Methodenartikel

Kostengünstige automatisierte Flugabfangfalle für die zeitliche Teilprobenahme von fliegenden Insekten, die nachts von künstlichem Licht angezogen werden

DOI:

10.3791/63156

29. Dezember 2021

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Um die Auswirkungen von künstlichem Licht in der Nacht (ALAN) auf nachtaktive fliegende Insekten zu untersuchen, muss die Probenahme auf die Nacht beschränkt werden. Das Protokoll beschreibt eine kostengünstige automatisierte Flugabfangfalle, die es Forschern ermöglicht, in benutzerdefinierten Zeiträumen mit erhöhter Replikation Proben zu nehmen.

Zusammenfassung

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Die Stichprobenverfahren werden in Abhängigkeit von der Zielart oder den räumlichen und zeitlichen Anforderungen der Studie ausgewählt. Die meisten Methoden zur passiven Probenahme von fliegenden Insekten haben jedoch eine schlechte zeitliche Auflösung, da sie zeitaufwendig, kostspielig und / oder logistisch schwierig durchzuführen sind. Die effektive Probenahme von fliegenden Insekten, die nachts von künstlichem Licht (ALAN) angezogen werden, erfordert eine Probenahme zu benutzerdefinierten Zeitpunkten (nur nachts) an gut replizierten Standorten, was zu einem großen zeit- und arbeitsintensiven Erhebungsaufwand oder teuren automatisierten Technologien führt. Im Folgenden wird eine kostengünstige automatisierte Abfangfalle beschrieben, für deren Konstruktion und Betrieb keine spezielle Ausrüstung oder Fähigkeiten erforderlich sind, was sie zu einer praktikablen Option für Studien macht, die eine zeitliche Teilstichprobe über mehrere Standorte hinweg erfordern. Die Falle kann verwendet werden, um eine Vielzahl anderer ökologischer Fragen zu beantworten, die eine größere zeitliche und räumliche Skala erfordern, als dies mit der bisherigen Fallentechnologie möglich ist.

Einleitung

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Es gibt viele Arthropoden-Probenahmetechniken 1,2,3, aber Ökologen haben oft Schwierigkeiten, diese Methoden in einer Weise anzuwenden, die ihren Forschungsfragen angemessen ist (siehe 4). Bei der Auswahl einer geeigneten Methode zur Probenahme von Insekten müssen Ökologen die Zielarten, Zeit, Aufwand und Kosten berücksichtigen, die mit verschiedenen Techniken verbunden sind. Eine häufige Einschränkung besteht beispielsweise darin, dass es logistisch schwierig sein kann, während bestimmter Zeiträume eine Teilstichprobe über replizierte Standorte durchzuführen, um zeitliche Variablen zu quantifizieren, die die Artenaktivität beeinflussen, wie z. B. Wetteränderungen oder zirkadiane Aktivität (siehejedoch 5). Die meisten Insektenfallen mit passiver Vermessung werden für lange Zeiträume (z. B. über mehrere Tage, Wochen oder sogar Monate) eingestellt, ohne feine zeitliche Auflösung1. Für Erhebungen, die auf bestimmte Zeiträume an mehreren Replikatstandorten abzielen (z. B. nächtliche Probenahmen nur an verschiedenen Standorten), kann ein großes Team erforderlich sein, Standorte über mehrere Tage an den gleichen Zeitpunkten (z. B. innerhalb von 30 Minuten nach Sonnenaufgang und Sonnenuntergang) zu besuchen, um Proben zu sammeln und Fallen zurückzusetzen6; Andernfalls ist eine automatische Fangvorrichtung erforderlich 5,7,8.

