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Methodenartikel

Isoliertes Lungenperfusionssystem im Kaninchenmodell

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DOI:

10.3791/62734

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15. Juli 2021

 ,  ,  , 
1Departamento de Investigación en Hiperreactividad Bronquial, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias, 2Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das isolierte Kaninchenlungenpräparat ist ein Goldstandardwerkzeug in der Lungenforschung. Diese Publikation zielt darauf ab, die Technik zu beschreiben, die für die Untersuchung physiologischer und pathologischer Mechanismen entwickelt wurde, die an der Reaktivität der Atemwege, der Lungenerhaltung und der präklinischen Forschung bei Lungentransplantationen und Lungenödemen beteiligt sind.

Zusammenfassung

Das isolierte Lungenperfusionssystem wurde in der Lungenforschung weit verbreitet eingesetzt und trägt dazu bei, das Innenleben der Lunge sowohl mikro- als auch makroskopisch aufzuklären. Diese Technik ist nützlich bei der Charakterisierung der Lungenphysiologie und -pathologie durch Messung von Stoffwechselaktivitäten und Atmungsfunktionen, einschließlich Wechselwirkungen zwischen Kreislaufsubstanzen und den Wirkungen von eingeatmeten oder perfundierten Substanzen, wie bei Arzneimitteltests. Während In-vitro-Methoden das Schneiden und Kultivieren von Geweben beinhalten, ermöglicht das isolierte ex vivo Lungenperfusionssystem die Arbeit mit einem vollständigen funktionellen Organ, das die Untersuchung einer kontinuierlichen physiologischen Funktion ermöglicht und gleichzeitig Beatmung und Perfusion nachbildet. Es sollte jedoch beachtet werden, dass die Auswirkungen des Fehlens einer zentralen Innervation und Lymphdrainage noch vollständig bewertet werden müssen. Dieses Protokoll zielt darauf ab, den Aufbau des isolierten Lungenapparates zu beschreiben, gefolgt von der chirurgischen Extraktion und Kanülierung von Lunge und Herz aus experimentellen Labortieren, sowie die Perfusionstechnik und Signalverarbeitung von Daten darzustellen. Die durchschnittliche Lebensfähigkeit der isolierten Lunge liegt zwischen 5-8 h; Während dieser Zeit nimmt die pulmonale Kapillarpermeabilität zu, was zu Ödemen und Lungenverletzungen führt. Die Funktionalität des konservierten Lungengewebes wird durch den Kapillarfiltrationskoeffizienten (Kfc) gemessen, der verwendet wird, um das Ausmaß des Lungenödems im Laufe der Zeit zu bestimmen.

Einleitung

Brodie und Dixon beschrieben das ex-vivo-Lungenperfusionssystem erstmals 1903 1. Seitdem ist es zu einem Goldstandardwerkzeug für das Studium der Physiologie, Pharmakologie, Toxikologie und Biochemie der Lunge geworden2,3. Die Technik bietet eine konsistente und reproduzierbare Möglichkeit, die Lebensfähigkeit von Lungentransplantationen zu bewerten und die Wirkung von Entzündungsmediatoren wie Histamin, Arachidonsäure-Metaboliten und Substanz P sowie deren Wechselwirkungen bei Lungenphänomenen wie Bronchokonstriktion, Atelektase und Lungenödem zu bestimmen. Das isolierte Lungensystem war eine Schlüsseltechnik bei der Aufdeckung der wichtigen Rolle der Lunge bei der Eliminierung biogener Amine aus dem allgemeinen Kreislauf4,5. Darüber hinaus wurde das System verwendet, um die Biochemie von Lungentensid6 zu bewerten. In den letzten Jahrzehnten hat sich das ex-vivo-Lungenperfusionssystem zu einer idealen Plattform für die Lungentransplantationsforschung entwickelt7. Im Jahr 2001 beschrieb ein Team um Stig Steen die erste klinische Anwendung des ex-vivo-Lungenperfusionssystems, indem es die Lunge eines 19-jährigen Spenders rekonditionierte, der aufgrund seiner Verletzungen zunächst von Transplantationszentren abgelehnt wurde. Die linke Lunge wurde geerntet und für 65 min perfundiert; Danach wurde es erfolgreich in einen 70-jährigen Mann mit COPD8 transplantiert. Weitere Forschungen zur Lungenrekonditionierung unter Verwendung der ex-vivo-Perfusion führten zur Entwicklung der Toronto-Technik für eine verlängerte Lungenperfusion zur Beurteilung und Behandlung verletzter Spenderlungen9,10. Klinisch hat sich das ex-vivo-Lungenperfusionssystem als sichere Strategie zur Erhöhung der Spenderpools durch Behandlung und Rekonditionierung substandardisierter Spenderlungen erwiesen, wobei sich die Risiken oder Ergebnisse nicht signifikant von den Standardkriterien der Spender unterscheiden10.

