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Methodenartikel

Abgabe von exogenen künstlich synthetisierten miRNA-Nachahmungen an die Niere unter Verwendung von Polyethylenimin-Nanopartikeln in verschiedenen Mausmodellen für Nierenerkrankungen

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DOI:

10.3791/63302

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10. Mai 2022

 ,  ,  ,  , 
1Division of Nephrology, First Department of Integrated Medicine, Saitama Medical Center, Jichi Medical University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Arbeit bringen wir exogene künstlich synthetisierte miRNA-Nachahmungen in die Niere durch Schwanzveneninjektion eines nicht-viralen Vektors und Polyethylenimin-Nanopartikel in verschiedenen Mausmodellen für Nierenerkrankungen. Dies führte zu einer signifikanten Überexpression der Ziel-miRNA in der Niere, was in mehreren Mausmodellen zu einer Hemmung des Fortschreitens der Nierenerkrankung führte.

Zusammenfassung

microRNAs (miRNAs), kleine nicht-kodierende RNAs (21-25 Basen), die nicht in Proteine übersetzt werden, hemmen viele Target Messenger-RNAs (mRNAs), indem sie ihre Translation bei verschiedenen Nierenerkrankungen destabilisieren und hemmen. Daher ist die Abwechslung der miRNA-Expression durch exogene, künstlich synthetisierte miRNA-Nachahmer eine potenziell nützliche Behandlungsoption, um die Entwicklung vieler Nierenerkrankungen zu hemmen. Da die Serum-RNAase jedoch systematisch verabreichte exogene miRNA-Nachahmer in vivo sofort abbaut, bleibt die Abgabe von miRNA an die Niere eine Herausforderung. Daher sind Vektoren notwendig, die exogene miRNA-Nachahmer vor dem Abbau durch RNAase schützen und sie signifikant an die Niere abgeben können. In vielen Studien wurden virale Vektoren verwendet, um exogene miRNA-Nachahmungen oder -Inhibitoren an die Niere abzugeben. Virale Vektoren können jedoch eine Interferonantwort und/oder genetische Instabilität hervorrufen. Daher ist die Entwicklung viraler Vektoren auch eine Hürde für den klinischen Einsatz exogener miRNA-Mimics oder -Inhibitoren. Um diese Bedenken hinsichtlich viraler Vektoren auszuräumen, haben wir eine nicht-virale Vektormethode entwickelt, um miRNA-Nachahmungen durch Schwanzveneninjektion von Polyethylenimin-Nanopartikeln (PEI-NPs) in die Niere zu bringen, was zu einer signifikanten Überexpression von Ziel-miRNAs in mehreren Mausmodellen für Nierenerkrankungen führte.

Einleitung

miRNAs, kleine nicht-kodierende RNAs (21-25 Basen), die nicht in Proteine übersetzt werden, hemmen viele Zielboten-RNAs (mRNAs), indem sie sie destabilisieren und ihre Translation bei verschiedenen Nierenerkrankungen hemmen 1,2. Daher ist die Gentherapie mit exogenen, künstlich synthetisierten miRNA-Nachahmungen oder -Inhibitoren eine potenzielle neue Option, um die Entwicklung vieler Nierenerkrankungen zu hemmen 3,4,5.

Trotz des Versprechens von miRNA-Nachahmungen oder -Inhibitoren für die Gentherapie bleibt die Verabreichung an Zielorgane eine große Hürde für In-vivo-Experimente, um ihr klinisches Potenzial zu entwickeln. Da künstlich synthetisierte miRNA-Nachahmer oder -Inhibitoren einem sofortigen Abbau durch die Serum-RNase unterliegen, verkürzt sich ihre Halbwertszeit bei systemischer Verabreichung in vivo6. Darüber hinaus ist die Effizienz von miRNA-Nachahmungen oder -Inhibitoren, die Plasmamembran zu durchdringen und Zytoplasma zu transfizieren, ohne geeignete Vektoren im Allgemeinen viel geringer zu sein 7,8. Diese Evidenzlinien deuten darauf hin, dass die Entwicklung des miRNA-Nachahmungs- oder Inhibitor-Verabreichungssystems für die Niere erforderlich ist, um ihren Einsatz im klinischen Umfeld zu ermöglichen und sie zu einer neuen Behandlungsoption für Patienten mit verschiedenen Nierenerkrankungen zu machen.