Es gibt ein wachsendes Arbeitsfeld zu den Auswirkungen von künstlichem Licht in der Nacht (ALAN) auf Insektenaktivitätsmuster und lokalisierte Populationsdynamik 9,10; und zu den Wechselwirkungen zwischen ALAN und Insektenprädationsraten 4,11,12,13. Um jedoch die Auswirkungen von ALAN auf nachtaktive Insektentaxa zu untersuchen, muss die Probenahme auf die Nacht beschränkt werden. Mehrere verschiedene aktive Lichtfallen wurden beschrieben und für die automatisierte zeitliche Probenahme von nachtaktiven Insektenverwendet 14. Einige Beispiele sind einfache fallende Scheibentrennvorrichtungen, bei denen der Fang in ein schmales Rohr fällt, wobei jede Stunde eine Scheibe fällt, um den Fang15 zu trennen, oder Drehtischtrennvorrichtungen, die Auffangflaschen in zeitgesteuerten Intervallen 7,16,17 drehen. Diese früheren automatisierten Lichtfallen adressieren die Herausforderungen bei der Probenahme, die mit zeitlichen Erhebungsanforderungen verbunden sind, sind jedoch oft groß und unhandlich und verwenden veraltete oder unzuverlässige Technologien. Ein neues automatisiertes passives Probenahmegerät wurde kürzlich entwickelt und getestet8. Dieses Gerät verwendete eine kommerziell erhältliche Flugabfangfalle, die mit einer leichten, speziell entwickelten Sammelvorrichtung gepaart war, die aus einem Drehtisch mit Probenahmebecher bestand, der das Sammeln von Falleninhalten in benutzerdefinierten Intervallenermöglicht 8. Diese neue automatisierte Falle verwendet eine ausgeklügelte Programmierung, die mit einem Smartphone bedient werden kann, aber bei etwa 700 EURO (1.000 AUD) pro Falle8 unerschwinglich teuer zu bauen ist.

Flugabfangfallen sind eine der effizientesten Möglichkeiten, fliegende Insekten 1,18,19 zu vermessen und nach dem Prinzip zu arbeiten, dass fliegende Insekten zu Boden fallen, wenn sie mit einer vertikalen Oberfläche kollidieren. Abfangfallen gibt es in einer Vielzahl von Ausführungen. Die meisten sind jedoch typischerweise mit einer transparenten oder netzförmigen Oberfläche und einem mit Wasser und / oder einem Konservierungsmittel gefüllten Auffangbehälter ausgestattet. Die hier beschriebene neue Falle verwendet eine Querfahne/Leitbleche oder eine multidirektionale Abfangfalle 20, da Kreuzleitbleche nachweislich die Fangratenum 14,21 erhöhen und Insekten aus allen Richtungen beproben. Der Zweck dieser Falle ist es, nachtaktive fliegende Insekten zu untersuchen, die von künstlichem Licht angezogen werden. Dieses Phototaxis führt dazu, dass Insekten die Lichtquelleumkreisen 22; Daher ist eine multidirektionale Falle am besten geeignet.

Beschrieben wird hier eine kostengünstige automatisierte Abfangfalle, die keine spezielle Ausrüstung oder Fähigkeiten erfordert, um sie zu konstruieren und zu betreiben. Die Falle verwendet einen handelsüblichen automatisierten Tierfutterspender und gängige Artikel, die in Baumärkten erhältlich sind. Dieser Entwurf kostet weniger als EURO 66 (AUD 105) pro Trap (Tabelle 1), was ihn zu einer praktikablen Option für Studien macht, die eine zeitliche Teilstichprobe über mehrere Standorte gleichzeitig erfordern.

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Protokoll

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1. Fallenbau

HINWEIS: Alle Komponenten, die zum Bau der Fallen erforderlich sind, finden Sie in der Materialtabelle. Jede Falle wurde wie in Abbildung 1 und Abbildung 2 dargestellt von einer Person innerhalb von 2 Stunden konstruiert.

