Quantifizierung zellulärer Dichten und antigener Eigenschaften mittels Magnetschwebebahn

Summary

Diese Arbeit beschreibt eine auf Magnetschwebenutzung basierende Methode, die spezifisch das Vorhandensein von Antigenen, entweder löslich oder membrangebunden, nachweisen kann, indem Änderungen der Levitationshöhe von Auffangperlen mit festen Dichten quantifiziert werden.

Abstract

Die beschriebene Methode wurde basierend auf den Prinzipien der Magnetschwebebahn entwickelt, die Zellen und Partikel anhand ihrer Dichte und magnetischen Eigenschaften trennt. Dichte ist eine Zelltyp-identifizierende Eigenschaft, die in direktem Zusammenhang mit seiner Stoffwechselrate, Differenzierung und seinem Aktivierungsstatus steht. Die Magnetschwebebahn ermöglicht einen einstufigen Ansatz zur erfolgreichen Trennung, Abbildung und Charakterisierung zirkulierender Blutzellen sowie zur Erkennung von Anämie, Sichelzellenanämie und zirkulierenden Tumorzellen basierend auf Dichte und magnetischen Eigenschaften. Dieser Ansatz ist auch für den Nachweis löslicher Antigene in einer Lösung geeignet, indem Sätze von Perlen niedriger und hoher Dichte verwendet werden, die mit Einfang- bzw. Nachweisantikörpern beschichtet sind. Wenn das Antigen in Lösung vorhanden ist, überbrückt es die beiden Sätze von Perlen und erzeugt einen neuen Perlen-Perlen-Komplex, der zwischen den Reihen der antikörperbeschichteten Perlen schwebt. Eine erhöhte Konzentration des Zielantigens in Lösung erzeugt im Vergleich zu niedrigeren Antigenkonzentrationen eine größere Anzahl von Perlen-Perlen-Komplexen, wodurch quantitative Messungen des Zielantigens ermöglicht werden. Die Magnetschwebebahn ist für andere Methoden aufgrund ihrer verkürzten Probenvorbereitungszeit und der fehlenden Abhängigkeit von klassischen Auslesemethoden vorteilhaft. Das erzeugte Bild kann einfach mit einem Standardmikroskop oder einem mobilen Gerät wie einem Smartphone oder einem Tablet erfasst und analysiert werden.

Introduction

Die Magnetschwebebahn ist eine Technik, die entwickelt wurde, um die Zelltypen^1,2,3,Proteine^4,5 und Opioide⁶ ausschließlich auf der Grundlage ihrer spezifischen Dichte und paramagnetischen Eigenschaften zu trennen, zu analysieren und zu identifizieren. Die Zelldichte ist eine einzigartige, intrinsische Eigenschaft jedes Zelltyps, die in direktem Zusammenhang mit seiner Stoffwechselrate und seinem Differenzierungsstatus steht^7,8,9,10,^11,12,13,14. Die Quantifizierung subtiler und vorübergehender Veränderungen der Zelldichte unter stationären Bedingungen und während einer Vielzahl von Zellprozessen könnte einen unübertroffenen Einblick in die Zellphysiologie und Pathophysiologie ermöglichen. Veränderungen der Zelldichte sind mit der Zelldifferenzierung^15,16, der Zellzyklusprogression^9,17,18,19, apoptose^20,21,22,23und der malignen Transformation^24,25,26 verbunden . Daher kann die Quantifizierung spezifischer Änderungen der Zelldichte verwendet werden, um zwischen Zellen verschiedener Typen zu unterscheiden und zwischen demselben Zelltyp zu unterscheiden, der verschiedenen Aktivierungsprozessen unterzogen wird. Dies ermöglicht Experimente, die auf eine bestimmte Zellteilpopulation abzielen, wobei dynamische Dichteänderungen als Indikator für einen veränderten Zellstoffwechsel dienen²⁷. Da festgestellt wurde, dass eine Zelle ihre Dichte als Reaktion auf eine sich ändernde Umgebung ändern kann⁷, ist es unerlässlich, die Kinetik der Zelle in Bezug auf ihre Dichte zu messen, um sie vollständig zu verstehen, was aktuelle Methoden möglicherweise nicht liefern¹². Die Magnetschwebebahn hingegen ermöglicht eine dynamische Bewertung von Zellen und ihren Eigenschaften²⁸.

