Methodenartikel

Myokardinfarkt durch perkutane Embolisationsspulenentfaltung in einem Schweinemodell

DOI:

10.3791/63172

⸱

4. November 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

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Erratum-Hinweis

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Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Myokardinfarkt (MI) Tiermodelle, die den natürlichen Prozess der Krankheit beim Menschen nachahmen, sind entscheidend für das Verständnis pathophysiologischer Mechanismen und die Prüfung der Sicherheit und Wirksamkeit neuer aufkommender Therapien. Hier beschreiben wir ein MI-Schweinemodell, das durch den Einsatz einer perkutanen Embolisationsspule erstellt wurde.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Myokardinfarkt (MI) ist weltweit die häufigste Todesursache. Trotz der Verwendung evidenzbasierter Behandlungen, einschließlich koronarer Revaskularisation und Herz-Kreislauf-Medikamenten, entwickelt ein erheblicher Teil der Patienten einen pathologischen linksventrikulären Umbau und eine fortschreitende Herzinsuffizienz nach MI. Daher wurden neue therapeutische Optionen, wie unter anderem Zell- und Gentherapien, entwickelt, um verletztes Myokard zu reparieren und zu regenerieren. In diesem Zusammenhang sind Tiermodelle von MI von entscheidender Bedeutung, um die Sicherheit und Wirksamkeit dieser experimentellen Therapien vor der klinischen Translation zu untersuchen. Große Tiermodelle wie Schweine werden aufgrund der hohen Ähnlichkeit von Schweinen und menschlichen Herzen in Bezug auf die Anatomie der Koronararterien, die Herzkinetik und den Post-MI-Heilungsprozess gegenüber kleineren bevorzugt. Hier wollten wir ein MI-Modell in Pig durch permanenten Spuleneinsatz beschreiben. Kurz gesagt, es umfasst eine perkutane selektive Koronararterienkanülierung durch retrograden Femurzugang. Nach der Koronarangiographie wird die Spule am Zielzweig unter fluoroskopischer Führung eingesetzt. Schließlich wird eine vollständige Okklusion durch wiederholte Koronarangiographie bestätigt. Dieser Ansatz ist machbar, hochgradig reproduzierbar und emuliert die Pathogenese der menschlichen nicht-revaskularisierten MI, wobei die traditionelle Operation des offenen Brustkorbs und die anschließende postoperative Entzündung vermieden werden. Abhängig von der Zeit des Follow-ups eignet sich die Technik für akute, subakute oder chronische MI-Modelle.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Myokardinfarkt (MI) ist weltweit die häufigste Ursache für Mortalität, Morbidität und Behinderung1. Trotz der derzeitigen therapeutischen Fortschritte entwickelt ein erheblicher Teil der Patienten einen nachteiligen ventrikulären Umbau und eine fortschreitende Herzinsuffizienz nach MI, was zu einer schlechten Prognose aufgrund ventrikulärer Dysfunktion und plötzlichem Tod führt 2,3,4. Neue therapeutische Optionen zur Reparatur und/oder Regeneration von verletztem Myokard stehen daher auf dem Prüfstand, und translationale MI-Tiermodelle sind entscheidend für die Prüfung ihrer Sicherheit und Wirksamkeit. Obwohl mehrere Modelle für die kardiovaskuläre Forschung verwendet wurden, darunter Ratten5,6, Mäuse7,8, Hunde9 und Schafe 10, sind Schweine aufgrund ihrer hohen Ähnlichkeit mit dem Menschen in Bezug auf Herzgröße, Koronararterienanatomie, Herzkinetik, Physiologie, Stoffwechsel und den Post-MI-Heilungsprozess eine der besten Optionen für die Modellierung von Herzischämiestudien11. 12,13,14,15.

