Summary
Imaging funzionale e quantificazione di depositi adiposi termogenici nei topi utilizzando un approccio basato sull'imaging micro-PET/MR.
Abstract
Gli adipociti marroni e beige sono ora riconosciuti come potenziali bersagli terapeutici per l'obesità e le sindromi metaboliche. I metodi di imaging molecolare non invasivi sono essenziali per fornire informazioni critiche su questi depositi adiposi termogenici. Qui, il protocollo presenta un metodo basato sull'imaging PET / MR per valutare l'attività degli adipociti marroni e beige nel tessuto adiposo bruno interscapolare di topo (iBAT) e nel tessuto adiposo bianco sottocutaneo inguinale (iWAT). La visualizzazione e la quantificazione dei depositi adiposi termogenici sono state ottenute utilizzando [18F]FDG, l'analogo del glucosio non metabolizzabile, come radiotracciante, quando combinato con le precise informazioni anatomiche fornite dall'imaging MR. L'imaging PET/MR è stato condotto 7 giorni dopo l'acclimatazione a freddo e la quantificazione del segnale [18F]FDG in diversi depositi adiposi è stata condotta per valutare la mobilizzazione relativa dei tessuti adiposi termogenici. La rimozione di iBAT ha aumentato sostanzialmente l'assorbimento di [18F] FDG evocato dal freddo in iWAT dei topi.
Introduction
In risposta alle mutevoli esigenze nutrizionali, il tessuto adiposo funge da cache di energia per adottare la modalità di stoccaggio dei lipidi o di mobilizzazione per soddisfare le esigenze del corpo1. Inoltre, il tessuto adiposo svolge anche una funzione chiave nella termoregolazione, attraverso un processo chiamato termogenesi non tremante, chiamato anche termogenesi facoltativa. Ciò è tipicamente ottenuto dal tessuto adiposo bruno (BAT), che esprime un livello abbondante di proteina di disaccoppiamento della proteina di membrana dei mitocondri 1 (UCP1). Come vettore di protoni, UCP1 genera calore disaccoppiando il trasporto di protoni e la produzione di ATP2. Dopo la stimolazione a freddo, la termogenesi nella BAT viene messa in moto dall'attivazione del sistema nervoso simpatico (SNS), seguita dal rilascio di noradrenalina (NE). NE si lega ai recettori adrenergici β3 e porta all'elevazione dell'AMP ciclico intracellulare (cAMP). Di conseguenza, l'impegno cAMP/PKA-dipendente di CREB (cAMP response element-binding protein) stimola la trascrizione di Ucp1 tramite il legame diretto sugli elementi di risposta CREB (CRE)2. Oltre alla BAT, gli adipociti simili al marrone si trovano anche all'interno del tessuto adiposo bianco e sono quindi denominati cellule beige o brite (marrone in bianco)1,3. In risposta a stimoli specifici (come il freddo), queste cellule beige altrimenti quiescenti vengono rimodellate per mostrare molteplici caratteristiche simili al marrone, tra cui goccioline lipidiche multiloculari, mitocondri densamente imballati e espressione aumentata di UCP13,4,5.
Studi su animali hanno dimostrato che gli adipociti marroni e beige possiedono molteplici benefici metabolici oltre al suo effetto di riduzione del grasso, tra cui sensibilizzazione all'insulina, abbassamento dei lipidi, anti-infiammazione e anti-aterosclerosi6,7. Nell'uomo, la quantità di grasso beige / marrone è inversamente correlata con l'età, l'indice di insulino-resistenza e i disturbi cardiometabolici8. Inoltre, l'attivazione degli adipociti beige/marroni nell'uomo mediante acclimatazione a freddo o agonista del recettore adrenergico β3 conferisce protezione contro una serie di disturbi metabolici4,9,10. Queste prove indicano collettivamente che l'induzione del tessuto adiposo marrone e beige è una potenziale strategia terapeutica per la gestione dell'obesità e delle relative complicanze mediche8.