Virale Vektoren wurden als Träger verwendet, um exogene miRNA-Nachahmungen oder -Inhibitoren an die Niere zu liefern 9,10. Obwohl sie im Hinblick auf biologische Sicherheit und Transfektionswirksamkeit entwickelt wurden, können virale Vektoren dennoch eine Interferonantwort und/oder genetische Instabilität verursachen11,12. Um diese Bedenken auszuräumen, haben wir ein miRNA-Nachahmungssystem für die Niere entwickelt, bei dem Polyethylenimin-Nanopartikel (PEI-NPs), ein nichtviraler Vektor, in mehreren Mausmodellen für Nierenerkrankungen verwendetwerden 13,14,15.

PEI-NPs sind lineare polymerbasierte NPs, die Oligonukleotide, einschließlich miRNA-Nachahmungen, effektiv an die Niere abgeben können und aufgrund ihrer langfristigen Sicherheit und Biokompatibilität als bevorzugt für die Herstellung nichtviraler Vektoren angesehen werden13,16,17.

Diese Studie demonstriert die Effekte einer systematischen exogenen miRNA-Nachahmung der Verabreichung mit PEI-NPs durch Schwanzveneninjektion in Nierenfibrose-Modellmäusen, die durch einseitige Harnleiterobstruktion (UUO) erzeugt wurden. Darüber hinaus zeigen wir die Effekte der systematischen exogenen miRNA-Mimikabgabe mit PEI-NPs mittels Schwanzveneninjektion in Modellmäusen für diabetische Nierenerkrankungen (db/db-Mäuse: C57BLKS/J Iar -+Lepr db/+Leprdb) und Modellmäusen mit akutem Nierenversagen, die durch renale Ischämie-Reperfusionsverletzung (IRI) hervorgerufen wurden.

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Protokoll

Alle Tierversuchsprotokolle wurden von der Tierethikkommission der Medizinischen Universität Jichi genehmigt und in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Verwendung und Pflege von Versuchstieren aus dem Leitfaden für Labortiere der Medizinischen Universität Jichi durchgeführt. In dieser Arbeit konnten wir zeigen, dass miRNA die Abgabe an die Niere nachahmt, was zu einer Überexpression mit UUO-Mäusen führt. Diese Studie wurde von der Ethikkommission der Jichi Medical University genehmigt [Zulassung Nr. 19-12 für Nierenfibrose, 17-024 für akute Niereninfektion (AKI) und 19-11 für diabetische Nephropathie].

1. Herstellung des PEI-NPs-miRNA-Mimic-Komplexes

HINWEIS: Hier wird die Herstellung von PEI-NPs-miRNA-mimic13,14,15 und PEI-NPs-control-miRNA (als Negativkontrolle) für eine Maus beschrieben.

  1. Bereiten Sie die folgenden Elemente vor:
    1. Bereiten Sie 10 μl lineare PEI-NPs vor.
    2. Präparation von 50 μl künstlich synthetisierter miRNAs, gelöst in nukleasefreiem Wasser in einer Konzentration von 100 μM (5 nmol miRNA gelöst in 50 μl nukleasefreiem Wasser).
    3. Präparation von 50 μl künstlich synthetisierter Kontroll-miRNAs (Nicht-Ziel-miRNAs), gelöst in nukleasefreiem Wasser in einer Konzentration von 100 μM (5 nmol miRNA gelöst in 50 μl nukleasefreiem Wasser).
    4. Bereiten Sie 5%ige und 10%ige Glukoselösungen vor. Stellen Sie die Verfügbarkeit von 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und einem Wirbelmischer sicher.
  2. Lösen Sie 10 μl PEI-NPs in 90 μl 5%iger Glukoselösung in einem 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Wirbeln Sie dann das Rohr vorsichtig und drehen Sie es nach unten.
  3. Mischen Sie 50 μl künstlich synthetisierte miRNAs (5 nmol), gelöst in nukleasefreiem Wasser (100 μM Konzentration) mit 50 μM 10%iger Glukoselösung in 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen. Wirbeln Sie dann das Rohr vorsichtig und drehen Sie es nach unten. Bei diesem Prozess wird miRNA in 5%iger Glukoselösung gelöst.
  4. Mischen Sie 100 μl PEI-NPs in 5%iger Glukoselösung und 100 μl miRNA-Mimic (5 nmol) in 5%iger Glukoselösung. Wirbeln Sie dann das Rohr vorsichtig und drehen Sie es nach unten.
  5. Inkubieren Sie das Gemisch für 15 min bei Raumtemperatur (RT), um einen stabilen Komplex aus PEI-NPs-miRNA-Mimic herzustellen. Diese Lösung enthält PEI-NPs und miRNA-Nachahmung (5 nmol) in einem Verhältnis von Stickstoff (N) im Polymer zu Phosphat (P) in Nukleinsäuren (N/P-Verhältnis) = 6 (Abbildung 1).
    HINWEIS: Der PEI-NPs-Kontroll-miRNA-Komplex kann mit dem gleichen Verfahren hergestellt werden, das in den Schritten 1.1-1.5 für alle in diesem Manuskript beschriebenen Mäusemodelle für Nierenerkrankungen beschrieben ist (UUO, diabetische Nephropathie und AKI). Ein Injektionsvolumen von PEI-NP-miRNAs-mimic entspricht 5 nmol miRNAs-mimic konjugiert mit PEI-NPs bei einem N/P-Verhältnis = 6. Die Injektionsdauer und -häufigkeit jedes PEI-NP-miRNAs-Mimiks hängt vom Krankheitsmodell ab, in dem es angewendet wird.