In diesem Zusammenhang stehen viele verschiedene offen-chirurgische und perkutane Ansätze zur Verfügung, um MI-Schweinemodelle zu entwickeln. Der Ansatz der offenen Brust beinhaltet ein linkslaterales Thorakotomieverfahren und ist unter anderem bei der Durchführung einer chirurgischen Koronararterienligatur 16,17, einer myokardischen Kryoverletzung, einer Kauterisation 12 und der Platzierung der Koronararterien eines hydraulischen Okkluds 18 oder eines ameroiden Konstriktors 19 nützlich. Die chirurgische Koronarokklusion wurde ausgiebig eingesetzt, um neue therapeutische Optionen wie kardiale Gewebezüchtung und Zelltherapie zu testen, da sie einen breiten Zugang und eine visuelle Beurteilung des Herzens ermöglicht. Im Gegensatz zu menschlicher MI kann es jedoch zu chirurgischen Adhäsionen, angrenzender Narbenbildung und postoperativer Entzündungkommen 17. Myokard-Kryo-Verletzung und Kauterisation sind leicht reproduzierbare Techniken, reproduzieren aber nicht die pathophysiologische MI-Progression, die beim Menschen beobachtet wurde12. Auf der anderen Seite wurden mehrere perkutane Techniken entwickelt, um eine vorübergehende oder dauerhafte Koronarblockade zu erzeugen. Diese umfassen die transkoronare oder intrakoronare Ethanolablation 20,21, die Okklusion durch Ballonangioplastie 22 oder die Abgabe thrombogener Materialien wie Agarosegelkügelchen 23, Fibrinogengemische9 oder Spulenembolisation 17,24. Während die Ballonangioplastie besser für Ischämie- / Reperfusionsstudien geeignet ist, ist der Einsatz von Koronarspulen eine der besten Optionen für die Modellierung von nicht revaskularisiertem MI. Dieser perkutane Ansatz ist machbar, konsistent reproduzierbar und vermeidet eine Operation am offenen Brustkorb. Es ermöglicht eine präzise Kontrolle der Infarktstelle und führt zu einer Pathophysiologie, die der eines menschlichen, nicht reperfundierten MI ähnelt. Darüber hinaus eignet sich die Spulenembolisation zur Modellierung von akuter, subakuter oder chronischer MI; chronische kongestive Herzinsuffizienz; oder Herzklappenerkrankung17.

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, zu beschreiben, wie ein MI-Schweinemodell durch permanenten Spuleneinsatz entwickelt werden kann. Kurz gesagt, es umfasst eine perkutane selektive Koronararterienkanülierung durch retrograden Femurzugang. Nach der Koronarangiographie wird eine Spule an der Zielasterarterie unter fluoroskopischer Führung eingesetzt. Schließlich wird eine vollständige Okklusion durch wiederholte Koronarangiographie bestätigt.

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Protokoll

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Diese Studie wurde von der Ethikkommission der Animal Experimentation Unit des deutschen Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP) und Regierungsbehörden (Generalitat de Catalunya; Code: 10558 und 11208) und entspricht allen Richtlinien für die Verwendung von Tieren in Forschung und Lehre gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren25.

1. Vorverfahrensvorbereitung der Tiere

  1. Verwenden Sie gekreuzte Landrasse X Große weiße Schweine (30-35 kg) beiderlei Geschlechts.
  2. Halten Sie die Tiere vor dem Eingriff 12 Stunden lang im Fastenzustand.