  1. Verwenden Sie eine Stichsäge, um die Polycarbonat-Dachbahnen (8 mm x 610 mm x 2400 mm) in 610 mm x 230 mm große Abschnitte zu schneiden (Abbildung 1, Punkt 1 & 2). Schneiden Sie dann eine 8-mm-Mittelnut halb in der Mitte jeder (610 mm x 230 mm) Scheibe ab, damit die beiden Scheiben zu einer Kreuzleiste gleiten können.
  2. Schieben Sie die gekreuzten Leitbleche kuschelig in die Kunststofftrichteröffnung (Abbildung 1, Punkt 4) und befestigen Sie sie mit 20 mm Edelstahl-Winkelhalterungen am Trichter (Abb. 1, Punkt 5b).
  3. Wenn die Winkelhalterung angebracht ist, bohren Sie Löcher vor und verwenden Sie dann M4-Schrauben und Muttern mit Unterlegscheiben (Abbildung 1, Punkt 6b), um die Kreuzleitbleche am Trichter zu befestigen.
  4. Schneiden Sie erneut mit der Stichsäge ein Stück der Polycarbonatfolie (230 mm x 305 mm) aus den verbleibenden Blechen und sichern Sie es mit 20 mm Edelstahl-Winkelhalterungen (Abbildung 1, Punkt 5a) in einem Winkel von 90° zur Oberseite der gekreuzten Leitbleche, um ein Schutzdach zu bilden (Abbildung 1, Punkt 3).
  5. Wenn die Winkelhalterung angebracht ist, bohren Sie Löcher vor und verwenden Sie dann M4-Schrauben und Muttern mit Unterlegscheiben (Abbildung 1, Punkt 6a), um das Dach an der Schallwand zu befestigen.
  6. Schneiden Sie den Trichterauslauf mit einer Bügelsäge auf eine Länge von ~30 mm, um sicherzustellen, dass sich die Probenschalen des automatischen PET-Feeders in den programmierten Intervallen ungehindert drehen.
  7. Stellen Sie den automatischen Tierspender (Abbildung 1, Punkt 8) in ein Kunststoffbecken mit einem Durchmesser von 9 l (38 mm) (Abbildung 1, Punkt 7), um die Proben vor Witterungseinflüssen zu schützen.
  8. Bohren Sie ein 20-mm-Loch in die Oberseite des 9-L-Beckens und legen Sie den Trichterauslauf in das Loch, um ihn direkt über der Probenschale zu positionieren.
  9. Befestigen Sie das Kunststoffbecken, das die Tierzuführung abdeckt, mit einem Bohrer mit einem 500 mm langen Stück behandeltem Kiefernzaun (Abbildung 1, Punkt 9) mit verzinkten Sechskantschrauben (Abbildung 1, Punkt 14).
  10. Um die gesamte Falle für das Heben in die Luft über Seile zu stabilisieren, befestigen Sie einen Holzpfahl (17 x 17 x 1200 mm, Abbildung 1, Punkt 10) mit einer spitzen Halterung und einem Bindedraht (Abbildung 1, 13, 15 und 16) an dem Stück behandelter Kiefernzaunpaling (Abbildung 1, Punkt 9).

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Abbildung 1: Schematische Darstellung der Fallenkonstruktion. (1 und 2) 610 mm x 230 mm x 8 mm Polycarbonatplatten; (3) 230 mm x 305 mm x 8 mm Polycarbonatplatte; (4) Kunststofftrichter mit einem Durchmesser von 24 cm; (5a-b) 20 mm spitze Halterungen; (6a-b) M4 x 15 mm Schrauben, Unterlegscheiben und Muttern; (7) Kunststoffbecken mit einem Durchmesser von 38 cm und 9 l; (8) automatisierter Tierfutterspender; (9) 150 mm x 12 mm behandelte Kiefernpaling; (10) 17 mm x 17 mm x 1200 mm Holzpfahl; (11) 125 mm x 150 mm spitze Halterung; (12) 16 mm x 16 mm Sechskantschrauben; (13) spitze Klammer; (14) 16 mm x 16 mm Sechskantschrauben; (15 und 16) Drahtstabilisator; (17) Karabiner, der zum Absenken und Anheben verwendet wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

2. Trap-Bereitstellung

HINWEIS: Die Fallen wurden an Bäumen 6 m über dem Boden (direkt unter den Versuchs- oder Kontrolllichtern) befestigt, um fliegende Insekten einzufangen (Abbildung 2). Das Entleeren und Sammeln von Fallen wurde von drei Personen an einem einzigen Tag durchgeführt. Weitere Tage können bei Bedarf beprobt werden, indem die Falle abgesenkt wird, um die gesammelten Proben zu entfernen, die Tierfutterspender zurückzusetzen und die Falle alle drei Tage basierend auf dem Probenahmeregime wieder in Position zu bringen.

