichter nach schlafentzug über Nacht eingeschaltet sind.
    HINWEIS: Es ist wichtig, dass der Schlafentzug beendet wird und die Fliegen sofort nach 12 Stunden Schlafentzug über Nacht in die Genesung versetzt werden. Selbst eine Verzögerung von 20-30 Minuten beim Einsetzen von Fliegen in die Genesung kann das Ausmaß des Rebound-Schlafes beeinträchtigen.
  5. Legen Sie Fliegen in eine Aufnahmekammer, wo sie zwei Tage (48 h) ungestört sind, um den Erholungsschlaf zu überwachen.
    HINWEIS: Wenn die Aufnahmekammer für andere Experimente verwendet wird, muss besonders darauf geachtet werden, dass sich die Fliegen nicht stimulieren.
  6. Berechnen Sie die Menge des verlorenen Schlafes. Berechnen Sie für jede einzelne Fliege die stündliche Differenz zwischen dem Schlaf, der während des Schlafentzugs erhalten wird, und der entsprechenden Stunde während des Ausgangswerts. Summieren Sie die stündlichen Differenzen, um den gesamten verlorenen Schlaf zu berechnen.
  7. Berechnen Sie die Menge des wiederhergestellten Schlafes. Berechnen Sie für jede einzelne Fliege die stündliche Differenz zwischen dem Schlaf, der während der Erholung erhalten wird, und der entsprechenden Stunde während des Ausgangswerts. Summieren Sie die stündlich gewonnenen Differenzen, um den gesamten Schlaf zu berechnen.
    HINWEIS: Ob eine Fliege tatsächlich unter Schlafentzug liegt, ist empirisch. Daher sollte der Experimentator den prozentualen Schlafverlust untersuchen. Wenn die Fliege nicht genügend Schlaf verloren hat, kann sie von der Analyse ausgeschlossen werden. Obwohl dies für andere Schlafentzugsansätze erforderlich sein kann, ist es selten, wenn überhaupt, für den SNAP erforderlich. Häufiger kann der Schlaf in einer bestimmten Fliege vor Beginn des Schlafentzugs nicht stabil sein. Wenn der Schlaf nicht stabil ist, kann die Homöostase nicht berechnet werden. Wir akzeptieren eine maximale Differenz von ± 100 Minuten Schlaf, die vor Beginn des Schlafentzugs berechnet wurde, als Kandidaten für die Aufnahme. Gelegentlich ist der Schlaf einer einzelnen Fliege ungleichmäßig über den 24-Stunden-Tag verteilt (z. B. können einige Personen 60-70% ihrer Schlafquote während des Tages erhalten und somit nur einen kleinen Teil ihrer 24-Stunden-Schlafquote verlieren, wenn sie nachts 12 Stunden lang entzogen werden). Diese Fliegen können separat bewertet werden.
  8. Berechnen Sie den durchschnittlichen Prozentsatz des Schlafes (relativ zum Ausgangswert) über 12 h, 24 h und 48 h der Erholungsphase für jeden Genotyp.
  9. Berechnen Sie anhand von Schlafdaten die durchschnittliche und maximale Tagesschlafdauer auf der Basislinie und die Erholungstage für jeden Genotyp.