2. Sedierung, Anästhesie und Analgesie

  1. Stimieren Sie das Tier mit einer intramuskulären (IM) Injektion von Ketamin (3 mg/kg), Midazolam (0,3 mg/kg) und Dexmedetomidin (0,03 mg/kg). Warten Sie ca. 10-15 min.
  2. Sobald das Schwein sediert ist, lüften Sie es mit einer Sauerstoffmischung (90-100%)-Isofluran (1-2%) und einer Gesichtsmaske, um eine optimale Sedierung zu gewährleisten.
  3. Legen Sie Tierarztsalbe auf die Augen des Schweins, um Trockenheit zu verhindern.
    HINWEIS: Wiederholen Sie dies alle 20 Minuten.
  4. Legen Sie intravenös (IV) einen 20 G Katheter in eine seitliche Ohrvene. Verabreichen Sie Propofol (1-2 mg / kg), um eine Anästhesie zu induzieren.
  5. Sobald das Schwein keinen Schluckreflex hat, intubieren Sie das Tier mit einem Endotrachealtubus (Größe 6,5-7,0 für 30-35 kg).
    HINWEIS: Stellen Sie die Größe des Endotrachealtubus entsprechend der Größe des Schweins ein. Die Intubation sollte schnell durchgeführt werden, um eine tiefere Anästhesieebene und eine längere Apnoe zu verhindern.
  6. Intravenös verabreichtes Buprenorphin (0,01 mg/kg) zur intrachirurgischen Analgesie. Verwenden Sie ein transdermales Fentanylpflaster (100 μg / h) für postoperative Analgesie.
    HINWEIS: Das Fentanylpflaster wird auf die Leistenhaut aufgetragen und ist 72 h lang aktiv, um postoperative Schmerzen zu begrenzen. Seine pharmakologische Wirkung beginnt nicht unmittelbar nach der Abgabe, daher wenden Sie sie vor Beginn des Verfahrens an.
  7. Belüftung der Atemwegsmaskenbeuteleinheit (20 Inflationen/min) während des Transports des Schweins in den Raum der vaskulären interventionellen Radiologie (VIR).
  8. Schließen Sie den Endotrachealtubus an das Anästhesiegerät an, das mit einem Atemwegssensor und einer Kapnographieaufzeichnung ausgestattet ist.
  9. Starten Sie die mechanische Überdruckbelüftung mit FiO2 0,50 bei einem Tidalvolumen von 10 ml/kg und einer Frequenz von 16-20 Atemzügen/min. Halten Sie die Anästhesie mit Isofluran (1-3%) aufrecht.
    HINWEIS: Um die richtige chirurgische Anästhesieebene zu bestätigen, sollte das Tier weder spontan atmen noch Hornhaut- oder Pupillenlichtreflexe haben.

3. Hämodynamische Überwachung und Vorbereitung des Operationsbereichs

  1. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf den Operationstisch und befestigen Sie die Gliedmaßen mit Klebeband oder Verband am Tisch.
  2. Platzieren Sie Elektrokardiogramm (EKG) -Sonden subkutan in den Extremitäten des Tieres, um während des experimentellen Verfahrens Veränderungen des ST-Segments, der T-Wellen und der Herzfrequenz aufzuzeichnen.
  3. Legen Sie ein Pulsoximeter auf die Zunge oder eine Ecke der Lippe des Tieres und die nicht-invasive Druckmanschette auf das Vorderglied.
  4. Messen Sie die Rektal-/Speiseröhrentemperatur mit einer Sonde.
  5. Reinigen Sie den rechten Oberschenkelbereich mit chirurgischer Seife, gefolgt von abwechselnder antiseptischer Povidon-Jod-Lösung und Alkohol 3 Mal unter sterilen Bedingungen.
  6. Stellen Sie sicher, dass der Chirurg chirurgisches Händewaschen durchführt und ein steriles Kleid und sterile Handschuhe trägt.
  7. Bedecken Sie das Tier mit einem sterilen chirurgischen Tuch.
  8. Bereiten Sie die Nadel, eine 6F-Gefäßhülle, einen 0,035-Zoll-J-bestückten Draht, einen 6F JR4 90-cm-Führungskatheter, einen 0,014-Zoll-200-cm-Führungsdraht, einen Mikrokatheter mit einer Länge von 150 cm / 0,017 Zoll mit einem Innendurchmesser und das Kontrastmittel-Injektionsverteiler-Kit vor und spülen Sie sie mit heparinisierter Kochsalzlösung.

