Dieses Protokoll beschreibt ein zusammengesetztes Tiermodell mit Exposition gegenüber Feinstaub (PM), das die Myokardischämie mit Atherosklerose verschlimmert.
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Methodenartikel
Verschlimmerung der Myokardischämie bei Feinstaubexposition im Atherosklerose-Tiermodell
* These authors contributed equally
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die durch Luftverschmutzung verursachten Gesundheitsprobleme (insbesondere Feinstaubbelastung) erhalten immer mehr Aufmerksamkeit, insbesondere bei Patienten mit Herz-Kreislauf-Erkrankungen, was komplizierte Erkrankungen verschlimmert und eine schlechte Prognose verursacht. Das einfache Expositionsmodell für Myokardischämie (MI) oder Feinstaub (PM) ist für solche Studien von Krankheiten mit mehreren Ursachen ungeeignet. Hier wurde eine Methode zum Aufbau eines zusammengesetzten Modells beschrieben, das PM-Exposition, Atherosklerose und Myokardischämie kombiniert. ApoE−/− Mäuse wurden 16 Wochen lang mit einer fettreichen Diät gefüttert, um Atherosklerose zu entwickeln, eine tracheale Instillation von PM-Standardsuspension wurde durchgeführt, um die pulmonale Exposition von PM zu simulieren, und die linke vordere absteigende Koronararterie wurde eine Woche nach der letzten Exposition ligiert. Die Trachealinstillation von PM kann eine akute Lungenexposition simulieren und gleichzeitig die Kosten des Experiments erheblich senken. Die klassische linke vordere absteigende Arterienligatur mit nichtinvasiver Trachealintubation und einer neuen Hilfsexpansionsvorrichtung kann die Überlebensrate des Tieres sicherstellen und die Schwierigkeit der Operation reduzieren. Dieses Tiermodell kann die pathologischen Veränderungen des Myokardinfarkts des Patienten, die durch Luftverschmutzung verschlimmert werden, vernünftig simulieren und eine Referenz für die Konstruktion von Tiermodellen im Zusammenhang mit Studien mit Krankheiten mit mehreren Ursachen liefern.
Einleitung
Luftverschmutzung wurde mit einer hohen Gesamtmortalität in Verbindung gebracht und trug zu einer signifikanten Krankheitslast bei, die mehr war als die Summe aus Wasserverschmutzung, Bodenverschmutzung und beruflicher Exposition1. Ein Bericht der WHO ergab, dass die Luftverschmutzung im Freien im Jahr 2016 weltweit 4,2 Millionen vorzeitige Todesfälle in Städten und ländlichen Gebieten verursachte2. 91% der Menschen weltweit leben an Orten, an denen die Luftqualität die WHO-Richtwerteüberschreitet 2. Darüber hinaus gilt der Feinstaub (PM) (≤2,5 μm Durchmesser, PM2,5) als die bedeutendste Bedrohung der Luftverschmutzung für die globale öffentliche Gesundheit3, insbesondere für die Menschen, die in Städten von Ländern mit niedrigem und mittlerem Einkommen leben.
Die negativen Auswirkungen der Luftverschmutzung auf Herz-Kreislauf-Erkrankungen verdienen mehr Aufmerksamkeit. Frühere Studien haben gezeigt, dass Feinstaub zu einem erhöhten Risiko für Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVDs) führt)4. Die Exposition gegenüber hohen Konzentrationen ultrafeiner Partikel über mehrere Stunden kann zu einer erhöhten Myokardinfarktmortalität führen. Bei Menschen mit einem Myokardinfarkt in der Vorgeschichte kann die Exposition gegenüber ultrafeinen Partikeln das Risiko eines erneuten Auftretens signifikant erhöhen5. Darüber hinaus ist allgemein anerkannt, dass die PM-Exposition das Fortschreiten der Atherosklerose beschleunigt6.