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Abbildung 2: Kostengünstige automatisierte Flugabfangfalle zur Probenahme von Insekten zu benutzerdefinierten Zeitpunkten. (A) Polycarbonat-gekreuzte Leitbleche dienen als Flugabfangbereich, der das Sammeln von Insekten von allen vier Seiten ermöglicht. Das Polycarbonatdach dient dazu, Insekten nach unten zu lenken und die gesammelten Proben vor der Witterung zu schützen. Der Trichter unter dem Flug fängt Barriereserver ab, um Insekten, die mit den Polycarbonatbarrieren kollidiert sind, in die im kreisförmigen Becken untergebrachten Auffangwannen zu leiten. (B) Falle, die unter experimentellem Licht aufgehängt und durch einen Holzpfahl und eine spitze Halterung am Baum befestigt ist. Die Sperrholzkiste unter der Abfangfalle enthält einen Fledermausdetektor, der verwendet wird, um Echoortungsrufe passiv aufzuzeichnen, die von freilaufenden insektenfressenden Fledermäusen erzeugt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

  1. Sobald Sie sich am Probenahmeort befinden, entfernen Sie den automatischen Tierfutterspender (Abbildung 1, Punkt 8) unter dem Kunststoffbecken.
  2. Öffnen Sie den automatischen Tierfutterspender (Abbildung 3A) und legen Sie Folienschalen mit Seifenwasser oder einem Konservierungsmittel Ihrer Wahl in jede Futterschale (Abbildung 3B, hier wurden 20 ml Propylenglykol als Konservierungsmittel verwendet).
  3. Befolgen Sie die Anweisungen des automatischen Tierfutterspenders, um die Rotationszeiten des Futtertabletts festzulegen. Stellen Sie zuerst die Uhrzeit ein und programmieren Sie dann jedes Tierfutterspender-Tablett.
    HINWEIS: Der automatische Tierfutterspender dreht die Futterschalen (1-6) zu vorprogrammierten Zeiten. Die 6-Mahlzeiten-Schüsseln können zu jeder Tages- und Nachtzeit geöffnet werden, wobei sich die Tabletts in sequenzieller Reihenfolge drehen. Ziel dieser Studie war es, nachtaktive und tagaktive Insekten getrennt zu beproben. Fach 1 wurde in der ersten Nacht ab 20 Uhr beprobt und dann am nächsten Morgen um 7 Uhr zu Fach 2 verschoben, gefolgt von Fach 3 um 20 Uhr, Fach 4 um 7 Uhr, Fach 5 um 20 Uhr und Fach 6 um 7 Uhr. Eine Verzögerungsfunktion ermöglichte eine eintägige Verzögerung der Probenahme, da die Einrichtung aller Standorte 2 Tage dauerte, wodurch sichergestellt wurde, dass die Probenahme an allen Standorten am selben Tag/zur gleichen Uhrzeit begann.

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Abbildung 3: Automatisierter Tierfutternapf. (A) Batteriebetriebene 6-Mahlzeiten-Tierfutterschüssel, die zur Probenahme von Insekten in benutzerdefinierten Intervallen verwendet wird. Die Futternäpfe wurden nach abwechselnden Zeitplänen programmiert, um nachtaktive und tagaktive Insekten zu probieren. Zum Beispiel öffnete Fach 1 um 20 Uhr (nächtlicher Tag 1), Tablett 2 öffnete um 7 Uhr (Tag 1), Tablett 3 öffnete um 20 Uhr (nächtlicher Tag 2), Tablett 4 öffnete um 7 Uhr (Tag 2), Tablett 5 öffnete um 20 Uhr (nächtlicher Tag 3) und Tablett 6 öffnete um 7 Uhr (Tag 3). (B) Der Deckel wird aus dem automatischen Tierfutternapf entfernt, um die sechs Auffangschalen zu zeigen. Folienschalen, die Propylenglykol als Konservierungsmittel enthalten, ermöglichten die einfache Entfernung der gesammelten Insekten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