4. Gefäßzugang

  1. Punktieren Sie die rechte Oberschenkelarterie über einen perkutanen Ansatz mit ultraschallgeführter Punktion. Lokalisieren Sie die Gabelung zwischen der oberflächlichen Oberschenkelarterie und der tiefen Oberschenkelarterie.
  2. Positionieren Sie den Wandler 2-3 cm proximal zur Bifurkation in der gemeinsamen Oberschenkelarterie und richten Sie die Mitte des Wandlers mit der gemeinsamen Oberschenkelarterie aus.
  3. Positionieren Sie die Nadel in der Mitte des Wandlers und punktieren Sie die Arterie bei einer Neigung von ca. 45°. Anschließend führen Sie einen 6F-Gefäßmantel mit der modifizierten Seldinger-Technik26 ein.
    HINWEIS: Bei signifikanten Krämpfen oder Hämatomen Übergang zur kontralateralen Oberschenkelarterie.
  4. Spülen Sie die Katheter mit heparinisierter Kochsalzlösung. (5000 IE unfraktioniertes Heparin/1000 ml 0,9% NaCL).
  5. Verabreichen Sie Heparin durch die Scheide (300 IE / kg).

5. Koronarangiographie

  1. Führen Sie den J-Tip-Draht in den JR4-Führungskatheter ein, führen Sie den Draht durch die Hülle in die aufsteigende Aorta und legen Sie den Katheter dann über die Klappenoberfläche.
  2. Entfernen Sie den Draht und schließen Sie den Katheter an das Injektionsverteilersystem an. Bereinigen Sie das gesamte System.
  3. Bei der Durchleuchtung wird der Katheter in die linke Hauptkoronararterie eingeschaltet und 10 ml jodiertes Kontrastmittel injiziert, um das linke Koronarsystem sichtbar zu machen (Abbildung 1A, C).
    HINWEIS: Es ist wichtig sicherzustellen, dass die arterielle Druckwellenform vor der Injektion nicht gedämpft wird, um das Risiko einer Koronardissektion zu vermeiden.
  4. Führen Sie Angiogramme in zwei orthogonalen Ansichten durch: linke vordere schräge 40° und rechte vordere schräge 30°-Projektionen.
  5. Führen Sie einen am Mikrokatheter vormontierten 0,014-Zoll-Führungsdraht unter fluoroskopischer Führung zur mittleren linken vorderen absteigenden (LAD) oder distalen linken Zirkumflex-Koronararterie (LCX) vor.

6. Spulenimplantation

  1. Führen Sie den Mikrokatheter unter fluoroskopischer Führung durch den Draht an die gewünschte Stelle, an der das Spulenimplantat eingesetzt werden soll. Im Falle einer LAD-Okklusion platzieren Sie die Spule distal in den ersten diagonalen Zweig und bei LCX platzieren Sie die Spule distal in den ersten Randzweig.
    HINWEIS: Proximale Annäherungen (vor den ersten diagonalen oder ersten marginalen Zweigen) haben sehr niedrige Überlebensraten.
  2. Entfernen Sie den Draht und wählen Sie die Spule aus.
    HINWEIS: Es ist wichtig, die optimale Spulengröße und -länge auszuwählen. Eine kleine oder kurze Spule kann sich nicht gut im Gefäßlumen positionieren und hat ein sehr hohes Risiko einer distalen Migration aufgrund von Kontrastinjektionen oder spontanen, was zu einer kleineren Infarktgröße führt. Eine große oder lange Spule kann proximal zum Gefäß vorfallen und einen größeren Infarkt als gewünscht erzeugen. Die Wahl der richtigen Spule ist besonders wichtig, wenn nicht nachweisbare Spulen verwendet werden, da diese nicht entfernt werden können. Die optimale Größe ist 1-2 mm größer als das Lumen des zu embolisierenden Gefäßes, und die Länge zwischen 20-60 mm ist normalerweise für 30-40-kg-Schweine ausreichend.
  3. Geben Sie die Spule über einen Mikrokatheter ab und injizieren Sie langsam 5 ml jodiertes Kontrastmittel unter Durchleuchtung, um die korrekte Position der Spule zu visualisieren.
  4. Entfernen Sie den Mikrokatheter im Inneren des Führungskatheters und legen Sie die Führung in einen Seitenzweig, um Kontrollinjektionen durchzuführen und den Zugang zur Arterie sicherzustellen, falls eine zweite Spule implantiert werden muss.
  5. Warten Sie, bis die Spule thrombosiert und die Arterie verschlossen hat.
    HINWEIS: Wenn die Arterie verschlossen ist, können Veränderungen im Elektrokardiogramm beobachtet werden. Eine weitere Möglichkeit, den vollständigen arteriellen Verschluss zu überprüfen, besteht darin, alle 10 Minuten langsame Injektionen von jodiertem Kontrast durchzuführen (Abbildung 1B, D). Wenn die Arterie nicht innerhalb von 20-30 Minuten verstopft, kann ein anderes Spulenimplantat erforderlich sein.