2. Bestätigung der signifikanten Abgabe von miRNA-Mimik an die Niere in UUO-Mäusen durch PEI-NP mittels Schwanzveneninjektion mittels Fluoreszenzmikroskopie

HINWEIS: Hier wird die Verabreichungsmethode der künstlich gereinigten miRNA-Nachahmung in die Niere ausgearbeitet, was auf die Etablierung therapeutischer Methoden für verschiedene Nierenerkrankungen hinweist. Kurz gesagt, UUO-Mäusen wurde Cyanin-3-Carbonsäure (Cy3)-markierte miRNA-Mimik verabreicht, die über die Schwanzvene zu 100 μl PEI-NPs hinzugefügt wurde. Die Abgabe an die Nieren wurde fluoreszenzmikroskopisch bestätigt. PEI-NPs-Cyanin-3-Carbonsäure (Cy3)-markierte miRNA-Mimik (Oligonukleotide) für eine Maus wird beschrieben. Diese Methode kann miRNA-Nachahmung in mehreren Mausmodellen, wie z. B. UUO-Mäusen, Mäusen mit diabetischer Nierenerkrankung und AKI-Mäusen, die durch IRI hergestellt wurden, signifikant an die Niere abgeben. Hier haben wir ein UUO-Mausmodell für die Videodemonstration verwendet. Das Induktionsverfahren von UUO wurde bereits an anderer Stellebeschrieben 13. Befolgen Sie diese Protokolle innerhalb von sechs Tagen nach der UUO-Operation.