    HINWEIS: Rebound-Schlaf bei Fliegen ist durch erhöhte Schlafmenge und erhöhte Schlaftiefe in den Erholungstagen gekennzeichnet. Die Schlafkonsolidierung wird als Maß für die Schlaftiefe verwendet. Erregungsschwellen könnten auch als Maß für die Schlaftiefe verwendet werden.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Canton S (Cs) wurde als Wildtyp-Stamm verwendet. Fliegen wurden auf einem 12 h hellen: 12 h dunklen Zeitplan gehalten und Schlaf für 12 Stunden über Nacht entzogen. Die Untersuchung der Schlafprofile von Cs-Fliegen am Basistag (bs), am Schlafentzugstag (sd) und an zwei Erholungstagen (rec1 und rec2)(Abbildung 2A)legt nahe, dass Fliegen im SNAP effektiv Schlaf entzogen wurden und der Schlaf während des Tages im Einklang mit den beobachteten Berichten in der Li...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schlaf in Drosophila wurde unabhängig voneinander im Jahr 2000 durch zwei Gruppen4,5charakterisiert. In diesen bahnbrechenden Studien wurde Fliegen durch sanfte Handhabung (d.h. Händeentzug) des Schlafes beraubt und gezeigt, dass sie eine robuste homöostatische Reaktion auf Schlafentzug über Nacht zeigen. Wichtig ist, dass es bei jedem Schlafentzugsexperiment entscheidend ist, mögliche verwirrende Auswirkungen der Methode zu kontrollieren, mit der das Ti...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde durch NIH-Zuschüsse 5R01NS051305-14 und 5R01NS076980-08 an PJS unterstützt.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Locomotor Activity Tubes
Fisher Tissue Prep WaxThermo Fisher13404-122Wachs zum Versiegeln von Tuben
GlasröhrenWale Apparatus244050Wir schneiden Pyrex-Glas mit einem Durchmesser von 5 mm  Rohre in 65mm lange Rohre  , um den Schlaf aufzuzeichnen. Vorgeschnittene Rohre  kann auch erworben werden.
Nutri Fly Bloomington Formulation FliegenfutterGenesee Scientific66-113Labs verwenden möglicherweise ihr eigenes Fliegenfutterrezept. Es ist wichtig, dass der Schlaf auf der gleichen Nahrung aufgezeichnet wird, in der die Fliegen aufgezogen wurden.
Rotations-GlasschneidewerkzeugDremel Multi Pro395Zum Schneiden von 65 mm langen Glasrohren 
Monitoring Sleep
TrikineticsSoftware zur Erfassung von Daten von DAM-Monitoren und zum Speichern der erfassten Daten in einem geeigneten Format
DatenerfassungscomputerLenovoIdea Centre AIO3Ein gleichwertiger Computer eines beliebigen Herstellers kann
Drosophila-AktivitätsmonitoreersetzenTrikineticsDAM2Diese Monitore werden verwendet, um die Bewegungsaktivität von Fliegen aufzuzeichnen
UmgebungsmonitorTrikineticsDEnMNicht unbedingt erforderlich, aber eine einfache Möglichkeit, die Umgebungsbedingungen in der Kammer zu überwachen, in der der Schlaf aufgezeichnet wird
Light ControllerTrikineticsLC4Eine bequeme Möglichkeit, das Timing des Ein- und Ausschaltens des SNAP
zu steuern Netzteil Interface Unit für DAMTrikineticsPSIU-9Erforderlich für Datenerfassungscomputer zum Aufzeichnen von Trikinetics Bewegungsdaten
RJ11-Anschluss7001-64PCMulticompDAM-Monitore akzeptieren RJ11-Buchsen
SplitterTrikineticsSPLT5Zum Anschluss von bis zu 5 DAM-Monitoren
Telefonkabel DrahtRadioshack278-367Telefonkabel zum Erfassen von Daten von DAM-Monitoren
Sleep Deprivation
NetzteilGw INSTEKGPS-30300Netzteil für das
SNAP Sleep Nullifying ApparatMaschinenwerkstatt
DAM System und DAMFileScan-Software der Washington University School of Medicine

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nath, R. D., et al. The Jellyfish Cassiopea Exhibits a Sleep-like State. Current Biology. 27 (19), 2984-2990 (2017).
  2. Vorster, A. P., Krishnan, H. C., Cirelli, C., Lyons, L. C. Characterization of sleep in Aplysia californica. Sleep. 37 (9), 1453-1463 (2014).
  3. Zhdanova, I. V., Wang, S. Y., Leclair, O. U., Danilova, N. P. Melatonin promotes sleep-like state in zebrafish. Brain Research. 903 (1-2), 263-268 (2001).