7. Ende des Verfahrens

  1. Sobald die Arterie verschlossen ist, verabreichen Sie eine kontinuierliche IV-Infusion von Lidocain (50-100 μg / kg / min) für mindestens 1 h, um arrhythmische Episoden zu verhindern.
  2. Führen Sie ein Angiogramm durch, um sicherzustellen, dass kein distaler Fluss zur Okklusion vorhanden ist.
  3. Entfernen Sie den Draht, den Mikrokatheter und den Führungskatheter.
  4. Entfernen Sie den Mantel und führen Sie eine manuelle Kompression für 20 Minuten durch.

8. Postoperatives Verfahren und Tierverwertung

  1. Überwachen Sie das Tier, bis es vollständig genesen ist, indem Sie EKG, Rektaltemperatur, Pulsoximetrie und Kapnographie verwenden.
    HINWEIS: Bei ventrikulären Arrhythmien einen Bolus Lidocain (1,5-3,5 mg/kg) verabreichen.
  2. Verabreichen Sie eine IM-Injektion von Tulathromycin (2,5 mg/kg) als prophylaktische postoperative Antibiotikatherapie. Bei der postoperativen Analgesie wird vor dem chirurgischen Eingriff ein transdermales Fentanylpflaster verabreicht (Schritt 2.6).
  3. Schalten Sie das Isofluran aus und halten Sie die mechanische Beatmung aufrecht, bis das Tier spontan zu atmen beginnt.
  4. Wenn das Schwein den Schluckreflex wiedererlangt hat, entfernen Sie den Endotrachealtubus. HINWEIS: Überprüfen Sie, ob das Tier vor und nach der Extubation einen guten SpO2 (mehr als 95%) hat.
  5. Transportieren Sie das Tier in einen einzelnen Käfig. Positionieren Sie das Tier über einer Warmwasserdecke und bedecken Sie es mit einem Wärmetuch, um eine postoperative Unterkühlung zu vermeiden.
    HINWEIS: Geben Sie das Schwein erst dann an die Gesellschaft anderer Tiere zurück, wenn es sich vollständig erholt hat.
  6. Überwachen Sie das Tier, bis es wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um die sternale Liege aufrechtzuerhalten.

9. Postoperative Schmerzbeurteilung und -überwachung

  1. Überwachen Sie während der postoperativen Nachsorge den Allgemeinzustand der Tiere, einschließlich der Atemfrequenz, der Nahrungs- und Wasseraufnahme, der Aktivität und Interaktion mit den anderen Personen, des Aussehens und der Färbung der Haut sowie der Entwicklung der chirurgischen Wunde.
  2. Wenden Sie ein tägliches Überwachungsprotokoll nach den folgenden Bewertungskriterien an: - Gewicht:
    0: Normal
    1: <10% Gewichtsverlust
    2: 10-20% Gewichtsverlust
    3:> 20% Gewichtsverlust

