Methodenartikel

Softwaregestützte quantitative Messung der osteoarthritischen subchondralen Knochendicke

DOI:

10.3791/62973

⸱

18. März 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Harrington Laboratory for Molecular Orthopedics, Department of Orthopedic Surgery, University of Kansas Medical Center, 2Division of Sports Medicine, Department of Orthopedic Surgery, University of Kansas Medical Center, 3Department of Biochemistry & Molecular Biology, University of Kansas Medical Center

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieser Methodenartikel stellt ein softwaregestütztes quantitatives Messprotokoll zur Quantifizierung der histologischen subchondralen Knochendicke in murinen osteoarthritischen Kniegelenken und normalen Kniegelenken als Kontrollen vor. Dieses Protokoll ist sehr empfindlich gegenüber subtiler Verdickung und eignet sich zur Erkennung früher osteoarthritischer subchondraler Knochenveränderungen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Subchondrale Knochenverdickung und Sklerose sind die Hauptmerkmale der Osteoarthritis (OA), sowohl im Tiermodell als auch beim Menschen. Derzeit wird der Schweregrad der histologischen subchondralen Knochenverdickung hauptsächlich durch auf visueller Schätzung basierende semi-quantitative Grading-Systeme bestimmt. Dieser Artikel stellt ein reproduzierbares und leicht auszuführendes Protokoll zur quantitativen Messung der subchondralen Knochendicke in einem Mausmodell von Knie-OA vor, das durch Destabilisierung des medialen Meniskus (DMM) induziert wird. Dieses Protokoll verwendete die ImageJ-Software, um die subchondrale Knochendicke auf histologischen Bildern zu quantifizieren, nachdem eine Region von Interesse im medialen Femurkondylus und dem medizinischen Tibiaplateau definiert wurde, wo subchondrale Knochenverdickung normalerweise bei DMM-induzierter Knie-OA auftritt. Als Kontrollen wurden histologische Bilder von Kniegelenken mit einem Scheinverfahren verwendet. Statistische Analysen zeigten, dass das neu entwickelte quantitative subchondrale Knochenmesssystem mit geringen Intra- und Interbeobachtervariabilitäten hochgradig reproduzierbar war. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass das neue Protokoll empfindlicher auf subtile oder milde subchondrale Knochenverdickung reagiert als die weit verbreiteten visuellen Grading-Systeme. Dieses Protokoll eignet sich sowohl zur Erkennung früher als auch fortschreitender osteoarthritischer subchondraler Knochenveränderungen und zur Beurteilung der In-vivo-Wirksamkeit von OA-Behandlungen in Verbindung mit der OA-Knorpeleinstufung.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Osteoarthritis (OA), röntgenographisch gekennzeichnet durch Gelenkraumverengung aufgrund des Verlustes von Gelenkknorpel, Osteophyten und subchondraler Knochen (SCB) Sklerose, ist die häufigste Form der Arthritis1,2. Obwohl die Rolle des periartikulären Knochens in der Ätiologie von OA nicht vollständig verstanden ist, wird allgemein angenommen, dass Osteophytenbildung und SCB-Sklerose eher das Ergebnis des Krankheitsprozesses als ursächliche Faktoren sind, aber Veränderungen in der periartikulären Knochenarchitektur / -form und -biologie können zur Entwicklung und progression von OA beitragen3,4 . Die Entwicklung eines genauen und leicht durchführbaren OA-Bewertungssystems, einschließlich SCB-Messung, ist entscheidend für vergleichende Studien zwischen Forschungslabors und für die Bewertung der Wirksamkeit von Therapeutika, die das Fortschreiten der OA verhindern oder abschwächen sollen.

SCB ist mit einer dünnen kuppelartigen Knochenplatte und einer darunter liegenden Schicht aus trabekulärem Knochen aufgebaut. Die SCB-Platte ist die kortikale Lamelle, die parallel zum und unmittelbar unter dem verkalkten Knorpel liegt. Kleine Äste der arteriellen und venösen Gefäße sowie Nerven dringen durch die Kanäle in der SCB-Platte ein und kommunizieren zwischen dem verkalkten Knorpel und dem trabekulären Knochen. Der subchondrale trabekuläre Knochen enthält Blutgefäße, sensorische Nerven, Knochenmark und ist poröser und metabolischer als die SCB-Platte. Daher übt SCB stoßdämpfende und unterstützende Funktionen aus und ist auch wichtig für die Knorpelnährstoffversorgung und den Stoffwechsel in normalen Gelenken5,6,7,8.