Der Hauptvorteil des isolierten Lungenperfusionssystems besteht darin, dass die experimentellen Parameter in einem vollständigen Funktionsorgan ausgewertet werden können, das seine physiologische Funktion unter einem künstlichen Laboraufbau bewahrt. Darüber hinaus ermöglicht es die Messung und Manipulation der pulmonalen mechanischen Beatmung, um die Komponenten der Lungenphysiologie wie Atemwegswiderstand, gesamter Gefäßwiderstand, Gasaustausch und Ödembildung zu analysieren, die bisher nicht genau in vivo an Labortieren gemessen werden können2. Insbesondere kann die Zusammensetzung der Lösung, mit der die Lunge durchblutet wird, vollständig kontrolliert werden, was die Zugabe von Substanzen zur Bewertung ihrer Wirkung in Echtzeit und die Probenentnahme aus der Perfusion für weitere Studien ermöglicht11. Forscher, die mit dem isolierten Lungensystem arbeiten, sollten bedenken, dass die mechanische Beatmung den Zerfall des Lungengewebes verursacht und seine nützliche Zeit verkürzt. Dieser fortschreitende Abfall der mechanischen Parameter kann durch gelegentliche Hyperinflation der Lunge während der Zeit des Experiments signifikant verzögert werden4. Dennoch kann die Zubereitung in der Regel nicht länger als acht Stunden dauern. Eine weitere Überlegung für das ex-vivo-Lungenperfusionssystem ist das Fehlen einer zentralen Nervenregulation und Lymphdrainage. Die Auswirkungen ihres Fehlens sind noch nicht vollständig verstanden und könnten in bestimmten Experimenten möglicherweise eine Quelle der Verzerrung sein.

Die isolierte Lungenperfusionssystemtechnik kann im Kaninchenmodell mit einem hohen Grad an Konsistenz und Reproduzierbarkeit durchgeführt werden. Diese Arbeit beschreibt die technischen und chirurgischen Verfahren für die Implementierung der ex-vivo isolierten Lungenperfusionstechnik, wie sie für das Kaninchenmodell am Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias in Mexiko-Stadt entwickelt wurde, um die Erkenntnisse zu teilen und einen klaren Leitfaden für Schlüsselschritte bei der Anwendung dieses experimentellen Modells zu geben.

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Protokoll

Das isolierte Perfusionssystem im Kaninchenmodell wurde im Bronchial Hyperresponsiveness Laboratory am Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias weit verbreitet eingesetzt. Das Protokoll umfasst neuseeländische Kaninchen mit einem ungefähren Gewicht von 2,5-3 kg. Alle Tiere wurden unter Standard-Vivariumsbedingungen und Ad-libitum-Fütterung in Übereinstimmung mit den offiziellen mexikanischen Richtlinien für Labortiere (NOM 062-ZOO-1999) und unter dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren (8. Auflage, 2011) gehalten. Alle in diesem Protokoll vorgestellten Tierverfahren und Tierpflegemethoden wurden zuvor von der Ethikkommission des Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias genehmigt.