  1. Bereiten Sie die folgenden Elemente vor:
    1. Präparation von 2 μl PEI-NPs und 100 μl Cy3-markierten Doppelstrang-Oligonukleotiden [Cy3-markierte miRNA-Nachahmung (1 nmol; 10 μM)].
    2. Bereiten Sie 5%ige und 10%ige Glukoselösungen vor. Stellen Sie die Verfügbarkeit von 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und einem Wirbelmischer sicher.
    3. Verwenden Sie ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen aus Kunststoff mit einem kleinen Loch in der Kappe, um die Schwanzvenen von UUO-Mäusen zu isolieren.
    4. Für die Fluoreszenzmikroskopie bereiten Sie eine optimale Schnitttemperatur (OCT), einen Kryostaten, flüssigen Stickstoff, phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS), 1,0-ml-Spritzen mit einer 27-G-Nadel und silanbeschichtetes Glas vor.
      HINWEIS: Fluorescein-markiertes Lotus-tetragonolobus-Lektin (ein proximaler Tubulusmarker) und 4',6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI) können für die optionale Färbung von proximalen Tubuli und Zellkernen hergestellt werden.
  2. Lösen Sie 2 μl PEI-NPs in 98 μl 10%iger Glukoselösung in einem 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Wirbeln Sie dann das Rohr vorsichtig und drehen Sie es nach unten.
  3. 100 μl Cy3-markierte miRNA-Nachahmung zu 100 μl PEI-NPs in 10%iger Glukoselösung (hergestellt in Schritt 2.2) zugeben. Wirbeln Sie dann das Rohr vorsichtig und drehen Sie es nach unten.
  4. Die Mischung wird für 15 min bei RT inkubiert, um einen stabilen Komplex aus PEI-NPs-Cy3-markierten-miRNA-Mimic herzustellen.
  5. Legen Sie die UUO-Maus ohne Betäubung kopfüber in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen und stecken Sie den Schwanz dann durch das vorbereitete Loch in der Kappe.
  6. Füllen Sie eine 1,0-ml-Spritze mit einer 27-g-Nadel mit 200 μl PEI-NPs-Cy3-miRNA-mimic-Komplex.
  7. Injizieren Sie PEI-NPs-Cy3-miRNA-mimic (200 μL) über die Schwanzvene der Maus mit der 1,0 mL Spritze mit 27 G Nadel.
    Anmerkungen: Wischen Sie die Schwanzvene mit Watte ab, die mit Ethanol (70%-80%) gesättigt ist, um die Schwanzvene zu erweitern und den Injektionsbereich zu desinfizieren.
  8. Eine Stunde nach der Injektion von 200 μl PEI-NPs-Cy3-miRNA-mimic-Komplex wird die Maus mit Isofluran (4%-5%) unter Verwendung eines für Kleintiere geeigneten Anästhetikums anästhesiert. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie ohne Zehenquetschreflex. Halten Sie die Anästhesie mit Isofluran (3%) während der gesamten Operation aufrecht.
  9. Machen Sie als Nächstes mit einer chirurgischen Schere und einer Pinzette einen Schnitt in Haut, Muskeln und Rippen, um das Herz freizulegen. Nachdem Sie einen Schnitt in den rechten Vorhof gemacht haben, injizieren Sie PBS in die linke Herzkammer, um Blut durch den Körper zu ziehen, bis sich die Nierenfarbe in blassgelb ändert (was darauf hinweist, dass der gesamte Mauskörper mit PBS durchblutet ist).
    Anmerkungen: Die kardiale Perfusion wird durchgeführt, um das Blut im ganzen Körper effizient zu entfernen.
  10. Stoppen Sie Isofluran und entfernen Sie die Nieren von den Mäusen und waschen Sie sie mit PBS. Entfernen Sie danach Nierenkapseln aus den Nieren und waschen Sie die Nieren zweimal mit PBS.
  11. Betten Sie die Nierengewebeproben in OCT-Verbindung ein und frieren Sie sie in flüssigem Stickstoff ein.
  12. Verwenden Sie einen Kryostaten, um Schnitte (5 μm dick) vorzubereiten. Montieren Sie die Profile auf silanbeschichtete Glasobjektträger und fixieren Sie sie mit 4% Paraformaldehyd.
    HINWEIS: Nierengewebe kann optional mit Fluorescein-markiertem Lotus-tetragonolobus-Lektin (2 mg/ml) bei RT für 2 h für proximale Tubuli gefärbt werden, gefolgt von DAPI (30 nM in PBS) bei RT für 15 min für Zellkerne.
  13. Waschen Sie die Objektträger vorsichtig zweimal mit PBS.
  14. Visualisieren Sie die Fluoreszenzfärbung durch Fluoreszenzmikroskopie bei 100- und 400-facher Vergrößerung und geeigneter Bildgebungssoftware.

3. Bestätigung von Target-miRNA-Veränderungen nach Abgabe von miRNA-Mimik an die Niere durch PEI-NP mittels Schwanzveneninjektion

  1. Führen Sie eine quantitative Echtzeit-Polymerase-Kettenreaktion (qRT-PCR) durch, um die miRNA-Alternationen des Ziels zu bestätigen.
    HINWEIS: Weitere Informationen zu qRT-PCR18,19,20 finden Sie im zuvor veröffentlichten Artikel. Das qRT-PCR-System, das zur Generierung der unten angegebenen repräsentativen Ergebnisse verwendet wird, wurde vom Hersteller geändert. Die qRT-PCR sollte in Übereinstimmung mit dem neuesten Protokoll des Herstellers durchgeführt werden.

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Ergebnisse

Die unten beschriebenen Ziel-miRNAs für Nierenfibrose, diabetische Nephropathie und akute Niereninsuffizienz wurden auf der Grundlage von Microarray-, qRT-PCR- und/oder Datenbankforschung für gentherapeutische Anwendungen ausgewählt. Weitere Einzelheiten finden Sie in den vorangegangenen Veröffentlichungen13,14,15.

Verabreichung und Wirkung von miRNA-146a-5p-Mimik unter Verwendung von PEI-NPs ...

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Diskussion

Mit Hilfe des in diesem Manuskript vorgestellten Protokolls können PEI-NPs miRNA-Nachahmungen an die Niere abgeben, um eine Überexpression von Ziel-miRNAs zu induzieren, was zu Behandlungseffekten in In-vivo-Mausmodellen verschiedener Nierenerkrankungen führt, darunter Nierenfibrose, diabetische Nierenerkrankung und AKI.