SCB-Verdickung (in der Histologie) und Sklerose (in der Radiographie) sind die Hauptmerkmale von OA und Schlüsselforschungsbereichen der OA-Pathophysiologie. Die Messung der SCB-Verdickung ist ein wichtiger Bestandteil der histologischen Beurteilung des OA-Schweregrads. Zuvor berichtete digitale Mikroradiographie zur Messung der SCB-Mineraldichte von Nagetieren9 sowie die auf Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) basierende quantitative SCB-Messung in Nagetiermodellen von OA10,11,12,13 haben unser Verständnis der SCB-Struktur und der Rolle von SCB-Veränderungen in der OA-Pathophysiologie verbessert. SCB-Fläche und -Dicke wurden auch mit histologischen Objektträgern unter Verwendung eines ausgeklügelten Computersystems mit spezifischer und teurer Knochenhistomorphometrie-Software quantifiziert14. Dennoch sind visuelle Schätzungsbasierte semiquantitative OA-Grading-Systeme, einschließlich SCB-Verdicker-Grading, derzeit weiter verbreitet als Mikro-CT, da die Grading-Systeme einfach zu bedienen sind, insbesondere für das Screening zahlreicher histologischer Bilder. Die meisten bestehenden OA-Grading-Systeme konzentrieren sich jedoch hauptsächlich auf Knorpelveränderungen15,16,17. Eine weit verbreitete osteoarthritische SCB-Dickengradierungsmethode, die die SCB-Verdickung als leicht, mittelschwer und schwer einstuft, ist weitgehend subjektiv und ihre Zuverlässigkeit wurde nicht vollständig validiert15. Ein zuverlässiges und einfach auszuführendes schrittweises osteoarthritisches SCB-Dickenmessprotokoll ist entweder nicht vollständig entwickelt oder nicht standardisiert.

Diese Studie zielte darauf ab, ein reproduzierbares, empfindliches und leicht auszuführendes Protokoll zur quantitativen Messung der SCB-Dicke in einem Mausmodell von OA zu entwickeln. Unsere strengen Messtests und statistischen Analysen zeigten, dass dieses softwaregestützte quantitative Messprotokoll imageJ die SCB-Dicke sowohl in normalen als auch in osteoarthritischen Kniegelenken quantifizieren kann. Das neu entwickelte Protokoll ist reproduzierbar und empfindlicher gegenüber leichten SCB-Änderungen als die weit verbreiteten visuellen Grading-Systeme. Es kann zur Erkennung früher osteoarthritischer SCB-Veränderungen und zur Beurteilung der In-vivo-Wirksamkeit von OA-Behandlungen in Verbindung mit der OA-Knorpeleinstufung verwendet werden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle in diesem Protokoll enthaltenen Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) am University of Kansas Medical Center in Übereinstimmung mit allen Bundes- und Landesgesetzen und -vorschriften genehmigt.