HINWEIS: Die Vorbereitung des isolierten Lungenperfusionssystems beinhaltet den absichtlichen Tod eines Tieres unter Narkose und durch Euthanasie.

1. Ausrüstung und Vorbereitung der Apparate.

  1. Ausstattungsanordnung:
    1. Stellen Sie einen Operationstisch mit der Größe entsprechend dem Gewicht des Kaninchens auf.
    2. Montieren Sie die Abdeckung des künstlichen Thorax auf der Stahlsäule mit der Glaskammer darunter und dem Ventilator mit einer Rollenpumpe an den Seiten.
    3. Stellen Sie sicher, dass die Abdeckung leicht geneigt ist, die Trachealkanüle in Einer Linie mit der Luftröhre zu haben, um eine schnellere Verbindung zu ermöglichen.
  2. Künstlicher Thorax:
    HINWEIS: Es ist ein wesentlicher Bestandteil des Systems. Es besteht aus einer wasserummantelten Glaskammer, die durch eine spezielle Abdeckung versiegelt ist. Die Abdeckung fungiert als Orgelhalter mit den Anschlüssen, um die Luftröhre und die darin eingebetteten Gefäße zu kanülieren.
    1. Richten Sie einen Venturistrahl ein, der mit Druckluft betrieben wird, um den Unterdruck im künstlichen Thorax zu erzeugen.
      HINWEIS: Das Beatmungssteuerungsmodul (VCM) ermöglicht die getrennte Einstellung von inspiratorischem und endexspiratorischem Druck sowie der Atemfrequenz und dem Verhältnis von inspiratorischer Dauer zu Gesamtzyklusdauer.
  3. Apparat:
    1. Stellen Sie sicher, dass eine normal funktionierende Vorrichtung aus einer Hauptstahlsäule besteht, die auf einer Grundplatte montiert ist, die den künstlichen Thorax hält, wobei sich der Pneumotachometer und der Gewichtsaufnehmer darüber und hinter der Vorwärmspule mit einem Blasenfänger befinden.
    2. Schließen Sie einen Differenzdruckaufnehmer an den Pneumotachometer und einen weiteren an den Kammerdruck an. Stellen Sie ein anderes Paar Druckmessumformer hinter dem Thorax ein, um perfusion und venöse Drücke zu messen.
    3. Verbinden Sie den Wechselschaft unterhalb des Oxygenators mit einer Ebenenelektrode und dem Lüftungssystem neben dem Gerät.