  1. Setzen Sie den automatischen Tierfutterspender wieder unter das Kunststoffbecken und befestigen Sie das Becken mit den verzinkten Sechskantschrauben am Holzzaunstück (Abbildung 1, Punkt 14).
  2. Befestigen Sie ein Seil mit einem Karabiner an der Oberseite der Falle (Abbildung 1, Punkt 17). Heben Sie die Falle mit einer Leiter in Position und sichern Sie sie unter experimentellen Lichtern am Karabiner.
  3. Befestigen Sie einen zweiten Holzpfahl (17 mm x 17 mm x 1200 mm, Abbildung 2B) mit einer spitzen Halterung am Baum (oder Laternenpfahl), um die Falle bei starkem Wind zu stabilisieren.
  4. Die Falle sitzt auf dem Pfahl; Sichern Sie es mit zwei großen Kabelbindern (Abbildung 2B).
  5. Um Insektenproben zu sammeln, senken Sie die Fallen mit einem Seil ab. Entfernen Sie den automatischen Tierfutterspender unter dem Kunststoffbecken.
  6. Entfernen Sie den Deckel des Tierfutterspenders (Abbildung 3A), und heben Sie die Aluminiumschalen an, um den Inhalt in vorbeschriftete Durchstechflaschen zu gießen (Abbildung 3B).

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Ergebnisse

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Die Fallen wurden in einer Untersuchung von fliegenden Insekten getestet, die von experimenteller Beleuchtung in vier Buschlandreservaten in Melbourne, Australien, angezogen wurden. Die Standorte bestanden entweder aus Rest- oder begrüntem Buschland, das von Wohnhäusern umgeben war und durchschnittlich 15 km voneinander entfernt (Bereich 3-24 km) und 45 ha groß (Bereich 30-59 ha) war. Insgesamt wurden sechzehn Fallen installiert, vier an jedem Standort, mit und ohne Versuchsleuchten (3 Lichter und 1 Steuerung pro Standor...

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Diskussion

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Obwohl die von Bolliger et al. (2020)8 beschriebene automatisierte Flugabfangfalle gut konzipiert und bei der Probenahme zu benutzerdefinierten Zeiträumen sehr effektiv ist, dürften sie für viele Forscher unerschwinglich sein. Diese Studie zeigt, dass passive Fangerhebungen mit automatisierten Fallen für die Unterbeprobung fliegender Insekten zu benutzerdefinierten Zeiträumen mit einem bescheidenen Budget durchgeführt werden können. Fallen wurden gebaut, um zu sechs vordefinierten Zeitpunkten Prob...

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Danksagungen

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Die Forschung wurde durch den La Trobe University Net Zero Fund finanziert, der von Sonepar gesponsert wurde. Die Forschung wurde unter der wissenschaftlichen Genehmigung Nr. 10009741 des Ministeriums für Umwelt, Land, Wasser und Planung durchgeführt. Wir danken Martin Steinbauer für die Kommentare zu einem frühen Entwurf und zwei anonymen Gutachtern.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Batterien (C-Zelle) – 10er PackDuracellMN1400B10https://www.duracell.com.au/product/alkaline-c-batteries/
Batteriebetriebene automatisierte 6-Mahlzeiten-Tierfutterschüssel – jederOEM ChinaXR-P006-002Automatisierte 6-Mahlzeiten-Tierfutternäpfe variieren im Preis abhängig vom Lieferanten, zum Beispiel in Großbritannien können sie für &Pfund gekauft werden; 19 GBP (36 AUD).
Verzinkte Sechskantschrauben (10-16 x 16 mm) – 100er PackBunnings Warehouse1-311-9151-CTPMEBunnings Warehouse ist eine australische Eisenwarenkette mit Filialen in Australien und Neuseeland. Artikel, die Sie bei Bunnings Warehouse gekauft haben, können in den meisten Baumärkten gefunden werden. https://www.bunnings.com.au/
Winkel aus verzinktem Stahl (125 x 150 mm) – jeBunnings WarehouseAZ11https://www.bunnings.com.au/
Verzinkter Bindedraht (0,70 mm x 75 m) – pro RolleBunnings Warehouse50218https://www.bunnings.com.au/
Kunststoffbecken (38 cm, 9 L rund) – jeEzy StorageFBA31541https://www.ezystorage.com/product/laundry/basic-accessories/9l-round-basin/
Trichter aus Kunststoff (24 cm) – jeSandlefordPf24https://www.sandleford.com.au/plastic-funnel-24cm
Edelstahl-Winkel (20 mm) – 16er PackBunnings WarehouseWEB2020https://www.bunnings.com.au/
Schrauben & Muttern aus Edelstahl (M4 x 15 mm) – 18er PackBunnings WarehouseSFA394https://www.bunnings.com.au/
Unterlegscheiben aus Edelstahl (3/16" & M5) – 50er-PackBunnings WarehouseEBM5005https://www.bunnings.com.au/
Sunlite Polycarbonat-Dachplatten (8 mm x 610 mm x 2,4 m) – jeSuntuf (Palram Industries Ltd)SL8CL2.4https://www.palram.com/au/product/sunlite-polycarbonate-multi-wall/
behandelte Kiefernpfosten (150 x 12 mm) – jedesSTS Timber Wholesale P/Ln/ahttps://www.ststimber.com.au/sts-timber-wholesale-products/fencing
Holzpfähle (1200 x 17 x 17 mm) – 10er PackGitterschneidern/ahttps://latticemakers.com/product/tomato-stakes-17x17mm-pack-of-10/