    - Körperzustand:
    0: Gut: nicht prominente Wirbel, Becken- oder Wirbelsäulenknochen
    2: Regelmäßig: Anzeichen einer Wirbelsäulensegmentierung, tastbare Beckenknochen
    3: Abmagerung: extrem ausgeprägtes Skelett, wenig oder kein Fleisch zum Bedecken

    - Verhalten:
    0: Normal: Aktiv und interaktiv in Ihrer Umgebung
    1: Leichter Rückgang der Aktivität und weniger interaktiv
    2: Abnorm: ausgeprägter Rückgang der Aktivität, isoliert
    3: Abnorm: Immobil oder Hyperaktivität, mögliche Selbstverletzung

    - Äußeres Erscheinungsbild:
    0: Normal: Haut / Haare glänzend und Augen hell
    1: Verschwindet Einbalsamierung, Haut/Haare ohne Glanz
    2: Schlechte Haut / Nasensekrete
    3: Schlechte Haut, abnormale oder gebeugte Haltung

    - Verhaltensstörungen:
    0: Keine
    1: Unfähigkeit, sich normal zu bewegen
    2: Nicht in der Lage, Futter / Trinken zu erreichen, isoliert von anderen Tieren
    3: Absicht zu verstecken/in die Ecke, reagiert nicht auf Reize (Sterben)

    - Klinische Anzeichen:
    0: Keine
    1: Unterkühlung, Fieber, leichte Ateminsuffizienz
    2: Infektion der Operationswunde, mäßige Ateminsuffizienz mit schleimhäutigen Blutsekreten
    3: Herzinsuffizienz, schwere Ateminsuffizienz (Zyanose, offener Mund)

    Punktzahl:
    - 1-5: Beaufsichtigen Sie die Tiere einmal täglich.
    - 6-12: Bieten Sie bei Bedarf eine unterstützende Therapie an.
    - Jedes Tier mit einer Punktzahl von 3 in einem der oben genannten Parameter oder mit einer Gesamtpunktzahl >12 wird eingeschläfert.

    HINWEIS: Die Tiere sollten täglich vom Tierpflegepersonal und zweimal wöchentlich vom Forschungs- und Veterinärteam überwacht werden.
  3. Obwohl von dem Eingriff keine Schmerzen und Leiden erwartet werden, wenn ein Tier Anzeichen von Schmerzen zeigt, geben Sie eine analgetische Therapie (Tramadol, oral, 2-4 mg / kg, täglich). Wenn ein Tier nicht auf analgetische Medikamente anspricht und Anzeichen chronischer Schmerzen zeigt (sehr geringe Wahrscheinlichkeit), euthanasieren Sie das Tier mit einer anästhetischen Überdosierung (Natriumthiopental, IV, 200 mg / kg).
  4. Wenn die Operationswunde trotz der verabreichten Antibiotikatherapie Anzeichen einer Infektion (geringe Wahrscheinlichkeit) aufweist, behandeln Sie die Wunde täglich und leiten Sie ein neues Antibiotika-Regime ein (Cefquinomsulfat, IM, 2 mg / kg, täglich).

10. Euthanasie-Methode

  1. Unter vorheriger Sedierung und Anästhesie, wie zuvor beschrieben, eine intravenöse natriumthiopentale Überdosierung (200 mg/kg) verabreichen.
  2. Bestätigen Sie kardiorespiratorischen Stillstand und Tod durch Überwachung der Vitalparameter (Elektrokardiogramm, Blutdruck, Kapnographie).