  4. Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster. Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).
  5. Hendricks, J. C., et al. Rest in Drosophila is a sleep-like state. Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).
  6. Ganguly-Fitzgerald, I., Donlea, J., Shaw, P. J. Waking experience affects sleep need in Drosophila. Science. 313 (5794), 1775-1781 (2006).
  7. Seugnet, L., Suzuki, Y., Vine, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. D1 receptor activation in the mushroom bodies rescues sleep-loss-induced learning impairments in Drosophila. Current Biology. 18 (15), 1110-1117 (2008).
  8. Donlea, J. M., Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. Inducing sleep by remote control facilitates memory consolidation in Drosophila. Science. 332 (6037), 1571-1576 (2011).
  9. Seidner, G., et al. Identification of Neurons with a Privileged Role in Sleep Homeostasis in Drosophila melanogaster. Current Biology. 25 (22), 2928-2938 (2015).
  10. Li, X., Yu, F., Guo, A. Sleep deprivation specifically impairs short-term olfactory memory in Drosophila. Sleep. 32 (11), 1417-1424 (2009).
  11. Melnattur, K., et al. A conserved role for sleep in supporting Spatial Learning in Drosophila. Sleep. , 197(2020).
  12. Seugnet, L., Suzuki, Y., Donlea, J. M., Gottschalk, L., Shaw, P. J. Sleep deprivation during early-adult development results in long-lasting learning deficits in adult Drosophila. Sleep. 34 (2), 137-146 (2011).
  13. Donlea, J. M., Ramanan, N., Shaw, P. J. Use-dependent plasticity in clock neurons regulates sleep need in Drosophila. Science. 324 (5923), 105-108 (2009).
  14. Bushey, D., Tononi, G., Cirelli, C. Sleep and synaptic homeostasis: structural evidence in Drosophila. Science. 332 (6037), 1576-1581 (2011).
  15. Huang, S., Piao, C., Beuschel, C. B., Götz, T., Sigrist, S. J. Presynaptic Active Zone Plasticity Encodes Sleep Need in Drosophila. Current Biology. 30 (6), 1077-1091 (2020).
  16. Kirszenblat, L., et al. Sleep regulates visual selective attention in Drosophila. Journal of Experimental Biology. 221, Pt 24 (2018).
  17. Singh, P., Donlea, J. M. Bidirectional Regulation of Sleep and Synapse Pruning after Neural Injury. Current Biology. 30 (6), 1063-1076 (2020).
  18. Stanhope, B. A., Jaggard, J. B., Gratton, M., Brown, E. B., Keene, A. C. Sleep Regulates Glial Plasticity and Expression of the Engulfment Receptor Draper Following Neural Injury. Current Biology. 30 (6), 1092-1101 (2020).
  19. Kayser, M. S., Yue, Z., Sehgal, A. A critical period of sleep for development of courtship circuitry and behavior in Drosophila. Science. 344 (6181), 269-274 (2014).
  20. Kayser, M. S., Mainwaring, B., Yue, Z., Sehgal, A. Sleep deprivation suppresses aggression in Drosophila. Elife. 4, 07643(2015).
  21. Szuperak, M., et al. A sleep state in Drosophila larvae required for neural stem cell proliferation. Elife. 7, (2018).
  22. Vaccaro, A., et al. Sleep Loss Can Cause Death through Accumulation of Reactive Oxygen Species in the Gut. Cell. 181 (6), 1307-1328 (2020).
  23. Kempf, A., Song, S. M., Talbot, C. B., Miesenböck, G. A potassium channel β-subunit couples mitochondrial electron transport to sleep. Nature. 568 (7751), 230-234 (2019).
  24. Donlea, J. M., Pimentel, D., Miesenböck, G. Neuronal machinery of sleep homeostasis in Drosophila. Neuron. 81 (4), 860-872 (2014).