È interessante notare che, sebbene condividano una funzione simile, gli adipociti beige e marrone classico sono derivati da precursori diversi e attivati da meccanismi sovrapposti ma distinti1. Pertanto, l'imaging in vivo e la quantificazione degli adipociti marroni e beige sono essenziali per ottenere una migliore comprensione del controllo molecolare di questi tessuti adiposi. Attualmente la tomografia ad emissione di positroni (PET) 18F-fluorodeossiglucosio ([18F]FDG) combinata con la tomografia computerizzata (CT) rimane il gold standard per la caratterizzazione delle cellule termogeniche marroni e beige negli studi clinici8. La risonanza magnetica (MRI) utilizza potenti campi magnetici e impulsi a radiofrequenza per produrre strutture anatomiche dettagliate. Rispetto alla TAC, la risonanza magnetica genera immagini di organi e tessuti molli con una risoluzione più elevata. Qui è fornito un protocollo per la visualizzazione e la quantificazione degli adiposi funzionali marroni e beige nei modelli murini dopo l'acclimatazione all'esposizione al freddo, un modo comune e più affidabile per indurre l'imbrunimento adiposo. Questo metodo può essere applicato per caratterizzare con alta precisione i depositi adiposi termogenici in modelli animali di piccole dimensioni.
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Protocol
Il protocollo descritto di seguito segue le linee guida per la cura degli animali dell'Università di Hong Kong. Gli animali utilizzati nello studio erano topi C57BL / 6J di 8 settimane.
1. Procedure chirurgiche animali e sfida a freddo
- Eseguire la dissezione BAT interscapolare (iBAT).
- Anestetizzare i topi mediante iniezione intraperitoneale di ketamina/xilazina (100 mg/kg di ketamina a corpo libero e 10 mg/kg di xilazina peso corporeo). Dopo l'anestesia, radere i capelli del topo dal collo a appena sotto le scapole.
- Posizionare i topi sulla piastra riscaldante dopo la disinfezione e fare un'incisione di 2 cm lungo la linea mediana dorsale dei topi.
- Rimuovere i pad iBAT (bilaterali). Nel gruppo operato in modo fittizio, fare la stessa incisione ma lasciare intatti i cuscinetti iBAT.
- Chiudere l'incisione utilizzando clip avvolte in acciaio inossidabile da 7 mm dopo che l'emorragia si è fermata.
- Dopo l'intervento chirurgico, somministrare meloxicam (5 mg / kg in acqua potabile) ai topi per 6 giorni e ospitarli in un'unità di terapia intensiva (ICU) per 14 giorni. Rimuovere le clip non appena la ferita è guarita (7-10 giorni).
- Sfida fredda dei topi: ospita i topi a termoneutralità (30 ° C) per 14 giorni. Il giorno 13, pre-raffreddare le gabbie degli animali a freddo (6 ° C) durante la notte. Il giorno 14, metti i topi a 6 °C nella camera ambientale per 7 giorni. Metti due topi in ogni gabbia.
2. Calibrazioni Micro-PET/MR e configurazione del flusso di lavoro
NOTA: l'imaging micro-PET/MR viene eseguito utilizzando un sistema PET/MR sequenziale (vedere Tabella dei materiali). Ogni mouse è posizionato sul letto di imaging; prima scansione con la MR per un riferimento anatomico (vista scout) prima di avanzare al centro del campo visivo PET (FOV) per un'acquisizione PET statica [18F]FDG, seguita da imaging MR per riferimento anatomico. Nel software operativo dello scanner viene creato un flusso di lavoro di imaging (vedere Tabella dei materiali) per consentire scansioni PET/MR automatizzate e sequenziali prima della sessione di imaging.
- Crea un flusso di lavoro di imaging nel software operativo che includa l'acquisizione PET statica, le acquisizioni MRI per la correzione dell'attenuazione e il riferimento anatomico utilizzando rispettivamente l'imaging 3D con peso T1 e l'imaging 2D ponderato T2.
- Per acquisire PET, impostare la discriminazione del livello di 400-600 keV, l'isotopo di studio F-18, la modalità di coincidenza 1-5 e le scansioni di 20 minuti.
- Per acquisire MR ponderato T1 (per la correzione dell'attenuazione), impostare Gradient Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, numero di eccitazioni (NEX) = 3, 28 fette con spessore 0,9 mm, dimensione voxel = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).
- Per acquisire MR (riferimento anatomico) ponderato T2, impostare Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 fette con spessore 0,9 mm, dimensione voxel = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).
- Per ricostruire il PET, utilizzare l'algoritmo Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 iterazioni, 6 sottoinsiemi) con la modalità di coincidenza 1-3 e con correzioni di decadimento, tempo morto, casualità, attenuazione e dispersione per creare immagini con una dimensione complessiva di 0,3 mm3 voxel.