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Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MI-Überlebensraten und -standort
Siebenundfünfzig Schweine durchliefen eine Koronarspulenimplantation im LCX-Randast (n = 25; 12 Weibchen und 13 Männchen) oder im LAD zwischen dem ersten und dem zweiten diagonalen Ast (n = 32; 16 Weibchen und 16 Männchen) der Koronararterie und wurden 30 Tage lang nachbeobachtet. Die Überlebensrate der Tiere, die einem MI am LCX-Randzweig unterzogen wurden, betrug 80% (n = 20). Drei Schweine starben infolge tödlicher Komplikationen im Zusammenhang mit einem atrioventr...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eine Spule, die in einer Koronararterie eingesetzt wird, bietet ein reproduzierbares und konsistentes präklinisches, nicht reperfundiertes MI-Modell bei Schweinen, mit dem neue kardiovaskuläre therapeutische Strategien entwickelt und getestet werden können.

In unseren Händen betrug die Mortalität bei der Nachuntersuchung 19% im Zusammenhang mit Komplikationen der MI, meist innerhalb der ersten 24 Stunden des Eingriffs. Alle diese Todesfälle stehen im Zusammenhang mit der natürlichen Geschichte...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts zu verraten

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir danken dem Center of Comparative Medicine and Bioimaging of Catalonia (CMCiB) und den Mitarbeitern für ihren Beitrag zur Durchführung von Tiermodellen. Diese Arbeit wurde vom Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), der Sociedad Española de Cardiología und der Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483] unterstützt. Diese Arbeit wurde auch durch die Projekte Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] und CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] im Rahmen des Plan Nacional de I+D+I finanziert und durch die ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER) kofinanziert. Dr. Fadeuilhe wurde durch ein Stipendium der Spanischen Gesellschaft für Kardiologie (Madrid, Spanien) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
6-F JR4 0-71"FührungskatheterMedtronicLA6JR406F JR4 90 cm Führungskatheter
Adrenalin 1 mg/mLB.BraunNational Code (NC). 602486Adrenalin
Atropin 1 mg/mLB.BraunNC. 635649Atropin
BetadineMylan NC. 694109-1Povidon-Jod-Lösung
Bupaq 0,3 mg/mLRichter Pharma AGNC. 578816.6Buprenorphin
Dexdomitor 0,5 mg/mlOrion PharmaNC. 576303.3Dexmedetomidin
DraxxinZoetisNC. 576313.2Tulathromycin
EMERALD FührungsdrahtCordis502-5850,035 Zoll J-Spitze
Draht Externer DefibrillatorDigiCareCS81XVETManueller externer Defibrillator
Fendivia 100 & micro; g/hTakedaNC. 658524.5Fentanyl transdermales Pflaster
Führungsdraht Einführnadel 18 G x 7 cmArgonGWI1802Einführnadel
Heparin 1%ROVINC. 641647.1Heparin
Hi-Torque VersaTurn FAbbott1013317J0,014 Zoll 200 cm Führungsdraht
IsoFloZoetis50019100Isofluran
KetamidorRichter Pharma AG,NC. 580393.7Ketamin
Lidocain 50 mg/mLB.BraunNC. 645572.2Lidocain
MD8000vetMeditech EquipmentMD8000vetMultiparameter-Monitor
MidazolamLaboratorios NormonNC. 624437.1Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7"). Stainless Steel.6F.16MeritPSI-6F-11-0356F Gefäßschleuse
Propovet Multidosis 10 mg/mLZoetisNC. 579742.7Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1ROBoston ScientificM001181370150 cm Länge mit 0,017 Zoll Innendurchmesser Mikrokatheter
RuschelitTeleflex112482Endotrachealtubus mit Ballon (#6,5)
SPUR IIAmbu325 012 000Atemwegsmaskenbeutel Einheit-Beatmung (AMBU)
Vasofix 20 GB.Braun426909820 G Kanüle
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mLGeneral Electrics1177612Jodiertes Kontrastmittel
VortX-18 Diamond 3 mm/3,3 mmBoston ScientificM0013822030Coil
WATO EX-35MindrayWATO EX-35VetAnästhesiegerät

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
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  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
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Erratum

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Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

Schlagwörter

Koronarangiographielinksventrikul res RemodelingKoronararterienverschlussfluoroskopische F hrungTiermodell f r Myokardinfarktkardiale Magnetresonanztomographie

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