Zellen sind diamagnetisch, was bedeutet, dass sie kein permanentes magnetisches Dipolmoment haben. Wenn es jedoch einem externen Magnetfeld ausgesetzt wird, wird in den Zellen ein schwaches magnetisches Dipolmoment in der entgegengesetzten Richtung des angelegten Feldes erzeugt. Wenn Zellen also in einer paramagnetischen Lösung suspendiert und einem starken vertikalen Magnetfeld ausgesetzt werden, schweben sie von der Magnetquelle weg und stoppen bis zu einer Höhe, die in erster Linie von ihrer individuellen Dichte abhängt. Die diamagnetische Levitation eines Objekts, das auf das Minimum eines inhomogenen Magnetfeldes beschränkt ist, ist möglich, wenn die beiden folgenden Kriterien erfüllt sind: 1) Die magnetische Anfälligkeit des Partikels muss kleiner sein als die des umgebenden Mediums und 2) die Magnetkraft muss stark genug sein, um die Auftriebskraft des Partikels auszugleichen. Beide Kriterien können erfüllt werden, indem Erythrozyten in einem magnetischen Puffer aufgehängt und starke Magnetfeldgradienten mit kleinen, kostengünstigen, handelsüblichen Permanentmagneten erzeugt werden¹. Die Gleichgewichtsposition eines magnetisch gefangenen Teilchens auf einer Achse entlang der Gravitationsrichtung wird durch seine Dichte (relativ zur Dichte des Puffers), seine magnetische Anfälligkeit (relativ zur magnetischen Empfindlichkeit des Puffers) und die Signatur des angelegten Magnetfeldes bestimmt. Da die Dichte und die magnetischen Eigenschaften der Lösung im gesamten System konstant sind, sind die intrinsischen Dichteeigenschaften der Zellen der Hauptfaktor, der die Levitationshöhe der Zellen bestimmt, wobei dichtere Zellen im Vergleich zu weniger dichten Zellen niedriger schweben. Dieser Ansatz verwendet einen Satz von zwei Dichtereferenzperlen (1,05 und 1,2 g/ ml), die es uns ermöglichen, eine präzise, ratiometrische Analyse für Dichtemessungen zu verwenden. Die Änderung der Konzentration der magnetischen Lösung ermöglicht es, verschiedene Zelluläre Populationen wie Erythrozyten von WBCs zu isolieren, da die Dichte der zirkulierenden Zellen zellspezifisch ist, wodurch isolationsprotokolle oder andere Zellmanipulationen entfallen.

Die Mehrzahl der in der biologischen Forschung verwendeten Nachweismethoden beruht auf der Extrapolation spezifischer Bindungsereignisse in leicht zu quantifizierende lineare Signale. Diese Auslesemethoden sind oft komplex und erfordern spezielle Geräte und engagiertes wissenschaftliches Personal. Ein Ansatz, der auf den Nachweis von Antigenen abzielt, die entweder auf der Plasmamembran von Zellen oder extrazellulären Vesikeln gefunden werden oder die im Plasma löslich sind, wobei entweder eine oder zwei Antikörperbeschichtete Kügelchen verwendet werden, wird hierin beschrieben. Die Perlen müssen von unterschiedlicher Dichte sein als die voneinander und von denen der befragten Ziele. Das Vorhandensein des Zielantigens in einem bestimmten Biofluid wird in eine spezifische, messbare Änderung der Levitationshöhe einer Antigen-positiven Zelle übersetzt, die an eine Nachweisperle gebunden ist. Im Falle von löslichen Antigenen oder extrazellulären Vesikeln sind sie sowohl an Einfang- als auch an Nachweisperlen gebunden und bilden eher einen Perlen-Perlen-Komplex als einen Perlen-Zell-Komplex. Die Änderung der Levitationshöhe hängt von der neuen Dichte der Perlenzell- oder Perlen-Perlen-Komplexe ab. Neben der Änderung der Levitationshöhe der Komplexe, die auf das Vorhandensein von Antigen im Biofluid hinweist, hängt die Anzahl der Komplexe auch von der Menge des Ziels ab, was die Magnetschwebebahn auch zu einem quantitativen Ansatz für den Antigennachweis macht²⁴.

Protocol

Das in dieser Studie verwendete experimentelle Protokoll wurde vom Beth Israel Deaconess Medical Center Institutional Review Board (IRB) genehmigt.