2. Chirurgische Extraktion des Herz-Lungen-Blocks.

  1. Anästhesie:
    1. Verwenden Sie eine Kombination aus einem Beruhigungsmittel (Xylazin) und einem Barbiturat (Pentobarbital).
      HINWEIS: Verschiedene Anästhesiecocktails können ohne Einfluss auf die experimentellen Ergebnisse verwendet werden.
    2. Zuerst sedieren Sie die gesunden neuseeländischen Kaninchen mit einer einzigen intramuskulären Injektion von Xylazinhydrochlorid (3-5 mg/kg). Stellen Sie sicher, dass die Kaninchen ruhig und entspannt bleiben, um nach einigen Minuten der Injektion eine weitere Manipulation zu ermöglichen.
    3. Verwenden Sie nach der Sedierung die marginalen (lateralen) Ohrvenen als Zugang, um die Kaninchen mit einer intravenösen Injektion von Pentobarbital-Natrium (28 mg / kg) zu betäuben.
  2. Überwachung:
    1. Um eine unzureichende Anästhesie oder eine übermäßige Depression der Herz- und Atmungsfunktionen zu vermeiden, überwachen Sie die folgenden Parameter. Um die Tiefe der Anästhesie zu beurteilen, führen Sie einen Zehenquetschtest durch.
    2. Stellen Sie sicher, dass die Schleimhaut rosa ist. Blau- oder Grautöne weisen auf Hypoxie hin.
    3. Stellen Sie sicher, dass die Herzfrequenz zwischen 120-135 Schlägen/ min liegt und dass die Körpertemperatur nicht unter 36,5 ° C fällt.
  3. Unterbringung der Tiere:
    1. Rasieren Sie den Oberkörper des Kaninchens und legen Sie das Tier in Rückenlage auf den Operationstisch. Platzieren Sie das Belüftungssystem in der Nähe des Tisches hinter dem Kopf des Kaninchens, damit die Kanülen nach der Tracheotomie schnell angeschlossen werden können, um tissuläre Schäden zu vermeiden.
  4. Inzision und Tracheotomie:
    1. Sezieren Sie die Haut mit einem ventralen Medianlinienschnitt von 3-5 cm vom Zwerchfell bis zum Hals.
    2. Schneiden Sie mit der Operationsschere die vorderen 2/3 der Luftröhre zwischen zwei Knorpelringen, um die Trachealkanüle durch die Trachealfasermembran einzuführen.
    3. Setzen Sie einen 5 mm (Außendurchmesser; OD) Trachealkanüle durch die Trachealfasermembran und verwenden Sie eine 4-0 Seidennaht, um sie vorsichtig zu fixieren.
    4. Legen Sie entweder eine Pinzette oder eine Pinzette unter die Luftröhre, um sicherzustellen, dass sich die Kanüle nicht gegen die Luftröhre beugt.
  5. Überdrucklüftung:
    1. Solange die Lunge außerhalb des künstlichen Thorax bleibt, verwenden Sie eine kleine Artenatmungspumpe, um einen positiven Druck zu belüften, um einen Lungenkollaps während der Operation zu vermeiden.
    2. Beginnen Sie die Beatmung durch die an die Atempumpe angeschlossene Trachealkanüle schnell nach der Tracheotomie und vor dem Öffnen des Thorax.
    3. Stellen Sie das Tidalvolumen auf 10 ml/kg ein.