  25. Liu, S., Liu, Q., Tabuchi, M., Wu, M. N. Sleep Drive Is Encoded by Neural Plastic Changes in a Dedicated Circuit. Cell. 165 (6), 1347-1360 (2016).
  26. Pimentel, D., et al. Operation of a homeostatic sleep switch. Nature. 536 (7616), 333-337 (2016).
  27. Sitaraman, D., et al. Propagation of Homeostatic Sleep Signals by Segregated Synaptic Microcircuits of the Drosophila Mushroom Body. Current Biology. 25 (22), 2915-2927 (2015).
  28. Foltenyi, K., Greenspan, R. J., Newport, J. W. Activation of EGFR and ERK by rhomboid signaling regulates the consolidation and maintenance of sleep in Drosophila. Nature Neuroscience. 10 (9), 1160-1167 (2007).
  29. Seugnet, L., et al. Notch signaling modulates sleep homeostasis and learning after sleep deprivation in Drosophila. Current Biology. 21 (10), 835-840 (2011).
  30. Seugnet, L., Galvin, J. E., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. Persistent short-term memory defects following sleep deprivation in a Drosophila model of Parkinson disease. Sleep. 32 (8), 984-992 (2009).
  31. Tabuchi, M., et al. Sleep interacts with aβ to modulate intrinsic neuronal excitability. Current Biology. 25 (6), 702-712 (2015).
  32. Melnattur, K., Zhang, B., Shaw, P. J. Disrupting flight increases sleep and identifies a novel sleep-promoting pathway in Drosophila. Science Advances. 6 (19), 2166(2020).
  33. Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Seugnet, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. The perilipin homologue, lipid storage droplet 2, regulates sleep homeostasis and prevents learning impairments following sleep loss. PLOS Biology. 8 (8), (2010).
  34. Keene, A. C., et al. Clock and cycle limit starvation-induced sleep loss in Drosophila. Current Biology. 20 (13), 1209-1215 (2010).
  35. Shaw, P. J., Tononi, G., Greenspan, R. J., Robinson, D. F. Stress response genes protect against lethal effects of sleep deprivation in Drosophila. Nature. 417 (6886), 287-291 (2002).
  36. Andretic, R., Shaw, P. J. Essentials of sleep recordings in Drosophila: moving beyond sleep time. Methods Enzymol. 393, 759-772 (2005).
  37. Seugnet, L., et al. Identifying sleep regulatory genes using a Drosophila model of insomnia. Journal of Neuroscience. 29 (22), 7148-7157 (2009).
  38. Bushey, D., Huber, R., Tononi, G., Cirelli, C. Drosophila Hyperkinetic mutants have reduced sleep and impaired memory. Journal of Neuroscience. 27 (20), 5384-5393 (2007).
  39. Geissmann, Q., et al. Ethoscopes: An open platform for high-throughput ethomics. PLOS Biology. 15 (10), 2003026(2017).
  40. Faville, R., Kottler, B., Goodhill, G. J., Shaw, P. J., van Swinderen, B. How deeply does your mutant sleep? Probing arousal to better understand sleep defects in Drosophila. Scientific Reports. 5, 8454(2015).
  41. Huber, R., et al. Sleep homeostasis in Drosophila melanogaster. Sleep. 27 (4), 628-639 (2004).
  42. Klose, M., Shaw, P. Sleep-drive reprograms clock neuronal identity through CREB-binding protein induced PDFR expression. bioRxiv. , (2019).
  43. Dissel, S., et al. Sleep restores behavioral plasticity to Drosophila mutants. Current Biology. 25 (10), 1270-1281 (2015).
  44. Gerstner, J. R., Vanderheyden, W. M., Shaw, P. J., Landry, C. F., Yin, J. C. Fatty-acid binding proteins modulate sleep and enhance long-term memory consolidation in Drosophila. PLoS One. 6 (1), 15890(2011).

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