Für die medizinische Forschung ist es entscheidend, ein geeignetes Tiermodell auszuwählen. Einfache Atherosklerose-Tiermodelle7, Myokardischämie-Tiermodelle8 und PM-Expositions-Tiermodelle9 existieren bereits. ApoE−/− (Apolipoprotein E knocked out) Maus ist ein traditionelles Mausmodell, das in Atherosklerose-Studien verwendet wird. Die Fähigkeit, Plasma-Lipoproteine in ApoE−/−-Mäusen zu entfernen, ist stark beeinträchtigt. Die fettreiche Fütterung würde eine schwere Atherosklerose verursachen, ähnlich der Ernährungsabhängigkeit von atherosklerotischen Herzerkrankungen, die beim Menschen beobachtet werden7. Die Ligatur der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) ist eine klassische Methode zur Induktion des ischämischen Ereignisses 8,10. Die Trachealinfusion wurde in vielen Forschungen verwendet und unterscheidet sich von den Expositionsmodellen11,12 durch ihre bessere Simulation und niedrigere Kosten.
Tiermodelle einzelner Krankheiten haben jedoch erhebliche Einschränkungen in der wissenschaftlichen Forschung. Die allein durch die LAD-Ligatur induzierte Myokardischämie wird in der realen Situation nicht simuliert. Im natürlichen Zustand wird Myokardischämie in der Regel durch Plaqueruptur und blockierte Koronararterien verursacht13. Patienten mit ischämischer Kardiomyopathie haben in der Regel atherosklerotische Grundläsionen13. Es gibt auch einen abnormalen Fettstoffwechsel und entzündliche Reaktionen im Körper14. Daher hat Ischämie, die durch physikalische Faktoren oder unter natürlichen Bedingungen verursacht wird, unterschiedliche pathologische Manifestationen. Bestehende Studien haben gezeigt, dass der Infarkt und die Entzündung in Myokardischämiemodellen mit Atherosklerose schwerer sind15,16. Die PM-Exposition kann Atherosklerose und Myokardischämie weiter verschlimmern, indem sie Entzündungen und oxidativen Stress induziert1. Im natürlichen Zustand koexistieren normalerweise drei Faktoren, so dass die tatsächliche Situation mit einem zusammengesetzten Modell besser simuliert werden könnte.
Dieses Protokoll beschreibt die Entwicklung eines Tiermodells für Myokardischämie (MI), das Atherosklerose (AS) und akute PM-Exposition kombiniert. ApoE−/− Mäuse wurden mit einer fettreichen Diät gefüttert, um Atherosklerose zu induzieren. Die pulmonale Exposition von PM wurde durch Tropfen von PM-Suspension durch die Luftröhre imitiert. Die Ligation des LAD bei Mäusen wurde verwendet, um eine Myokardischämie zu induzieren. Diese Methoden wurden kombiniert und optimiert, um den Krankheitszustand besser zu simulieren und die Überlebensrate von Tieren zu verbessern. Es ist keine große Belichtungseinheit oder Gasanästhesiemaschine erforderlich, wodurch das Experiment einfach durchzuführen ist. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Auswirkungen der PM-Exposition bei der Luftverschmutzung auf Atherosklerose und ischämische Kardiomyopathie zu untersuchen und an neuen Medikamenten zu forschen, die zur Behandlung von Krankheiten mit solch komplexen Faktoren entwickelt wurden.
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Protokoll
Alle hier beschriebenen Tieraktivitäten wurden von der Tierethikkommission des Instituts für chinesische Materia Medica, China Academy of Chinese Medical Sciences, genehmigt. Männliche ApoE−/− Mäuse (C57BL/6 Hintergrund) im Alter von 6-8 Wochen wurden für die Studie verwendet.
1. Versuchsvorbereitung
- Tribromethanol-Anästhetika (15 mg / ml) vorbereiten: 0,75 g Tribromethanol in 1 ml tert-Amylalkohol lösen (siehe Materialtabelle). Nach vollständiger Auflösung mit steriler Kochsalzlösung auf 50 ml verdünnen. Lagern Sie die Lösung bei 4 °C in einem sterilen Behälter und vermeiden Sie Lichteinwirkung.