      HINWEIS: Je nach Versuchsaufbau und künstlichem Thoraxmodell ist eine Überdruckbeatmung entweder mit derselben Beatmungspumpe, die für die Unterdruckerzeugung verwendet wird, oder mit einer anderen Belüftungspumpe, die eine schnelle Rekannulation gewährleistet, vorgesehen.
  6. Thorakotomie und Exsanguination:
    1. Um an die Brusthöhle zu gelangen, öffnen Sie mit einem Skalpell oder einer Schere die Thoraxwand und führen Sie eine mediale Sternotomie bis zum oberen Drittel des Thorax durch.
    2. Halten Sie die Thoraxhälften mit zwei Retraktoren offen. Mehrere Lungenklappen umgeben normalerweise das Herz.
    3. Lokalisieren Sie die obere und untere Hohlvene und verweisen Sie sie mit Fäden.
    4. Identifizieren Sie vor der Exsanguination des Tieres den rechten Ventrikel und injizieren Sie 1000 U / kg Heparin.
    5. Unmittelbar nach der Injektion die obere und untere Hohlvene mit dem vorgeschlungenen Faden ligatieren und exsanguination durchführen.
  7. Herz-Lungen-Ernte:
    1. Ernten Sie den Herz-Lungen-Block sanft und schnell. Verwenden Sie eine direkte digitale Dissektion oder federnde Schere, um das Bindegewebe zu trennen, um die Lunge vom Thorax zu entfernen.
    2. Sezieren Sie das Gefäßsystem in der Umgebung sowie die Speiseröhre.
    3. Schneiden Sie durch das Manubrium sterni, um die mediale Sternotomie in Richtung der Trachealkanüle zu verlängern und die Luftröhre auf beiden Seiten aus dem Bindegewebe freizusetzen.
    4. Resezieren Sie nun die Luftröhre über der Trachealkanüle. Ziehen Sie die Kanüle vorsichtig in einer kraniokaudalen Achse nach oben, während die dorsale Fixierung der Luftröhre und der Lunge reseziert wird.
  8. Kanülierung:
    1. Heben Sie die isolierten Lungen aus dem Brustkorb und legen Sie sie vorsichtig über eine sterile Gaze auf eine Petrischale.
    2. Um eine Atelektase zu verhindern, belüften Sie die Lunge mit einer Überdruckbeatmung mit einem positiven Endexspirationsdruck (PEEP) von 2 cmH2O.
    3. Entfernen Sie die Ventrikel, indem Sie sie auf Höhe der atrioventrikulären Rille vom Herzen abschneiden.
    4. Nach dem Öffnen der beiden Ventrikel die OD 4,6 mm Lungenarterienkanüle für das Kaninchen mit einem Korb durch die Lungenarterie einführen und die OD 5,9 mm linke Vorhofkanüle für das Kaninchen mit dem Korb durch die Mitralklappe in den linken Vorhof einführen.
    5. Verwenden Sie eine 4-0 Seidennaht in der Lungenarterie und im linken Vorhof, um die Kanülen zu fixieren. Schließen Sie das umgebende Gewebe in die Ligaturen der Lungenarterie und des linken Vorhofs ein, um die Dehnung dieser Strukturen zu vermeiden.
    6. Injizieren Sie 250 ml salzhaltige isotonische Lösung durch die arteriellen Kanülen, um das verbleibende Blut aus dem Gefäßbett zu spülen.