1. Geräteeinrichtung

HINWEIS: Für die Abbildung schwebender Zellen müssen zwei seltenere Neodym-Magnete, die auf der z-Achse magnetisiert sind, mit demselben Pol zueinander platziert werden, um ein Magnetfeld zu erzeugen. Der Abstand zwischen den Magneten kann in Abhängigkeit von der Intensität des Magnetfeldes und der Dichte der Ziele angepasst werden. In diesem Fall sind die Magnete durch einen 1mm Raum getrennt, der für das Einsetzen eines 50 mm langen 1x1 mm quadratischen Glaskapillarrohrs ausreicht. Das Gerät wurde mit einem AutoCAD-Design, das auf Anfrage erhältlich ist, in 3D gedruckt.

1. Legen Sie das Mikroskop auf die Seite, perfekt horizontal.
   HINWEIS: Ein Mikroskop, das in einer standardmäßigen aufrechten Position platziert ist, ist aufgrund der Positionen der Magnete in Bezug auf Kondensator und Objektiv nicht direkt für die Abbildung schwebender Objekte geeignet. Diese Einschränkung kann umgangen werden, indem das Mikroskop auf die Seite gelegt wird, perfekt horizontal, so dass der Kondensator das Licht in die Kapillare fokussieren kann und die Objektivlinse die zwischen den Magneten schwebende Zelle unter Beibehaltung der Köhler-Beleuchtungsanforderungen abbildet.
2. Unterstützen und nivellieren Sie den Ständer auf einem Steckbretttisch mit 2 oder 3 Laborbuchsen.
3. Um Vibrationen zu begrenzen, stützen Sie den Steckbretttisch mit gummidämpfenden Füßen.
4. Entfernen Sie die Stufe und ersetzen Sie sie durch eine kompakte Laborbuchse zum Einstellen der Höhe der Levitationsvorrichtung(y-Achse)und zwei einachsige Translationstische. eine zum Einstellen des Fokus (z-Achse) und die zweite zum Scannen des Kapillarrohrs.
5. Befestigen Sie das Magnetschwebegerät mit zwei optischen Pfosten der Miniserie an der Laborbuchse.

2. Bindung von Antikörpern an Carboxy-Mikropartikel/Kügelchen (Modifiziert aus einem Protokoll von PolyAn)

HINWEIS: Für den Rh(+)-Nachweis müssen nur Perlen niedriger Dichte (1,05 g/ml) beschichtet werden, aber sowohl Perlen mit hoher als auch niedriger Dichte sind für den Nachweis extrazellulärer Vesikel beschichtet.

1. Nehmen Sie 1 mg Äquivalent Perlensuspension heraus und geben Sie es in 0,5 ml Aktivierungspuffer (50 mM MES (MW195,2, 9,72 mg in 1 ml)) pH 5,0 und 0,001% Polysorbat-20).
2. Fügen Sie 12 μL frisch hergestellte 1,5 M EDC (MW 191,7, 0,28755 g in 1 mL) und 12 μL 0,3 M Sulfo-NHS (MW 217,14, 0,0651 g in 1 mL) in eiskaltes Wasser hinzu.
3. Legen Sie die Röhren auf einen Orbitalschüttler und schütteln Sie 1 h bei Raumtemperatur kräftig, um die Carboxylgruppen auf den Kügelchen zu aktivieren.
4. Stoppen Sie die Aktivierung nach 1 h durch Zugabe von 0,5 ml Kopplungspuffer (10x PBS oder 0,1 M Phosphat pH 7-9).
5. Pelletieren Sie die Perlen durch Zentrifugieren bei 20.000 x g für 10 min oder, wenn die Perlen nicht pelletiert werden können, verwenden Sie einen 0,45 μm Zentrifugenrohrfilter. Aspirieren Sie den Überstand oder den Durchfluss.
6. Waschen Sie die Perlen mit 1 ml 10x PBS 3 mal wie in Schritt 2.5.
7. Berechnen Sie 25 μg Antikörper pro mg Kügelchen und mischen Sie den gewünschten Antikörper mit aktivierten Kügelchen zu einer endgültigen Antikörperkonzentration von 0,7-1,0 mg/ml in 10x PBS.
8. Legen Sie die Rohre auf eine Rohrwippe, die auf eine niedrige Geschwindigkeit eingestellt ist. Rohre sanft bei Raumtemperatur über Nacht zum Kuppeln rollen.
9. Wiederholen Sie Schritt 2.5 und waschen Sie die Perlen zweimal mit 1 ml 10x PBS.
10. Waschen Sie mit 0,5 mL 1 M Ethanolamin (98% Schaft = 16,2 M) in Puffer pH 8,0 mit 0,02% Polysorbat-20 für 1 h bei Raumtemperatur unter vorsichtigem Schütteln.
11. Wiederholen Sie Schritt 2.5 und waschen Sie die Perlen einmal in 1 ml DPBS. Die Perlen können in 200 μL DPBS bei 4 °C gelagert werden, bis sie benötigt werden.
    HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden.