- Eseguire un pet activity test dello scanner micro-PET/MR un giorno prima dell'inizio dello studio di imaging per verificare l'accuratezza della quantificazione PET.
- Preparare una siringa da 5 ml riempita con [18F]FDG come raccomandato dalle linee guida del produttore (140-220 μCi/5-8 MBq in acqua o soluzione salina).
- Registrare l'attività della siringa utilizzando un calibratore di dose (vedere Tabella dei materiali) e annotare il tempo di misurazione.
- Selezionare ROI ellisse interpolata per disegnare un volume di interesse (VOI) sull'immagine ricostruita per confrontare l'attività recuperata con il valore misurato come descritto sopra. L'attività recuperata per uno scanner ben calibrato è accurata entro ±5%.
3. Iniezione di [18F]FDG
- Ordinare una dose clinica di [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) dal fornitore per il suo arrivo al laboratorio di imaging circa 30 minuti prima della prima iniezione programmata. Assicurarsi di indossare adeguati dispositivi di protezione individuale (DPI), come un camice da laboratorio, guanti, dosimetro di radiazioni personali, ad esempio dita, tutto il corpo quando si riceve la confezione contenente materiali radioattivi. Cambiare regolarmente i guanti per evitare la contaminazione incrociata della radioattività e aumentare il più possibile la distanza dalla sorgente radioattiva.
- Utilizzare la pinza per trasferire con attenzione il flaconcino [18F]FDG dietro uno scudo da tavolo con blocco a L.
- Erogare un'aliquota di [18F]FDG e diluire con soluzione salina sterilizzata per dare una concentrazione di attività totale a 200-250 μCi/7-9 MBq) in 100-150 μL.
- Aspirare la soluzione [18F]FDG in una siringa da 1 mL con ago (vedere Tabella dei materiali), misurare la radioattività utilizzando un calibratore di dose impostato su F-18 e registrare il tempo di misurazione.
- Registrare il peso del mouse prima dell'iniezione. Iniettare la soluzione di [18F]FDG preparata attraverso la vena della coda. Prendere nota del tempo di iniezione e del residuo della radioattività della siringa per consentire la correzione del decadimento.
- Rimetti il mouse nella gabbia e lascia che [18F] FDG prenda per 60 minuti prima delle scansioni PET.
- Calcolare l'attività [18F]FDG iniettata utilizzando la seguente formula11:
Attività iniettata (μCi/MBq)
= Attività nella siringa prima dell'iniezione
- attività nella siringa dopo l'iniezione
4. Acquisizione di micro-PET/MR
- Accendere il riscaldatore d'aria sul letto del mouse per consentire all'aria calda di attraversarlo.
- Anestetizzare il mouse utilizzando il 5% di isoflurano (1 L/min di O2 medico). Una volta indotto, trasferire il mouse nel letto caldo del topo e mantenere l'anestesia al 2% -3% di isoflurano tramite un cono maschera nasale. Posizionare la testa del mouse prona sulla barra del morso e assicurarsi che il mouse non sporga al di fuori del diametro del letto. Applicare lubrificante per gli occhi per evitare l'essiccazione e la formazione di ulcere corneali.
- Monitorare la temperatura corporea e la frequenza respiratoria rispettivamente con una sonda termica e un cuscinetto respiratorio. Mantenere la temperatura corporea a 36-37 °C e la frequenza respiratoria a 70-80 respiri al minuto (bpm) regolando il livello di isoflurano.
- Eseguire una vista scout per determinare la posizione del mouse. Regolare la posizione del letto del mouse per includere l'intero corpo del mouse e per assicurarsi che il FOV centrale di MR sia al centro del corpo del mouse.
- Nella finestra Acquisizione PET nell'elenco degli studi, selezionare Intervallo di scansione su acquisizione precedente per utilizzare la posizione di visualizzazione scout come descritto sopra. Fare clic su Prepara per spostare il letto animale da MR a PET. Selezionare OK per avviare la scansione PET. Registrare la dose di iniezione e il tempo misurato prima e dopo la somministrazione di [18F]FDG nell'editor radiofarmaceutico. Immettere il peso del mouse nel menu Informazioni soggetto .
- Una volta completata la scansione PET, selezionare Prepara per passare alla RM e completare tutte le acquisizioni MR nella finestra dell'elenco degli studi. Selezionare OK per avviare le scansioni MR.