1. Bildung von Knie-OA bei Mäusen

  1. Erstellen Sie ein Mausmodell für Knie-OA durch chirurgische Destabilisierung des medialen Meniskus (DMM), wie von Glasson et al.18 bei 22 Wildtyp-BALB / c-Mäusen im Alter von 10-11 Wochen beschrieben. Führen Sie eine Scheinoperation als Kontrollverfahren an acht Mäusen mit dem gleichen Hintergrund und Alter durch.
    HINWEIS: Beide Geschlechter wurden für das ursprüngliche Projekt verwendet, um die NIH-Anforderung für die Berücksichtigung des Geschlechts als biologische Variable zu erfüllen, obwohl die Untersuchung des Geschlechtsunterschieds nicht der Geltungsbereich dieses Protokolls ist.
  2. Anästhesieren Sie Tiere durch Inhalation von Isofluran. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie ihre Atemfrequenz / Anstrengung und mangelnde Reaktion auf Zehen- / Schwanzdrücken überwachen. Setzen Sie tiere in eine Rückenlage.
  3. Rasieren Sie die Haut im Kniebereich und reinigen Sie die Haut mit Povidon-Jod + Alkohol Hautpeeling; drei abwechselnde Zyklen.
  4. Führen Sie das DMM-Verfahren am rechten Knie unter einem Operationsmikroskop durch. Setzen Sie das Kniegelenk durch einen medialen parapatellaren Schnitt (1,2-1,5 cm länge) aus und schneiden Sie die Gelenkkapsel ein. Halten Sie die Patella und die Patellasehne intakt. Nach sorgfältiger Exposition des medialen Meniskotibialbandes (MML), das den medialen Meniskus am Tibiaplateau verankert, wird es mit einer mikrochirurgischen Schere transektiert, um den medialen Meniskus zu destabilisieren.
  5. Führen Sie eine Scheinoperation am rechten Knie als Kontrollverfahren durch, bei der die MML visualisiert, aber nicht transektiert wurde.
  6. Schließen Sie die Gelenkkapsel mit 8-0 resorbierbare Polyglactinnähte und Hautschnitte mit 7-0 nicht resorbierbaren Nähten für DMM- und Scheinverfahren, um die ordnungsgemäße Verwendung des Knies nach der Heilung sicherzustellen.
  7. Injizieren Sie SR Buprenorphin (0,20-0,5 mg/kg) subkutan (SC) unmittelbar vor dem chirurgischen Eingriff zur Analgesie, die eine Schmerzlinderung bis zu 72 h nach einer einzigen Injektion bewirkt. Überwachen Sie operierte Tiere nach der Operation.
  8. Euthanasie von Tieren mit einer CO2-Kammer 2, 8 und 16 Wochen nach der Operation. Bestätigen Sie nach der Bewusstlosigkeit den Tod der Tiere durch eine physikalische Methode (Öffnen der Brusthöhle). Diese Methoden der Euthanasie stehen im Einklang mit den Empfehlungen des Gremiums für Euthanasie der American Veterinary Medical Association (AVMA).
  9. Ernten Sie die Kniegelenke für histologische Analysen 2, 8 und 16 Wochen nach der DMM-Operation und 2 und 16 Wochen nach der Nap-Operation, um Maus-Kniegelenke mit unterschiedlichen Graden der OA-Schwere oder SCB-Verdickung zu erhalten.

2. Erstellung von Gewebeschnitten und histologischen Bildern

  1. Fixieren Sie die Gewebeproben des Mauskgelenks in 2% Paraformaldehyd, entkalken Sie sie in 25% Ameisensäure, betten Sie sie in Paraffin ein und schneiden Sie koronal, um sowohl das mediale als auch das laterale Kompartiment zu untersuchen.
  2. Schneiden Sie Knieproben von der hinteren Seite des Knies mit einem Mikrotom und sammeln Sie Gewebeschnitte, die in Abständen von 70-80 μm 5 μm dick sind, um etwa 40 Gewebeobjektträger über das gesamte Kniegelenk zu erhalten. Eine mikrometergestützte Schätzung legt nahe, dass die Objektträgerzahlen 1-6 aus dem hinteren, 11-18 aus dem mittleren hinteren, 23-30 aus der Mitte des vorderen und 35-40 aus dem weit vorderen Teil des Kniegelenks stammen. Entsorgen oder sammeln Sie dazwischenliegende Abschnitte für zusätzliche Flecken.
  3. Führen Sie Safranin-O und schnelle grüne Flecken gemäß den Anweisungen des Herstellers durch, um Knorpelzellen und Matrizen auf jeweils fünf Objektträgern spezifisch zu identifizieren. Führen Sie die Hämatoxylin-Eosin-Färbung gemäß den Anweisungen des Herstellers durch, um die Kniegelenke auf zellulärer und Gewebeebene wie zuvor beschrieben zu untersuchen19,20,21,22.
  4. Erfassen Sie histologische Bilder mit einem Mikroskop, das mit einer Digitalkamera ausgestattet ist. Allgemeine histopathologische Analysen und histologische OA-Einstufungen wurden wie zuvor beschrieben durchgeführt15,19,20,21,22.