3. Gewinnung und Aufbereitung von Blut für den Rh(+)-Nachweis

1. Stechen Sie mit einem Ein-Klick-Stechgerät in den Finger eines Rh(+)-Spenders und sammeln Sie 10 μL Blut in 1 ml DPBS.
2. Färben Sie die Rh+-Zellen mit einer fluoreszierenden Plasmamembranfärbung. Gegebenenfalls 1 μL Fluoreszenzfarbstoff in die 1 mL Suspension von Rh+ Zellen geben (1:1000 Verdünnung).
3. Inkubieren Sie die Zellen mit dem Fluoreszenzfarbstoff bei 37 °C für 15 min.
4. Pelletieren Sie die Zellen durch Drehen bei 5.600 x g für 15 s und waschen Sie 3 mal mit 1 ml DPBS. Resuspend in 1 ml HBSS mit Calcium und Magnesium (HBSS++).
5. Stechen Sie mit dem Ein-Klick-Stechgerät in den Finger eines Rh(-)Spenders und sammeln Sie 2 μL Blut.
   HINWEIS: Wenn Sie mehr als 2 Bedingungen vorbereiten, sammeln Sie genug Blut, um 1 μL Rh (-) Blut zu jedem Röhrchen hinzuzufügen.
6. Bereiten Sie die notwendigen Versuchsröhrchen vor: Perlen allein, IgG-Kontrolle, Probe.
   1. Perlen allein: Fügen Sie 174 μL HBSS++, 1 μL IgG-Kontrollperlen, 1 μL Perlen hoher Dichte (1,2 g/ml) und 24 μL 500 mM Gd³⁺ (60 mM) hinzu.
   2. IgG-Kontrolle: Fügen Sie 172 μL HBSS++, 1 μL IgG-Kontrollperlen, 1 μL High-Density-Perlen, 1 μL Rh-Blut, 1 μL gefärbte Rh+ Blutsuspension und 24 μL 500 mM Gd³⁺hinzu.
   3. Probenröhrchen fügen 172 μL HBSS++, 1 μL Anti-RhD-beschichtete Perlen, 1 μL Hochdichteperlen, 1 μL Rh-Blut, 1 μL gefärbte Rh(+)-Blutsuspension und 24 μL 500 mM Gd³⁺hinzu.
      HINWEIS: Perlen mit hoher Dichte werden zu Rh-Proben als Referenz hinzugefügt.

4. Isolierung von PMNs zur Demonstration der Zelltrennung

1. Isolierung von Neutrophilen
   1. Ziehen Sie 40 ml venöses Blut in eine 60 ml Spritze, die 6 ml Natriumcitrat/Zitronensäure (0,15 m, pH 5,5) und 14 ml 6% Dextran-70 enthält.
   2. Warten Sie 50 Minuten, bis sich das Blut sedimentiert hat.
   3. Schichten Sie die Buffy-Coat-Zellen langsam auf 20 ml Ficoll-Paque, indem Sie die oberen 18 ml durch den Blutentnahmeschlauch in ein 50-ml-Röhrchen schieben, um eine Kontamination mit sedimentierten Erythrozyten zu vermeiden. Es wird empfohlen, ein Frische-Blutentnahme-Set zu verwenden, um die Kontamination mit verbleibenden Erythrozyten, die im ursprünglichen Blutentnahmeröhrchen verbleiben, zu minimieren.
   4. Pelletieren Sie die Buffy-Mantelzellen durch Zentrifugation für 20 min bei 3.000 x g. Neutrophile und kontaminierende Erythrozyten werden am Boden des Röhrchens pelletiert. PBMC bildet eine weiße Schicht auf Ficoll-Paque.
   5. Übertragen Sie die Neutrophilen in ein neues 50-ml-Röhrchen.
   6. Lysieren Sie alle verbleibenden Erythrozyten, indem Sie die Neutrophilen mit 20 ml 0,2% kalter NaCl-Lösung für 25 Sekunden inkubieren, gefolgt von weiteren 20 ml 1,6% NaCl. Die endgültige Konzertierung von NaCl sollte 0,9% betragen (isotonisch).
   7. Zentrifugieren Sie die Suspension für 10 min bei 3.000 x g.
   8. Entfernen Sie den Überstand und resuspentieren Sie die Neutrophilen auf die gewünschte Konzentration.
2. Isolierung von Lymphozyten
   1. Platten Sie die PBMCs in RPMI mit 5% hitzeinaktiviertem Serum in 6-Well-Kulturplatten.
   2. Die Platten 1 h bei 37 °C inkubieren. Monozyten haften an der Platte, Lymphozyten schwimmen frei.
   3. Entfernen Sie den Puffer, der die Lymphozyten enthält, und waschen Sie ihn zweimal mit RPMI.
   4. Resuspendieren Sie die Lymphozyten in der gewünschten Konzentration.
3. Markieren Sie RBCs, PMN und Lymphozyten.
   1. Markieren Sie jeden Zelltyp mit einem anderen Fluoreszenzfarbstoff. Stellen Sie sicher, dass jeder Farbstoff in einem anderen Kanal fluoresziert. Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers für jeden der ausgewählten Farbstoffe.