- Una volta completato l'intero flusso di lavoro, valutare brevemente la qualità delle immagini MR acquisite utilizzando il software di post-elaborazione (vedere Tabella dei materiali). Fare clic sul pulsante Home per spostare il letto del mouse da MR alla posizione originale.
- Rimuovere con attenzione il mouse dallo scanner e riportarlo in una gabbia pulita con un pad riscaldato sotto per consentire il recupero in ambienti caldi. Fornire al mouse cibo e acqua. Il sistema è ora pronto per il prossimo mouse in coda.
- Per ricostruire i dati, selezionare Acquisizione PET nel menu Scansione raw per caricare la scansione PET completata. Selezionare Acquisizione MR ponderata T1 per la creazione di mappe dei materiali. Ricostruire i dati come descritto sopra (vedere il passaggio 2.5).
- Seguire le normative locali e di istituto relative alla cura e alla gestione del topo di imaging post-PET. Considerare tutte le siringhe / aghi usati, guanti, biancheria da letto e materia fecale come rifiuti radioattivi che richiedono una manipolazione / smaltimento speciale in conformità con le normative locali.
5. Analisi post-imaging
- Aprire il software di analisi delle immagini (vedere Tabella dei materiali) e fare clic su Carica dati DICOM per recuperare le immagini MR e PET corrispondenti.
- Eseguire la co-registrazione dell'immagine MR e PET trascinando queste immagini nella finestra di visualizzazione. Fare clic sulla funzione Registrazione automatica .
- Selezionare Trasformazione rigida nel menu a discesa Impostazione registrazione . Selezionate Maiusc e Rotazione (Rotation) nel menu Rigido/Affine (Rigid/Affine ).
- Selezionare l'acquisizione MR ponderata T1 come riferimento e l'acquisizione PET come Reslice nel menu Selezione ruolo globale .
- Ispezionare la registrazione in tutte e tre le dimensioni per assicurarsi un perfetto allineamento tra le immagini MR e PET. Per regolarlo manualmente, fare clic su Registrazione manuale.
- Usa il ROI dell'ellisse interpolata per disegnare VOI sul tessuto di interesse, cioè iBAT e tessuto adiposo bianco inguinale (iWAT) usando l'immagine MR come riferimento. Utilizzare lo strumento pennello e lo strumento gomma per definire il bordo VOI; quindi, l'anatomia dei tessuti. Assicurarsi che non vi sia alcun assorbimento di sovrapposizioni utilizzando l'immagine PET per evitare ricadute dagli organi vicini. Ripetere il processo slide-by-slide fino a delineare l'intero VOI. Se necessario, modificare i VOI per mantenere volumi VOI coerenti tra ciascun mouse.
- Utilizzare Ellipsoid VOI per disegnare un VOI di 3 mm3 sul polmone come organo di riferimento. Evitare qualsiasi spillover dal cuore e dal muscolo vicini.
- Al termine, fare clic su Mostra tabella ROI per rinominare ogni VOI. Registrare la radioattività media con il VOI e il volume del tessuto in un foglio di calcolo. Archiviare i disegni VOI e i dati di imaging in un dispositivo di archiviazione dati.
- Calcolare il valore di assorbimento standardizzato (SUV) per tutti i VOI utilizzando la seguente equazione11:
SUVmean = radioattività VOI in kBq / (Decadimento - dose iniettata corretta in kBq / peso corporeo del topo in kg), assumendo una densità tissutale di 1 g / mL.
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Representative Results
Tre gruppi di topi (n = 3 per gruppo) sono stati sottoposti a micro-PET/MR imaging in questo studio, dove sono stati alloggiati a termoneutralità (30 °C) o a freddo (6 °C) per 7 giorni. Un gruppo di topi (n = 3) ha avuto il loro iBAT rimosso (iBATx) prima del trattamento a freddo (Figura 1A). Questo metodo ha portato ad un'alterazione dell'attività del tessuto adiposo bianco in tutti e tre i topi. In particolare, un notevole aumento dell'assorbimento di [18F]FDG è stato osservato in iWAT utilizzando l'imaging micro-PET/MR (Figura 1B-C). Questi dati di imaging co-registrati sono dimostrati come proiezione di intensità massima (MIP), in cui iWAT è stato chiaramente delineato per consentire la quantificazione dell'assorbimento di [18F]FDG. Coerentemente, gli adipociti multiloculari, che sono morfologia caratteristica per gli adipociti beige, erano più pronunciati in iWAT dai topi iBATx, rispetto al gruppo operato fittizio (Figura 1D).