HINWEIS: In diesem Protokoll wurde Tribromethanol aufgrund der optimalen Anästhesieerholungszeit und Überlebensrate von Tieren verwendet. Befolgen Sie die Empfehlungen der örtlichen Tierethikkommission bei der Auswahl des Anästhesieschemas. - PM-Suspension vorbereiten: 5 mg DPM (Dieselpartikel, siehe Materialtabelle) in 10-ml-Zentrifugenröhrchen messen. Fügen Sie 5 ml normale Kochsalzlösung hinzu und drehen Sie die Tube auf den Kopf, um gut zu mischen. Verwenden Sie Paraffinfolie, um die Röhre zu versiegeln, und legen Sie sie dann für 2-3 h (40KHz, 80w) in Ultraschallreiniger zum Ultraschallbrechen.
HINWEIS: Die Suspension sollte homogen und frei von Partikelagglomeraten sein. Vor der Anwendung gut schütteln.
2. Induktion von Atherosklerose bei Mäusen
- Füttern Sie die Mäuse 12 Wochen lang mit einer fettreichen Diät (Eigelbpulver 10%, Schmalz 10%, Sterol 1%, Erhaltungsfutter 79%, siehe Materialtabelle).
- Um das Fortschreiten der Atherosklerose abzuschätzen, wählen Sie 2-3 Mäuse zufällig aus und prüfen Sie, ob eine Plaque im Aortenbogen durch Ultraschallbildgebung oder direkte anatomische Beobachtung vorliegt17.
HINWEIS: Für die anatomische Beobachtung wurden die Tiere stichprobenartig ausgewählt und nach der Narkose eingeschläfert. Dann wurde ihre Brusthöhle geöffnet und Blutgefäße wurden direkt visualisiert. Die anatomische Beobachtung ist in der Regel zuverlässiger, da die Ultraschallbildgebung möglicherweise nicht alle Plaques erkennt. - Sobald sich Atherosklerose gebildet hat, bereiten Sie die Mäuse auf den nächsten Schritt vor.
3. Orotracheale Intubation und akute Feinstaubexposition
HINWEIS: PM wird einmal pro Woche für 4 Wochen nach 12 Wochen fettreicher Fütterung exponiert und kontinuierlich fettreich ernährt.
- Bereiten Sie eine Sezierplatte (siehe Materialtabelle) mit einem Gummiband vor, das 1,5 cm von der Oberkante entfernt ist. Befestigen Sie die Präparierplatte in einem Winkel von 60° von der Tischebene.
- Anästhesieren Sie die Maus mit Tribromethanol-Anästhetikum durch intraperitoneale Injektion (0,1 ml pro 10 g Körpergewicht). Drehen Sie nach 2-3 Minuten die Maus um, um zu überprüfen, ob ein aufrichtender Reflex vorliegt. Führen Sie eine Zehenkneifung durch, um die Sedierung zu bestätigen. Lassen Sie steriles Gleitmittel auf die Augen fallen.
- Desinfizieren Sie die Präparierplatte mit Alkoholtüchern.
- Legen Sie die betäubte Maus in Rückenlage auf das Brett und haken Sie die oberen Schneidezähne am Gummiband ein.
- Verwenden Sie einen kleinen LED-Strahler (siehe Materialtabelle) mit einem flexiblen Rohr. Fokussieren Sie das Licht auf die Luftröhre, die sich etwa in der Mitte der Achsellinie befindet.
- Geben Sie einen kleinen sterilen Wattestäbchen in den Mund der Maus und rollen Sie dann den Tupfer, um die Zunge herauszustrecken.
- Halten Sie die Zunge und ziehen Sie sie vorsichtig nach oben, um Mundhöhle, Rachen und Luftröhre in die gleiche Längsrichtung zu bringen. Die Glottis, die der Eingang der Luftröhre ist, wird als heller Fleck gezeigt, der sich mit jedem Atemzug öffnet und schließt.