Referenzen

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  1. Epsky, N. D., Morrill, W. L., Mankin, R. W. Traps for Capturing Insects. Encyclopedia of Entomology. Capinera, J. L. , Springer. Dordrecht. (2008).
  2. Catanach, T. A. Invertebrate sampling methods for use in wildlife studies. The Wildlife Techniques Manual. Silvy, N. J. 1, The Johns Hopkins University Press. Baltimore, Maryland. 336-348 (2012).
  3. Montgomery, G. A., Belitz, M. W., Guralnick, R. P., Tingley, M. W. Standards and best practices for monitoring and benchmarking insects. Frontiers in Ecology and Evolution. 8, 579193(2021).
  4. Haddock, J. K., Threlfall, C. G., Law, B., Hochuli, D. F. Light pollution at the urban forest edge negatively impacts insectivorous bats. Biological Conservation. 236, 17-28 (2019).
  5. Steinbauer, M. J. Using ultra-violet traps to monitor autumn gum moth, Mnesampela private (Lepidoptera: Geometridae), in south-eastern Australia. Australian Forestry. 66 (4), 279-286 (2003).
  6. Wakefield, A., Broyles, M., Stone, E. L., Harris, S., Jones, G. Quantifying the attractiveness of broad-spectrum street lights to aerial nocturnal insects. Journal of Applied Ecology. 55, 714-722 (2017).
  7. Williams, C. B. The time of activity of certain nocturnal insects, chiefly Lepidoptera, as indicated by a light-trap. Transactions of the Entomological Society of London. 83 (4), 523-555 (1935).
  8. Bolliger, J., Collet, M., Hohl, M., Obrist, M. K. Automated flight-interception traps for interval sampling of insects. PLoS ONE. 15 (7), 0229476(2020).
  9. Grubisic, M., van Grunsven, R. H. A., Kyba, C. C. M., Manfrin, A., Hölker, F. Insect declines and agroecosystems: does light pollution matter. Annals of Applied Biology. 173, 180-189 (2018).
  10. Owens, A. C. S., Lewis, S. M. The impact of artificial light at night on nocturnal insects: a review and synthesis. Ecology and Evolution. 8 (22), 11337-11358 (2018).
  11. Rydell, J. Exploitation of insects around streetlamps by bats in Sweden. Functional Ecology. 6, 744-750 (1992).
  12. Bolliger, J., Hennet, T., Wermelinger, B., Blum, S., Haller, J., Obrist, M. K. Low impact of two LED colors on nocturnal insect abundance and bat activity in a peri-urban environment. Journal of Insect Conservation. 24, 625-635 (2020).
  13. Rodríguez, A., Orozco-Valor, P. M., Sarasola, J. H. Artificial light at night as a driver of urban colonization by an avian predator. Landscape Ecology. 36, 17-27 (2021).
  14. Hienton, T. E. Summary of investigations of electric insect traps. United States Department of Agriculture. , Washington D.C. Technical bulletin No. 1498. Agricultural Research Service (1974).
  15. Johnson, C. G. A suction trap for small airborne insects which automatically segregates the catch into successive hourly samples. Annals of Applied Biology. 37 (1), 80-91 (1950).
  16. Hutchins, R. E. Insect activity at a light trap during various periods of the night. Journal of Economic Entomology. 33 (4), 654-657 (1940).
  17. Nagel, R. H., Granovsky, A. A. A turn-table light trap for taking insects over regulated periods. Journal of Economic Entomology. 40 (4), 583-586 (1947).
  18. Hill, C. J., Cemak, M. A new design and some preliminary results for a flight intercept trap to sample forest canopy arthropods. Australian Journal of Entomology. 36, 51-55 (1997).