Per verificare se i cambiamenti sulle attività iBAT e iWAT in questa prolungata induzione del freddo possono essere monitorati mediante imaging micro-PET/ MR, sono stati condotti studi di imaging sui topi esposti a 30 °C e 6 °C e sono stati confrontati i risultati tra i gruppi. L'imaging PET/MR ha anche dimostrato che i topi sottoposti a 6 °C hanno un assorbimento marcatamente elevato di [18F]FDG su iBAT in topi operati da sham (Figura 2A), che è coerente con la precedente letteratura riportata11. I topi con il loro iBAT rimosso (iBATx) prima del trattamento a freddo hanno mostrato il più alto assorbimento di [18F]FDG nell'iWAT tra i gruppi 30 °C e 6 °C (Figura 2B). Le immagini PET sono state ulteriormente quantificate utilizzando un approccio basato su SUV. In iBAT, l'esposizione al freddo ha causato un aumento di 7 volte dell'assorbimento di [18F]FDG rispetto al gruppo a 30 °C. In iWAT, l'assorbimento di [18F]FDG è stato più elevato nei topi iBATx acclimatati a freddo rispetto ai restanti gruppi (Figura 2C). La rimozione di iBAT nei topi indotti dal freddo ha comportato un aumento di 8 volte dell'assorbimento di iWAT rispetto ai topi termoneutralità, mentre solo un modesto aumento (2 volte) è stato osservato quando iBAT era presente nei topi.
Figura 1: Micro-PET/MR Imaging del tessuto adiposo bianco inguinale (iWAT) nei topi. Il tessuto adiposo bruno interscapolare è stato rimosso chirurgicamente (iBATx). Dopo il recupero, i topi sono stati alloggiati a 6 °C per 7 giorni prima dell'analisi. (A) Diagramma di flusso per le procedure chirurgiche e successive. (B) Illustrazione della posizione del mouse e dello scanner PET/MR. (C) Proiezione di intensità massima (MIP) di immagini PET/MR co-registrate. Frecce bianche: posizione di iWAT. A: Anterior L: Sinistra. (D) Colorazione di ematossilina ed eosina (HE) di iWAT in topi sham e iBATx dopo esposizione al freddo. Barra della scala = 100 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Assorbimento rappresentativo in vivo [18F]FDG nel tessuto adiposo bruno nella regione interscapolare (iBAT) e nel tessuto adiposo bianco sottocutaneo inguinale (iWAT). I topi alloggiati a termoneutralità (30 °C), acclimatati a freddo (6 °C) e acclimatati a freddo + iBATx sono stati sottoposti a imaging PET/MR [18F]FDG. (A) Sezione sagittale di immagini PET/MR che mostrano iBAT nei topi. (B) Sezione assiale di immagini PET/MR che mostrano iWAT bilaterale. (C) Analisi quantitativa dell'assorbimento di [18F]FDG in iBAT (a sinistra) e iWAT (a destra). Frecce gialle: posizione di iBAT. Frecce bianche: posizione di iWAT. n = 3 per ogni gruppo. I valori di SUVratio sono presentati come medi ±SD. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
In questo studio, è stata descritta un'imaging e una quantificazione basati su PET / MR del tessuto adiposo marrone e beige funzionale in piccoli animali. Questo metodo utilizza l'analogo del glucosio non metabolizzabile [18F]FDG come biomarcatore di imaging in modo da identificare i tessuti adiposi con elevata domanda di glucosio in modo non invasivo. La RM offre un buon contrasto tra i tessuti molli e può differenziare meglio i tessuti adiposi dai tessuti molli e dai muscoli vicini. Se combinato con la PET, questo consente l'imaging e la quantificazione degli adipociti attivati a seguito di un elevato utilizzo del glucosio in modo accurato. Le condizioni sperimentali qui delineate evidenziano la fattibilità dell'uso di [18F]FDG PET per studiare l'up-regulation di iBAT e iWAT in vivo, ed è potenzialmente utile per la valutazione dell'impatto termogenico di nuovi farmaci candidati. Inoltre, questo protocollo può essere facilmente modificato in un formato ad alto throughput visualizzando contemporaneamente più topi utilizzando un letto animale appositamente progettato, aumentando così la potenza statistica e la fiducia nei dati di imaging a costi e tempi ridotti12,13.