- Halten Sie die Zunge sanft. Führen Sie die Kanüle (22 G) in die Luftröhre der Maus ein, indem Sie auf die Stimmritze zielen und den Nadelkern herausziehen, nachdem die Kanüle in die Luftröhre eingeführt wurde.
- Verwenden Sie eine Pipettenpistole mit einer kleinen Menge normaler Kochsalzlösung, um zu testen, ob sich das Röhrchen richtig im Weasand befindet. Wenn sich der Schlauch an der richtigen Position befindet, hüpft die Flüssigkeitssäule in der Pipettenpistole mit jedem Atemzug.
- Geben Sie 50 μl DPM-Suspension (vorbereitet in Schritt 1.2) mit einer Pipettenpistole in das Röhrchen. Die Suspension wird beim Atmen auf natürliche Weise in die Lungen der Maus eingeatmet.
HINWEIS: Um eine reibungslose Atmung zu gewährleisten, ist es besser, der Maus zweimal die DPM-Suspension (25 μL für einmal) im Abstand von 10 s zu geben. - Entfernen Sie die Haustier-Verweilnadel nach der PM-Exposition. Warten Sie, bis die Maus auf den Heizkissen verbleibt, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt hat (10-20 min) und setzen Sie sie dann wieder in den Heimkäfig.
4. Koronararterienligatur
HINWEIS: Die Modellierung der Myokardischämie (Koronararterienligatur) wird in der 16. Woche durchgeführt.
- Bereiten Sie chirurgische Instrumente vor. Bewahren Sie nach dem Autoklavieren alle chirurgischen Instrumente in einer versiegelten Instrumentenbox auf. Weichen Sie sie 20-30 Minuten vor der Operation in 75% Alkohol ein.
- Konstruieren Sie die Operationsplattform. Um die richtige Plattformneigung zu erreichen, verwenden Sie eine Zellkulturschalenabdeckung (150 mm x 25 mm). Falten Sie 0-0 Seide (10-15 cm Länge) in zwei Hälften und befestigen Sie die Enden des Fadens mit Klebeband an der Oberseite der geneigten Plattform, um eine Aufhängeschlaufe zu erstellen.
- Betäuben Sie die Mäuse gemäß dem in Schritt 3.2 beschriebenen Verfahren.
HINWEIS: Zwischen jeder Tribromethanol-Verabreichung muss ein Abstand von 1 Woche eingehalten werden. - Desinfizieren Sie die Plattform mit Alkoholtüchern.
- Setzen Sie die Maus in Rückenlage auf die Intubationsplattform und haken Sie die oberen Schneidezähne an der in Schritt 4.2 beschriebenen Aufhängeschlaufe ein. Kleben Sie den Schwanz, die Gliedmaßen und die Schnurrhaare ab.
- Entfernen Sie die Haare der linken Brust und einen Teil der angrenzenden rechten Brust vor der Operation mit einer Haarentfernungscreme.
- Führen Sie eine orotracheale Intubation bei Mäusen gemäß dem in den Schritten 3.4-3.8 beschriebenen Verfahren durch.
- Verbinden Sie die Haustier-Verweilnadel mit einem Tierbeatmungsgerät (siehe Materialtabelle). Einstellung des Beatmungsgeräts: Atemfrequenz - 120 mal / min; Verhältnis Inhalation/Atmung - 1:1,1; Tidalvolumen - 1,7 ml.
- Wischen Sie die Haut zur Desinfektion mit Jodophor und Alkohol ab.
- Entblöße das Herz. Machen Sie eine Haut für 0, 5-1 cm mit einer Augenschere und stützen Sie die Muskeln (Brustmuskel superficialis und Serratus anterior), um die Rippen freizulegen. Klemmen Sie die Rippe mit einer Augenpinzette (mit Haken) und machen Sie dann einen kleinen Schnitt am dritten Interkostalraum (siehe Materialtabelle). Machen Sie ein Operationsfenster mit hausgemachten Werkzeugen zum Öffnen der Brust.