5. Erzeugung von RBC Extrazellulären Vesikeln über die Komplementaktivierung

1. Erhalten Sie Vollblut durch Venenpunktion mit EDTA-Röhrchen.
2. Blut durch einen Weißen Blutkörperchenfilter leiten und dann 3 mal bei 500 x g für jeweils 10 min zentrifugieren, um rote Blutkörperchen zu isolieren. Verwenden Sie HBSS++ als Waschpuffer.
3. Machen Sie Aliquots aus 100 μL verpackten Erythrozyten in 1,5 ml Röhrchen und machen Sie das Volumen durch Zugabe von HBSS++ auf 1 ml auf.
4. C5b,6 zu einer Endkonzentration von 0,18 μg/ml in HBSS++ geben und dann wirbeln.
5. 15 Min. lang einen langsamen Shaker bei Raumtemperatur aufsetzen.
6. C7-Protein in eine Endkonzentration von 0,2 μg/ml geben. Mischen Sie, indem Sie das Röhrchen einige Male vorsichtig umkehren. Wirbeln Sie ab diesem Punkt nicht mehr.
7. Legen Sie das Rohr für 5 min bei Raumtemperatur auf einen mit niedriger Geschwindigkeit eingestellten Rohrschüttler.
8. C8-Protein auf eine Endkonzentration von 0,2 μg/ml und C9-Protein auf 0,45 μg/ml geben. Mischen Sie, indem Sie die Röhrchen einige Male vorsichtig umkehren.
9. Bei 37 °C für 30 min inkubieren.
10. Zentrifugieren Sie das Röhrchen bei 10.000 x g für 10 min.
11. Sammeln Sie den EV-haltigen Überstand in einer oder mehreren neuen Röhren. Zittern Sie den Überstand nicht zu nahe an das Zellpellet.

6. Zellen auf dem Magnetschwebegerät analysieren

1. Führen Sie den Gerätestart gemäß den Anweisungen des Herstellers durch.
2. Laden Sie 50 μL Probe in ein Kapillarrohr, bis das Röhrchen gefüllt ist. Versiegeln Sie die Enden des Kapillarrohrs mit Kapillardichtungsmittel, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen vorhanden sind.
3. Laden Sie das Kapillarrohr in den Halter zwischen den oberen und unteren Magneten. Passen Sie die Bühne und den Fokus für eine optimale Betrachtung an.
   HINWEIS: Zellen/Kügelchen können 5-20 Minuten brauchen, um ihre magnetische Gleichgewichtsposition zu erreichen, basierend auf ihrer Dichte und der Konzentration von Gd^3+. Je höher die Konzentration von Gd^3+,desto kürzer die Zeit.

Results

Die Magnetschwebebahn fokussiert Objekte unterschiedlicher Dichte bei unterschiedlichen Levitationshöhen, abhängig von der Dichte des Objekts, seiner magnetischen Signatur, der Konzentration der paramagnetischen Lösung und der Stärke des Magnetfeldes, das von zwei starken Seltenerdmagneten erzeugt wird. Da die beiden Magnete übereinander angeordnet sind, können schwebende Proben unter Beibehaltung der Köhler-Beleuchtung nur mit einem zur Seite gedrehten Mikroskop betrachtet werden (Abbildung 1