Attualmente, [18F]FDG PET/CT rimane l'approccio più comune per visualizzare BAT negli esseri umani e nei roditori e i protocolli standard sono stati ben stabiliti8,11. Negli ultimi anni, ci sono anche diversi studi che utilizzano l'imaging [18F]FDG PET/MR per valutare la BAT nell'uomo14,15,16. Al contrario, non è disponibile alcuna descrizione dettagliata su [18F]FDG PET/MRI per piccoli animali. Qui è descritto un protocollo dettagliato che si basa sull'uso di un sistema di imaging combinato PET e MR nei topi. Questo metodo sfrutta la maggiore risoluzione della risonanza magnetica, in particolare sul rilevamento dei tessuti adiposi, rendendoli facili da identificare e segmentare rispetto al metodo TC comunemente usato. Pertanto, l'approccio attuale consente una maggiore accuratezza della quantificazione PET rispetto al metodo PET / CT, che è di grande valore per gli studi su piccoli animali con depositi adiposi più delicati. Quando si analizzano i risultati dei tessuti di interesse al loro assorbimento basale, la risonanza magnetica diventa uno strumento essenziale per disegnare con precisione i VOI per garantire la coerenza dei loro volumi tra i topi ed evitare l'inclusione di organi vicini. Inoltre, un'elaborazione accurata delle immagini come la registrazione delle immagini e la delineazione VOI sono importanti per consentire una quantificazione affidabile. La posizione anatomica della BAT glucosio-responsiva è distinta tra l'uomo e il topo. Mentre la BAT funzionale si trova nella regione interscapolare, [18F]FDG PET/MR imaging-based analysis identifica principalmente BAT funzionale nella regione sopraclavicolare negli esseri umani14,15,16.
Anche lo stato di digiuno o alimentazione dei topi dovrebbe essere preso in considerazione quando si esegue l'esperimento di assorbimento [18F] FDG. In alcuni studi, i topi sono a digiuno per diverse ore o anche durante la notte prima dell'esperimento di assorbimento poiché si suppone che il glucosio endogeno competerà con [18F] FDG. Nel protocollo, è stato misurato il [18F]FDG allo stato di alimentazione e il forte segnale di assorbimento è stato ancora osservato sia in iBAT che in iWAT. Questo, quindi, dimostra che non è necessario mettere i topi in uno stato di digiuno per segnali di assorbimento robusti, che è meno fisiologicamente rilevante. In realtà, si dovrebbe prestare attenzione quando si esaminano BAT e adipociti beige negli animali a digiuno poiché una precedente scoperta ha riportato che il segnale di fame mediato dal neuropeptide Y (NPY) ipotalamico agisce sui sistemi motori midollari per inibire la termogenesi bat riducendo l'innervazione simpatica17. Coerentemente, negli esseri umani, si suggerisce che su diete ad alto contenuto calorico, gli adipociti termogenici bruciano calorie extra in modo da mantenere l'equilibrio energetico. Al contrario, dopo la privazione di nutrienti, vengono attivati meccanismi di controregolamentazione per sopprimere gli sprechi energetici.
Un'altra considerazione per l'imaging PET [18F]FDG riguarda le vie per la somministrazione di radiotraccianti nei topi. Le tecniche intraperitoneali e endovenose sono due modi comuni per iniettare [18F]FDG nei topi ed entrambi i metodi determinano una biodistribuzione relativamente simile di [18F]FDG nei topi 60 minuti dopo l'iniezione18. Mentre il metodo intraperitoneale è relativamente facile da eseguire e l'iniezione può essere eseguita rapidamente per evitare stress indesiderati imposti ai topi, l'iniezione diretta accidentalmente nell'intestino è comune e non viene immediatamente identificata, portando a risultati PET inaffidabili19. Il metodo endovenoso è il metodo preferito e impiegato in questo studio. Il successo dell'iniezione della vena della coda può essere determinato quando si osserva un flashback di sangue visibile prima dell'infusione, indicando che l'ago è posizionato correttamente all'interno della vena per l'infusione. Una limitazione a questa tecnica è la difficoltà di notare un flashback di sangue visibile, potenzialmente dovuto alla bassa pressione sanguigna e alla presenza di capelli scuri sulla coda. Questo può essere superato riscaldando la coda con un panno caldo per aumentare il flusso sanguigno, migliorando così la visibilità della vena per l'inserimento dell'ago.