HINWEIS: Der Hautschnitt befindet sich an etwa einem Drittel des Xiphoid-Prozesses und der Achsellinie. - Reißen Sie die Perikardmembranen. Dann ist es möglich, LAD zu ligieren, indem Sie die Schritte 4.11-4.14 ausführen.
HINWEIS: Wenn die Lungenlappen die Sicht blockieren, schieben Sie sie mit einem kleinen sterilen Wattestäbchen hinter das Herz. - Suchen Sie zunächst den LAD.
- Halten Sie die sterile 6-0-Seidennaht mit einer Nadel mit einer mikrovaskulären hämostatischen Pinzette (siehe Materialtabelle). Führen Sie die Seide durch ein 2 mm breites Myokard in dem Bereich, in dem sich die Koronararterie befindet.
HINWEIS: Versuchen Sie nicht, nur das LAD zu ligieren, da dies zu schweren intraoperativen Blutungen führen kann. - Legen Sie ein kurzes Stück sterile 5-0-Seide zwischen die Ligatur und das Myokardgewebe, um einen Gewebebruch zu verhindern.
- Binden Sie den LAD und das kleine Bündel des Myokards fest um ihn herum. Die Ligatur gilt als erfolgreich, wenn die Vorderwand des linken Ventrikels (LV) blass wird; Die Erhöhung des ST-Segments kann gleichzeitig beobachtet werden, wenn ein Elektrokardiogrammgerät angeschlossen ist.
- Drücken Sie die Luft vorsichtig aus der Brust. Nähen Sie Interkostalmuskeln und Haut nacheinander mit steriler 5-0-Seide.
HINWEIS: Um die Luft aus der Brust zu pressen, schließen Sie die Brust im Moment der Lungendehnung und verwenden Sie den Zeige- und Mittelfinger, um den Brustkorb in der Mitte sanft zu drücken und die Luft über den letzten Stich hinaus entweichen zu lassen. Spritzen können auch verwendet werden, um Thoraxgas zu extrahieren.
HINWEIS: Eine einfache unterbrochene Naht wird empfohlen, da die Mäuse die Seide nagen, wenn sie wach sind.
5. Wiederherstellung
- Reinigen Sie alle Blutflecken nach der Operation, sonst würde die Maus von anderen angegriffen werden.
- Legen Sie die Maus auf ein Heizkissen in einer seitlichen Liegeposition. Überwachen Sie die Anzeichen der Maus kontinuierlich für 5-20 Minuten, bis sie sich von der Narkose erholen. Die Überwachungszeit hängt vom Zustand des Körpers ab.
HINWEIS: Mäuse atmen leichter in der seitlichen Liegeposition. - Sobald der Aufrichtreflex wiederhergestellt ist, bringen Sie die Mäuse in saubere Erholungskäfige auf einem Heizkissen mit Futter- und Wasserflasche. Fahren Sie mit der Überwachung für 15-30 Minuten fort, um das Überleben der Maus zu gewährleisten. Halten Sie die Maus von anderen fern, bevor sie sich völlig autonom bewegen kann.
- Um eine Wundinfektion zu verhindern, injizieren Sie Penicillin-Natrium intramuskulär entsprechend der gewünschten Dosis (1,00,000-1,50,000 U / kg). Weitere Informationen entnehmen Sie bitte der Arzneimittelkennzeichnung für die Dosisumrechnung.
- Setzen Sie die Maus wieder in den Heimkäfig ein. Überwachen Sie die nächsten 24 Stunden vor der Probenentnahme. Verabreichen Sie Analgetika für Langzeitexperimente.