3. Quantitative Messung des osteoarthritischen subchondralen Knochens mit der ImageJ-Software

  1. Laden Sie die ImageJ-Software herunter und öffnen Sie historische Bilder von Interesse.
    1. Laden Sie das mit Java 1.8.0_172 gebündelte ImageJ von https://imagej.nih.gov/ij/ herunter.
    2. Öffnen Sie das Programm ImageJ. Klicken Sie auf der Multifunktionsleiste auf die Registerkarte Datei und dann auf die Option Öffnen , um das histologische Bild zu öffnen.
    3. Suchen Sie die Adresse des Dateiverzeichnisses, wählen Sie die Bilddatei aus, und klicken Sie auf Öffnen.
  2. Kalibrieren Sie Bild J mit dem Mikrometer auf den histologischen Bildern.
    1. Verwenden Sie das Geradeaus-Werkzeug, um eine Längeneinheit auf dem Mikrometer zu skizzieren, und klicken Sie auf Analysieren > (dann) Maßstab festlegen. Legen Sie den bekannten Abstand und das Pixel-Seitenverhältnis auf 1 fest und klicken Sie auf OK. ImageJ kann die Pixellänge in die Einheitslänge auf Mikrometer umrechnen.
    2. Legen Sie den gemessenen Faktor auf Fläche fest. Klicken Sie auf Analysieren > Messung festlegen und aktivieren Sie unter neuem Fenster das Kontrollkästchen Fläche und Grenzwert auf Schwellenwert . In diesem Schritt wird ImageJ so eingestellt, dass der Parameter "Area" innerhalb des ausgewählten "Threshold" gemessen wird.
  3. Messen Sie den gesamten interessierenden subchondralen Knochen (SCB).
    1. Definieren Sie die SCB-Region of Interest (ROI), wie in den orangefarbenen Kästchen in Abbildung 1A dargestellt, die die kortikale SCB-Platte und einen Teil des darunter liegenden trabekulären Knochens neben der kortikalen Platte im medialen Femurkondyl (MFC) und im medialen Tibiaplateau (MTP) mit spezifischen Abmessungen für jeden ROI abdeckt. Osteoarthritische SCB-Verdickung tritt normalerweise in diesen Bereichen auf. Definieren Sie den SCB-ROI mit der gleichen Form und Dimension in jedem MFC oder MTP für alle untersuchten Gelenke, um sicherzustellen, dass für alle Tiere die gleiche Größe des spezifischen ROI gemessen wurde.
    2. Skizzieren Sie den Umriss des gesamten SCB-Interessenbereichs mit dem Polygonauswahlwerkzeug unter dem Hauptfenster von ImageJ.
      HINWEIS: Die Auswahlwerkzeuge geben dem System einen Schwellenwert vor, um den gemessenen Bereich zu begrenzen.
    3. SCB-Gesamtfläche messen: Nachdem der Schwellenwert ausgewählt wurde, klicken Sie auf Analysieren > Messen. Es öffnet sich ein Fenster "Ergebnisse" mit Flächenmessung.
  4. Messen Sie den Knochensubstanzbereich, der festen Knochen ohne Knochenmark enthält.
    1. Klicken Sie auf Bearbeiten > Außen löschen , um den Bereich außerhalb des gesamten SCB-Bereichs auszuschließen.
      HINWEIS: Nachdem Sie auf die Option "Außen löschen " geklickt haben, ist nur der gesamte SCB-Bereich sichtbar. Das Bild außerhalb der gesamten SCB-Fläche wird schwarz. Dieser Schritt ermöglicht es den Beobachtern, sich auf den Knochensubstanzbereich innerhalb des Interessengebiets zu konzentrieren.
    2. Klicken Sie auf Bild > > Farbschwellenwert anpassen , um das Fenster "Schwellenwertfarbe" zu öffnen. Klicken Sie unten im Fenster "Schwellenwertfarbe" auf Original , um den ursprünglichen Status des Bildes wiederherzustellen. Verwenden Sie die Auswahlwerkzeuge in Schritt 3.3.2, um eine kleine Box im Knochensubstanzbereich zu zeichnen. Klicken Sie unten im Fenster "Schwellenwertfarbe" auf die Option "Probe ", um den Knochensubstanzbereich zu definieren.
      HINWEIS: Die Option "Sample" im Fenster "Threshold Color" ermöglicht es ImageJ, die gleichen Pixel auf der gesamten SCB-Fläche wie im Knochensubstanzprobenbereich auszuwählen. Der ausgewählte Knochensubstanzbereich färbt sich rot.
    3. Klicken Sie unten im Fenster Farbbalance des Schwellenwerts auf Auswählen, um einen Schwellenwert für die Flächenmessung zu erstellen. Klicken Sie im Hauptmenü von ImageJ auf Analysieren > Messen , und das Ergebnis der Messung des Knochensubstanzbereichs wird im Fenster "Ergebnisse" angezeigt.
    4. Speichern Sie die Daten der gesamten SCB-Fläche und der Knochensubstanzfläche.
  5. Berechnen Sie das Verhältnis der Knochensubstanzfläche (mm2) zur gesamten interessierenden SCB-Fläche (mm2), die die Knochensubstanzdicke (mm2/1,0 mm2) innerhalb der gesamten SCB-Fläche darstellt.
  6. Messen Sie die SCB-Dicke histologischer Abschnitte/Bilder (wie in den Schritten 3.1-3.5 beschrieben) von weit-posterioren, mittel-posterioren, mittel-anterioren und weit-vorderen Bereichen (wie in Schritt 2.2 beschrieben) von DMM-induzierter OA, um die bereichsspezifische SCB-Dicke von 6 Kniegelenken zu beurteilen (Abbildung 1B).
    HINWEIS: Dies kann die Zuverlässigkeit dieses quantitativen Messprotokolls bestätigen, da bekannt ist, dass osteoarthritische SCB-Veränderungen mit Knorpelläsionen kolokalisieren und dass osteoarthritische Knorpelschäden mit SCB-Verdickung in den gewichtstragenden Bereichen (mittlerer Teil) der Nagetier-Kniegelenke schwerwiegender sind14,15. Daher ist es angebracht, Mittelschnitte für die quantitative Messung der osteoarthritischen SCB-Verdickung zu verwenden.