Discussion

Die Gradientenzentrifugation ist derzeit die Standardtechnik zur Isolierung subzellulärer Komponenten aufgrund ihrer einzigartigen Dichten. Dieser Ansatz erfordert jedoch den Einsatz spezialisierter Gradientenmedien sowie Zentrifugenanlagen. Der hier vorgestellte Magnetschwebeansatz ermöglicht eine detaillierte Untersuchung der morphologischen und funktionellen Eigenschaften zirkulierender Zellen mit minimaler, wenn überhaupt, Manipulation der Zellen, was einen nahezu in vivo-Zugang zu zirkulierenden Zellen ermö...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
2-(N-Morpholino)ethansulfonsäurehydrat	Sigma Aldrich	M-2933	MES); Bestandteil des Aktivierungspuffers
50x2,5x1 mm Magnete, vernickelt (Ni-Cu-Ni) beschichtet, Sorte N52, magnetisiert durch 5 mm (0,197") Dicke	K& J Magnetics	Custom	Magnete für die Magnetschwebevorrichtung
Kapillarrohr-Dichtmittel (Critoseal)	Leica Microsystems	267620	Wird verwendet, um die Enden der Kapillarrohre zu verschließen
Zentrifugenröhrenfilter (Corning Costar Spin-X)	Sigma Aldrich	CLS8163	Wird zum Waschen von Kügelchen
verwendet Compact Lab Jack	Thorlabs	LJ750	Wird zum Einstellen der Magnetschwebevorrichtung
DPBS, kein Kalzium, kein Magnesium	Gibco	14190-144	Lösung für Beadsuspensionen
Ethanolamin	Sigma Aldrich	E9508-100ML	Wird während eines Waschschritts für Kügelchen verwendet
Fluoreszierender Plasmamembran-Fleck (CellMask Green)	Invitrogen	C37608	Wird verwendet, um Rh+-Zellen
zu färben Gadoteridol InjektionsproHance		NDC 0270-1111-03	Gadolinium (Gd3+); magnetische Lösung zur Suspendierung von Zellen
HBSS++	Gibco	14025-092	Lösung zur Probenvorbereitung
Humaner C5b,6-Komplex	Komplementtechnologie, Inc	A122	Wird zur Erzeugung von Erythrozyten-Evs
Humanes C7-Protein	Complement Technology, Inc	A124	Wird zur Erzeugung von Erythrozyten-Evs
Humanes C8-Protein	Complement Technology, Inc	A125	Wird zur Erzeugung von Erythrozyten verwendet Evs
Human C9 Protein	Complement Technology, Inc	A126	Wird zur Erzeugung von Erythrozyten verwendet Evs
Mini Series Post Collar	Thorlabs	MSR2	Wird verwendet, um Magnetschwebegerät an Laborbuchsen zu befestigen
N-(3-Dimethylaminopropyl)-N′-ethylcarbodiimidhydrochlorid	Sigma Aldrich	E1769-10G	(EDC); wird in der Antikörper-Kopplungsreaktion
verwendet Normale Kaninchen-IgG-Kontrolle	Forschung & Forschung D Systems	AB-105-C	Wird zum Beschichten von Kügelchen als Kontrollbedingung verwendet
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (10X Lösung, pH 7,4)	Boston Bioproducts	BM-220	Bestandteil des Kupplungspuffers, der für Waschschritte verwendet wird
Polysorbat 20 (Tween 20)	Sigma Aldrich	P7949-500ML	Bestandteil des Aktivierungspuffers
Polystyrol-Carboxylpolymer	Bangs Laboratories	PC06004	Kügelchen mit höchster Dichte (1,05 g/ml), die für die Antikörperkopplung verwendet
werden Kaninchen RhD Polyklonaler Antikörper	Invitrogen	PA5-112694	Wird verwendet, um Kügelchen zum Schutz des Rh-Faktors in roten Blutkörperchen zu beschichten
Forschungsmikroskop	Olympus	Provis AX-70	Mikroskopisch zur Montage von Magnetschwebegeräten und zur Betrachtung schwebender Zellen
Gummi-Dämpfungsfüße	Thorlabs	RDF1	Zur Unterstützung des Steckbretttisches
Square Boro Tubing	VitroTubes	8100-050	Kapillarröhrchen zum Laden der Probe in die Magnetschwebebahn
Sulfo-NHS	Thermoscientific	24510	Zur Unterstützung der Antikörper-Kopplungsreaktion
Translational Stage	Thorlabs	PT1	Zur Fokussierung und zum Scannen des Kapillarrohrs