3. Perfusionstechnik.

  1. Einrichtung:
    1. Legen Sie die isolierten Lungen vorsichtig in die Lungenkammer.
    2. Befestigen Sie die Luftröhre am Wandler auf dem Deckel der Kammer.
    3. Verbinden Sie die kanülierten Gefäße mit dem Perfusionssystem.
    4. Schließen Sie die Kammer und sichern Sie sie mit dem Drehverschluss.
      HINWEIS: Der rezirkulierende Perfusionskreislauf besteht aus einem offenen venösen Reservoir, einer Peristaltikpumpe, einem Wärmetauscher und einer Blasenfalle.
    5. Befestigen Sie an dieser Stelle den Kammerdeckel und schalten Sie einen Absperrhahn um, um von Über- auf Unterdruckbelüftung umzuschalten. Um die Unterdruckbeatmung der Lunge und den luftdichten Verschluss der Kammer zu überprüfen, überprüfen Sie die Atemauslenkung der Lunge und den Kammerdruck auf dem Manometer.
    6. Die Lunge wird mit 200 ml künstlichem, blutfreiem Perfusat (einem Krebs-Ringer-Bicarbonatpuffer, der 2,5% Rinderalbumin enthält) perfundiert.
    7. Beginnen Sie den Perfusatfluss bei 3 ml /min/kg und erhöhen Sie den Durchfluss dann langsam über einen Zeitraum von 5 Minuten auf 5 ml/min/kg. Erreichen Sie einen Durchfluss von 8 ml / min / kg in den nächsten 5 minuten und erreichen Sie dann nach einer weiteren 5-minütigen Periode einen maximalen Fluss von 10 ml / min / kg. Achten Sie darauf, dass keine Luft in den Kreislauf gelangt.
      HINWEIS: Halten Sie den pH-Wert und die Temperatur des Perfusats innerhalb physiologischer Bereiche (pH 7,4-7,5; Temperatur, 37 °C-38 °C). Um den pH-Wert einzustellen, fügen Sie NaHCO3 (1N) hinzu oder erhöhen Sie den Kohlendioxidfluss. Alternativ können Sie HCl (0,1N) zum Ansäuern verwenden.
  2. Parameter:
    1. Prüfen Sie, ob die vorgegebenen Perfusions- und Beatmungsparameter bedarfsgerecht eingestellt sind.
    2. Belüften Sie die Lunge mit befeuchteter Luft mit einer Frequenz von 30 bpm, einem Tidalvolumen von 10 ml / kg und einem endexspiratorischen Druck (Pe) von 2 cmH2O.
      HINWEIS: Der pulmonale arterielle Druck (0-20 mmHg) entspricht der Höhe des Flüssigkeitsspiegels im Oxygenator oder Reservoir in Zentimetern über dem Lungenstamm, während der pulmonale Venendruck der Höhe der Druckgleichgewichtskammer über dem linken Vorhof entspricht. Beide Werte können geändert werden. Beachten Sie, dass der Druck im linken Vorhof ebenfalls 0-20 mmHg beträgt.
  3. Erreichen der Bedingungen der Zone 3:
    1. Verwenden Sie die beiden Katheter, die mit den Seitenöffnungen der Kanülen verbunden sind, die in der Lungenarterie, im linken Vorhof und in den Druckmessumformern befestigt sind, um den arteriellen (Pa) und venösen (Pv) Druck zu messen.
    2. Stellen Sie den Basisdruck auf Höhe des Lungenhums ein (Nullreferenz).
    3. Führen Sie die Experimente unter Lüftungsbedingungen der Zone 3 durch. Um dies zu erreichen, warten Sie 10-15 Minuten, um ein Gleichgewicht zu erhalten, das durch einen isogravimetrischen Zustand gekennzeichnet ist.
    4. Stellen Sie sicher, dass der Venendruck höher ist als der Alveolardruck (Palv) und der arterielle Druck höher bleibt als beide (Pa > Pv > Palv), damit Zone 3-Bedingungen auftreten.
    5. Stellen Sie sicher, dass das Gewicht der Lunge konstant bleibt und der arterielle und linke Vorhofdruck stabil ist, um Zone 3-Bedingungen zu erreichen, um eine maximale Anzahl von Lungengefäßen zu öffnen und den mikrovaskulären Bettinhalt während des Experiments aufrechtzuerhalten.
      HINWEIS: Die Messung von Kfc als Indikator für ein Lungenödem weist keine Variation zwischen einem manuellen und einem automatischen Perfusionssystem auf.
  4. Elektronische Steuerung und Signalverarbeitung: Stellen Sie sicher, dass der Atemfluss, Gewichtsänderungen, der Mikrovaskulardruck, das Tidalvolumen und der Gefäßwiderstand unter anderem auf einer mehreren zentralen Elektronikeinheit registriert werden, die signale von den Wandlern integriert und auf dem Auswertesystem anzeigt.

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Ergebnisse

Das isolierte Lungenperfusionssystem ermöglicht die Organmanipulation für die Biopsie, die Probenentnahme aus der Perfusion und die Echtzeit-Datenerfassung physiologischer Parameter. Das isolierte System kann verwendet werden, um viele Hypothesen mit verschiedenen Funktionen und Lungenphänomenen zu testen, von der metabolischen und enzymatischen Aktivität bis hin zur Ödembildung und Konservierungszeiten für Lungentransplantationen.

Abbildung 1 zeigt ein Diagramm d...