4. Statistik

  1. Führen Sie statistische Analysen mit Daten aus quantitativen Messungen und visueller Sortierung der SCB-Dicke durch. Bestimmen Sie die Variabilität und Reproduzierbarkeit zwischen und innerhalb des Beobachters mit den Korrelationskoeffizientenanalysen von Pearson.
  2. Bestimmen Sie die Signifikanz von Unterschieden zwischen Studiengruppen mithilfe von Student's t-Tests oder Einweg-ANOVA, gefolgt von einem Post-hoc-Test (Tukey) mit Tabellenkalkulationssoftware. Betrachten Sie einen p-Wert von weniger als 0,05 als statistisch signifikant.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reproduzierbarkeitsvergleich zwischen visueller Schätzungsbewertung und ImageJ-gestützter quantitativer Messung:
Die SCB-Dicke in 48 Regions of Interest (ROI) (24 MFC und 24 MTP), definiert aus einem mittleren Abschnitt jedes Knies von 24 Knien/Tieren, wurde von drei unabhängigen Individuen unter Verwendung des bestehenden visuellen 0-3-Scoring-Schemas, wie in der Literatur beschrieben, bewertet15,23, wobei 0 = normal (keine SCB-Verdickung), 1...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Messung der SCB-Verdickung ist ein wichtiger Bestandteil der histologischen Beurteilung des OA-Schweregrads. Die meisten bestehenden OA-Grading-Systeme konzentrieren sich hauptsächlich auf Knorpelveränderungen15,16,17. Eine weit verbreitete murine osteoarthritische SCB-Dickengradierungsmethode, die SCB-Verdickung als leicht, mittelschwer und schwer kategorisiert, ist weitgehend subjektiv und ihre Zuverlässigkeit wurde nicht ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessenkonflikte.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde vom National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases der National Institutes of Health (NIH) unter der Award Number R01 AR059088, dem Department of Defense (DoD) unter der Forschungspreisnummer W81XWH-12-1-0304 und der Mary and Paul Harrington Distinguished Professorship Endowment unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Safranin-OSigma-AldrichS8884
Fast grünSigma-AldrichF7252
HämatoxylinSigma-AldrichGHS216
EosinSigma-AldrichE4382
IllustratorAdobeNicht zutreffend