  19. Lamarre, G. P. A., Molto, Q., Fine, P. V. A., Baraloto, C. A comparison of two common flight interception traps to survey tropical arthropods. ZooKeys. 216, 43-55 (2012).
  20. Wilkening, A. J., Foltz, J. L., Atkinson, T. H., Connor, M. D. An omnidirectional flight trap for ascending and descending insects. The Canadian Entomologist. 113, 453-455 (1981).
  21. Frost, S. W. Insects captured in light traps with and without baffles. The Canadian Entomologist. 90 (9), 566-567 (1958).
  22. Muirhead-Thompson, R. Trap responses of flying insects: The influence of trap design on capture efficiency. , Academic Press. London. 287(1991).
  23. Carrel, J. E. A novel aerial-interception trap for arthropod sampling. Florida Entomologist. 85 (4), 656-657 (2002).
  24. Steinbauer, M. J., Haslem, A., Edwards, E. Using meteorological and lunar information to explain catch variability of Orthoptera and Lepidoptera from 250 W Farrow light traps. Insect Conservation and Diversity. 5, 367-380 (2012).
  25. Recher, H. F., Majer, J. D., Ganesh, S. Seasonality of canopy invertebrate communities in eucalypt forests of eastern and western Australia. Australian Journal of Ecology. 21, 64-80 (1996).
  26. van Klink, R., et al. Meta-analysis reveals declines in terrestrial but increases in freshwater insect abundances. Science. 368, 417-420 (2020).
  27. Wagner, D. L. Insect declines in the Anthropocene. Annual Review of Entomology. 65, 457-480 (2020).
  28. Cardoso, P., et al. Scientists' warning to humanity on insect extinctions. Biological Conservation. 242, 108426(2020).
  29. Saunders, M. E., Janes, J. K., O'Hanlon, J. C. Moving on from the insect apocalypse narrative: Engaging with evidence-based insect conservation. BioScience. 70 (1), 80-89 (2020).
  30. Cardoso, P., Leather, S. R. Predicting a global insect apocalypse. Insect Conservation and Diversity. 12, 263-267 (2019).
  31. Owens, A. C. S., Cochard, P., Durrant, J., Perkin, E., Seymoure, B. Light pollution is a driver of insect declines. Biological Conservation. 241, 108259(2020).
  32. Chapman, J. A., Kinghorn, J. M. Window traps for insects. The Canadian Entomologist. 87 (1), 46-47 (1955).
  33. Canaday, C. L. Comparison of insect fauna captured in six different trap types in a Douglas-fir forest. The Canadian Entomologist. 119, 1101-1108 (2012).
  34. Burns, M., Hancock, G., Robinson, J., Cornforth, I., Blake, S. Two novel flight-interception trap designs for low-cost forest insect surveys. British Journal of Entomology and Natural History. 27, 155-162 (2014).
  35. Basset, Y. A composite interception trap for sampling arthropods in tree canopies. Journal of the Australian Entomological Society. 27, 213-219 (1988).
  36. Russo, L., Stehouwer, R., Heberling, J. M., Shea, K. The composite insect trap: An innovative combination trap for biologically diverse sampling. PLoS ONE. 6 (6), 21079(2011).
  37. Knuff, A. K., Winiger, N., Klein, A. -M., Segelbacher, G., Staab, M. Optimizing sampling of flying insects using a modified window trap. Methods in Ecology & Evolution. 10 (10), 1820-1825 (2019).

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Flight Intercept TrapAutomated Insect SamplingArtificial Light At NightTemporal Sub SamplingFlying InsectsLight PollutionEcological MonitoringTrap EfficiencyBaffle TrapNocturnal Insect Sampling

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