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Diskussion

Diese Arbeit zeigt einen allgemeinen Überblick über das isolierte Lungenperfusionssystem, eine wesentliche Technik in der lungenphysiologischen Forschung. Das isolierte Lungenperfusionssystem bietet ein hohes Maß an Vielseitigkeit in seiner Anwendung und ermöglicht die Bewertung mehrerer Parameter, die für die Prüfung einer Vielzahl von Hypothesen relevant sind15. Ein isoliertes Lungensystem ist ein weltweit präsentes Werkzeug, das in den letzten zehn Jahren seine Relevanz für organspezifische Bew...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Die Autoren danken Ph.D. Bettina Sommer Cervantes für ihre Unterstützung bei der Erstellung dieses Manuskripts und Kitzia Elena Lara Safont für ihre Unterstützung bei den Illustrationen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2-Stopp Tygon E-Lab Schlauch, 3.17 mm ID, 12/Pack, Schwarz/WeißHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1864
Adapter für Überdruckbelüftung am IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Adapter für Überdruckbelüftung am IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Alternative drucklose Gasversorgung für IPL-4: Zur Versorgung der Luftröhre mit einem von der Raumluft abweichenden Gasgemisch während der negativen BeatmungHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4309
Basisgerät für die isolierte perfundierte Lunge vom Kaninchen zum fötalen SchweinHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4138
Rinderserum A2:D41albumin lyophilisiertes Pulversigma3912500 g
Calciumchlorid, CaCl2· 2H2O.JT Baker10035-04-8
Kryo-FläschchenCorning4306592 mL
D-Glucosa, C6H12O6.sigmaG5767
Differenzdruck-Messumformer DLP2.5, Messbereich +- 2,5 cmH2O, HSE-SteckverbinderHugo Sachs Elektronik (HSE)73-3882
Differenzdruck-Messumformer MPX, Messbereich +- 100 cmH2O, HSE-SteckverbinderHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0064
Eppendorf-Röhren
Ethanol Caledon
Falcon Röhrchen14 mL
Harvard Peristaltic Pump P-230 (komplett mit Steuerbox und P-230 Motorantrieb)Hugo Sachs Elektronik (HSE)70-7001
Beheiztes lineares Pneumotachometer 0 bis 10 L/min DurchflussbereichHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9349
Heizungsregler für Einzelpneumotachometer 230 VAC, 50 HzHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9703
HeparinPISA5000 UI
HPLC-Säule (C18 100A 5U)Alltech98121213150 mm x 4,6 mm
hydrophiler SpritzenvorsatzfilterMillexSLLGR04NL4 mm
IPL-4 Core System für isolierte Kaninchen- bis fetale Schweinelunge, 230Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
IPL-4 Kernsystem für isolierte Kaninchen- bis fetale Schweinelunge, 230 VHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
ummanteltes Glasreservoir für Pufferlösung, mit Fritte und Schlauch, 6,0 lHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0322
Lauda thermostatischer Zirkulator, Typ E-103, 230 V/50 Hz, 3 l Badvolumen, Temperaturbereich 20 bis 150 Grad; CHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0125
Linke Vorhofkanüle für Kaninchen mit Korb, AD 5,9 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4162
Range Blutdruckmesskopf P75 für PLUGSYS ModulHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0020
Magnesiumsulfat-Heptahydrat, MgSO4· 7H2OJT Baker10034-99-8
MikrozentrifugenröhrchenCorning430909
Unterdruck-Belüftungssteuerungsoption mit Druckregler für IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4298
New Zeland Kaninchen
PISABENTAL (Pentobarbital-Natrium)PISAQ-7833-215
PLUGSYS Case, Type 603* 7Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0045
PLUGSYS TCM Time Counter ModuleHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1750
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-A)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0065
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-D)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1793
PLUGSYS VCM-4R Lüftungssteuergerät mit DruckreglerHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1755
Kaliumchlorid, KCl.JT Baker3040-01
Kaliumdihydrogenphosphat, KH2PO4JT Baker7778-77-0
PROCIN (Xylacin-Clorhydrat)PISAQ-7833-099
Lungenarterienkanüle für Kaninchen mit Korb, AD 4,6 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4161
Skalpellmesser
Serotonin 5-HT
Servo Controller for Perfusion (SCPHugo Sachs Elektronik (HSE)73-2806
Snap Cap MikrozentrifugenröhrchenCostar36201,7 mL
Natriumbicarbonat, NaHCO3sigmaS6014
Natriumchlorid, NaCl.sigmaS9888
OP-Handschuhe Nr. 7 1/2
OP-Handschuhe Nr. 8
Taygon SchläucheMasterflex
Trachealkanüle für Kaninchen, AD 5,0 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4163
in absoluter HPLC-Qualität Low

Referenzen

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