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kotlarz, H., Gunnarsson, C. L., Fang, H., Rizzo, J. A. Insurer and out-of-pocket costs of osteoarthritis in the US: evidence from national survey data. Arthritis and Rheumatology. 60 (12), 3546-3553 (2009).
  2. Buckwalter, J. A., Martin, J. A. Osteoarthritis. Advanced Drug Delivery Reviews. 58 (2), 150-167 (2006).
  3. Weinans, H., et al. Pathophysiology of peri-articular bone changes in osteoarthritis. Bone. 51 (2), 190-196 (2012).
  4. Baker-LePain, J. C., Lane, N. E. Role of bone architecture and anatomy in osteoarthritis. Bone. 51 (2), 197-203 (2012).
  5. Li, G., et al. Subchondral bone in osteoarthritis: Insight into risk factors and microstructural changes. Arthritis Research and Therapy. 15 (6), 223(2013).
  6. Madry, H., van Dijk, C. N., Mueller-Gerbl, M. The basic science of the subchondral bone. Knee Surgery, Sports, Traumatology, Arthrosclerosis. 18 (4), 419-433 (2010).
  7. Milz, S., Putz, R. Quantitative morphology of the subchondral plate of the tibial plateau. Journal of Anatomy. 185, Pt 1 103-110 (1994).
  8. Blalock, D., Miller, A., Tilley, M., Wang, J. Joint instability and osteoarthritis. Clinical Medicine Insights: Arthritis and Musculoskeleton Disorders. 8, 15-23 (2015).
  9. Waung, J. A., et al. Quantitative X-ray microradiography for high-throughput phenotyping of osteoarthritis in mice. Osteoarthritis Cartilage. 22 (10), 1396-1400 (2014).
  10. Botter, S. M., et al. Cartilage damage pattern in relation to subchondral plate thickness in a collagenase-induced model of osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 16 (4), 506-514 (2008).
  11. Nalesso, G., et al. Calcium calmodulin kinase II activity is required for cartilage homeostasis in osteoarthritis. Science Reports. 11 (1), 5682(2021).
  12. Ding, M., Christian Danielsen, C., Hvid, I. Effects of hyaluronan on three-dimensional microarchitecture of subchondral bone tissues in guinea pig primary osteoarthrosis. Bone. 36 (3), 489-501 (2005).
  13. Kraus, V. B., Huebner, J. L., DeGroot, J., Bendele, A. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the guinea pig. Osteoarthritis Cartilage. 18, Suppl 3 35-52 (2010).
  14. McNulty, M. A., et al. A comprehensive histological assessment of osteoarthritis lesions in Mice. Cartilage. 2 (4), 354-363 (2011).
  15. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18, Suppl 3 17-23 (2010).
  16. Pritzker, K. P., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Osteoarthritis Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  17. Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data. Journal of Bone and Joint Surgery American. 53 (3), 523-537 (1971).
  18. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  19. Wang, J., et al. Transcription factor Nfat1 deficiency causes osteoarthritis through dysfunction of adult articular chondrocytes. Journal of Pathology. 219 (2), 163-172 (2009).
  20. Zhang, M., Lu, Q., Budden, T., Wang, J. NFAT1 protects articular cartilage against osteoarthritic degradation by directly regulating transcription of specific anabolic and catabolic genes. Bone Joint Research. 8 (2), 90-100 (2019).
  21. Zhang, M., et al. Epigenetically mediated spontaneous reduction of NFAT1 expression causes imbalanced metabolic activities of articular chondrocytes in aged mice. Osteoarthritis Cartilage. 24 (7), 1274-1283 (2016).
  22. Rodova, M., et al. Nfat1 regulates adult articular chondrocyte function through its age-dependent expression mediated by epigenetic histone methylation. Journal of Bone and Mineral Research. 26 (8), 1974-1986 (2011).
  23. Jackson, M. T., et al. Depletion of protease-activated receptor 2 but not protease-activated receptor 1 may confer protection against osteoarthritis in mice through extracartilaginous mechanisms. Arthritis and Rheumatology. 66 (12), 3337-3348 (2014).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Osteoarthritis MausmodellImageJ Quantifizierungmediale Meniskusdestabilisierunghistologische BildgebungKnochensklerosequantitative Knochenmessungmedialer Femurkondylusmediales Tibiaplateauvisuelles Gradingsystem

Verwandte Artikel