Uno scanner accurato e un'attrezzatura pertinente sono altri fattori importanti per una quantificazione affidabile delle immagini PET. È imperativo eseguire esami di controllo qualità di routine sui componenti PET e MR dello scanner. Il controllo di qualità MR comporta la valutazione del rapporto segnale-rumore su diverse sequenze ponderate T1 e T2, che dovrebbe essere eseguita su base settimanale come raccomandato dal produttore dello scanner. Per la PET, l'accuratezza dell'attività deve essere determinata utilizzando una siringa contenente una concentrazione nota di radioattività su base settimanale o prima dell'inizio di uno studio importante. Questo test di controllo qualità consente anche di determinare la co-registrazione di immagini PET e MR. La calibrazione deve essere eseguita se l'attività recuperata non rientra nell'intervallo raccomandato o se viene rilevata una registrazione errata tra immagini PET e MR. Inoltre, il calibratore della dose deve essere regolarmente calibrato secondo le linee guida del produttore poiché si tratta di uno strumento importante per il controllo di qualità dello scanner e per la misurazione della radioattività per l'imaging PET.
Questo studio mostra che l'attivazione dei depositi adiposi sia in iBAT che in iWAT nei topi può essere visualizzata e quantificata utilizzando l'imaging PET / MR [18F] FDG dopo l'esposizione alla temperatura fredda. Tuttavia, l'attuale studio è limitato dal fatto che l'assorbimento di [18F]FDG in iWAT è stato relativamente basso a meno che non sia in assenza di iBAT. Ciò indica che rispetto all'iBAT che viene prontamente attivato dallo stimolo freddo, gli adipociti beige sono relativamente riluttanti ad essere mobilitati e agiscono più come un deposito termogenico di backup di iBAT nei topi. Metodi più efficienti per indurre il segnale [18F]FDG nell'iWAT e / o in altri depositi adiposi nei topi normali, come l'uso di attivatori specifici del beige o la condizione di sfida al freddo più forte, devono essere identificati, che esula dallo scopo del presente studio.
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Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse da divulgare.
Acknowledgments
Ringraziamo il sostegno della National Natural Science Foundation of China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong e Macao) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 e 17123419) e Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) per esperimenti di imaging su piccoli animali.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sterile saline | BBraun | 0.9% sodium chloride intravenous infusion, 500 mL | |
| 5 mL syringe | Terumo | SS05L | 5 mL syringe Luer Lock |
| Dose Calibrator | Biodex | Atomlab 500 | |
| Eye lubricant | Alcon Duratears | Sterile ocular lubricant ointment, 3.5 g | |
| Insulin syringe | Terumo | 10ME2913 | 1 mL insulin syringe with needle |
| InterView Fusion software | Mediso | Version 3.03 | Post-processing and image analysis software |
| Isoflurane | Chanelle Pharma | Iso-Vet, inhalation anesthetic, 250 mL | |
| Ketamine | Alfasan International B.V. | HK-37715 | Ketamine 10% injection solution, 10 mL |
| Medical oxygen | Linde HKO | 101-HR | compressed gas, 99.5% purity |
| Metacam | Boehringer Ingelheim | 5 mg/mL Meloxicam solution for injection for dogs and cats, 10 mL | |
| nanoScan PET/MR Scanner | Mediso | 3 Tesla MR | |
| Nucline nanoScan software | Mediso | Version 3.0 | Scanner operating software |
| Wound clips | Reflex 7 | 203-100 | 7mm Stainless steel wound clips, 20 clips |
| Xylazine | Alfasan International B.V. | HK-56179 | Xylazine 2% injection solution, 30 mL |
References
- Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
- Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
- Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
- Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
- Ishibashi, J., Seale, P.
- Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
- Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
- Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
- Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
- Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
- Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
- Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
- Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
- Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358 (2019).
- Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
- Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705 (2015).
- Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
- Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
- Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).
![Visualizzazione e quantificazione dei tessuti adiposi marroni e beige nei topi utilizzando [<sup>18F</sup>]FDG Micro-PET/MR Imaging](https://cloudfront.jove.com/CDNSource/teasers/62460.jpg)