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Ergebnisse
Die Mäuse wurden 24 h nach der Koronararterienligatur eingeschläfert, und das Blut wurde nach der Anästhesie gesammelt. Die Mäuse wurden durch Tribromethanol (gemäß Schritt 3.2) betäubt und die Blutprobe wurde aus dem retroorbitalen Sinus entnommen. Das Herz wurde entnommen und der Grad der Ischämie wurde durch 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung untersucht (Abbildung 1). Normales Gewebe wird rot, wenn die TTC mit Succinat-Dehydrogenase reagiert, während das isch...
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Diskussion
Die Erstellung eines zusammengesetzten Tiermodells unterscheidet sich geringfügig vom Modell mit einer einzelnen MI. Die Aufrechterhaltung einer hohen Überlebensrate ist eine Herausforderung bei der Entwicklung des Verbundmodells. Der Schweregrad der Atherosklerose bei ApoE−/− -Mäusen wird mit der Verlängerung der fettreichen Fütterungszeitschwerer 7, und die Schwäche von Mäusen führt zu einer erhöhten Mortalität. Daher ist es notwendig, den Zustand der Mäuse während des Experiments kon...
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Offenlegungen
Die Autoren haben keine konkurrierenden finanziellen Interessen zu erklären.
Danksagungen
Dieses Modell wurde mit Unterstützung der National Natural Science Foundation of China (Nr. 81673640, 81841001 und 81803814) und des Major National Science and Technology Program of China for Innovative Drug (2017ZX09301012002 und 2017ZX09101002001-001-3) entwickelt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 2,2,2-Tribromethanol | Sigma-Aldrich | T48402 | |
| Desinfektionsmittel mit 75 % Alkohol Beatmungsgerät | |||
| für Tiere | Shanghai Alcott Biotech | ALC-V8S | |
| Wattestäbchen Sterile | |||
| Wattestäbchen für Babys | Steril mit einem Durchmesser von ca. 3 mm | ||
| Kulturschale | Corning | 430597 | 150 mm x 25 mm |
| Dieselpartikel | National Institute of Standards Technology | 1650b | |
| Sezierbrett | ca. 25 x 17 cm. Das Präparierbrett kann durch ein Holzbrett der gleichen Größe ersetzt werden | ||
| Fettreiche Diät für Mäuse | Rezept: Eigelbpulver 10%, Schmalz 10%, Sterol 1%, Erhaltungsfutter 79% | ||
| Iodophor Desinfektionsmittel | |||
| LED-Strahler | 5 V, 3 W, mit Schläuchen und Klemmen | ||
| Medizinisches Seidengarnknäuel | Shanghai Medical Suture Needle Factory Co., Ltd. | - | 0-0 |
| Medizinisches Klebeband | 3M | 1527C-0 | |
| Mikrovaskuläre hämostatische Pinzette | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabrik für chirurgische Instrumente | W40350 | |
| Nadelhalter | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabrik für chirurgische Instrumente JC32010 | ||
| normale Kochsalzlösung | |||
| Ophthalmologische Schere | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Chirurgische Instrumente Fabrik | Y00040 | |
| Ophthalmische Pinzette, 10cm, gebogen, mit Haken | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Chirurgische Instrumente Fabrik | JD1080 | |
| Ophthalmische Pinzette, 10cm, gebogen, mit Zähnen | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Chirurgische Instrumente Fabrik | JD1060 | |
| Pipettenspitzen | Axygen | T-200-Y-R-S | 0-200 μ L |
| Pipette | eppendorf | 3121000074 | 100 uL |
| Sicherheitsnadel | Ca. 4,5 cm lang, zur Herstellung von Brustöffnungswerkzeugen | ||
| für Kleintiere IV Kanülen | Baayen Gesundheitswesen Suzhou | BAAN-322025 | IV Katheter 22FG x 25 MM |
| Nahtnadel mit Faden | Shanghai Medical Nahtnadel Factory Co., Ltd. | - | 6-0, Nylonlinie |
| Nahtnadel mit Faden | JinHuan Medical | F503 | 5-0 |
| Spritze | 1 mL | ||
| Tert-Amylalkohol | |||
| Zoom-Stereomikroskop | Mshot | MZ62 |
Referenzen
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