Die Methode zur Herstellung des Komplexes aus PEI-NPs und miRNA-Mimik ist sehr einfach. Die positiv geladene Oberfläche von PEI-NPs fängt die miRNA-Nachahmung ein, we...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde teilweise von JSPS KAKENHI unterstützt (Förderkennzeichen 21K08233). Wir danken Edanz (https://jp.edanz.com/ac) für die Bearbeitung der Entwürfe dieses Manuskripts.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
4',6-Diamidino-2-phenylindol zur Färbung im ZellkernThermo Fisher ScientificD-1306
Puffer RPEQiagen79216Waschpuffer 2
Puffer RWTQiagen1067933Waschpuffer 1
Control-miRNA-mimic (künstlich synthetisierte miRNA)Thermo Fisher ScientificNicht zugeordnet5'-UUCUCCGAACGUGUCACGUTT- 3' (Sinn)
5'-ACGUGACACGUUCGGAGAATT-3′ (Antisinn)
Cy3-markierte Doppelstrang-OligonukleotideTakara Bio Inc.
Fluorescein-markiertes Lotus-Tetragonolobus-LektinVector Laboratories IncFL-1321
In-vivo-jetPEIPolyplus101000021
MicroAmp Optische 96-Well-Reaktionsplatte für qRT-PCRThermo Fisher Scientific431681396-Well-Reaktionsplatte
MicroAmp Optischer KlebefilmThermo Fisher Scientific4311971Klebefolie für 96-Well-Reaktionsplatte
miRNA-146a-5p imimic (künstlich synthetisierte miRNA)Thermo Fisher ScientificNicht zugeordnet5'-UGAGAACUGAAUUCCAUGGGU
UT-3′ (Sinn) 5'-CCCAUGGAAUUCAGUUCAUU -3&Primzahl; (Antisinn)
miRNA-146a-5p PrimerQiagenMS00001638Nicht verfügbar, da Qiagen qRT-PCR-Kits geändert hat (von miScript miRNA PCR System auf miRCURY LNA miRNA PCR System ab Mai 2021)
miRNA-181b-5p mimic (künstlich synthetisierte miRNA)GendesignNicht zugeordnet5'-AACAUUCAUUGCUGUCGGUGG
GUU-3'
miRNA-181b-5p PrimerQiagenMS00006083Nicht verfügbar, da Qiagen qRT-PCR-Kits geändert hat (von miScript miRNA PCR System auf miRCURY LNA miRNA PCR System ab Mai 2021)
miRNA-5100-mimic (künstlich synthetisierte miRNA)GendesignNicht zugewiesen5'-UCGAAUCCCAGCGGUGCCUCU -3′
miRNA-5100-PrimerQiagenMS00042952Nicht verfügbar, da Qiagen die qRT-PCR-Kits geändert hat (von miScript miRNA PCR System auf miRCURY LNA miRNA PCR System ab Mai 2021)
miRNeasy Mini KitQiagen217004Membranverankerte Spin-Säule in einem 2,0-ml-Sammelröhrchen
miScript II RT KitQiagen218161Nicht verfügbar, da Qiagen die qRT-PCR-Kits geändert hat (von miScript miRNA PCR System auf miRCURY LNA miRNA PCR System ab Mai 2021)
miScript SYBR Green PCR KitQiagen218073Nicht verfügbar, da Qiagen die qRT-PCR-Kits geändert hat (von miScript miRNA PCR System auf miRCURY LNA miRNA PCR System ab Mai 2021)
QIA ShredderQiagen79654Biopolymer Spin Säulen in einem 2,0-ml-Sammelröhrchen
QIAzol LysereagenzQiagen79306Phenol/Guanidin-basiertes Lysereagenz
QuantStudio 12K Flex Flex Real-Time PCR SystemThermo Fisher Scientific4472380Real-time PCR
Gerät QuantStudio 12K Flex Software Version 1.2.1.Thermo Fisher Scientific4472380Real-time PCR Gerätesoftware
RNasefreies WasserQiagen129112
RNU6-2 PrimerQiagenMS00033740Nicht verfügbar, da Qiagen qRT-PCR-Kits geändert hat (von miScript miRNA PCR System auf miRCURY LNA miRNA PCR System ab Mai 2021)
Tissue-Tek OCT (Optimal Cutting Temperature Compound)Sakura Finetek Japan Co.,Ltd.Nicht zugeordnet
MIR7900

Referenzen

  1. Mohr, A. M., Mott, J. L. Overview of microRNA biology. Seminars in Liver Disease. 35 (1), 3-11 (2015).
  2. Bushati, N., Cohen, S. M. microRNA functions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 23, 175-205 (2007).
  3. Simpson, K., Wonnacott, A., Fraser, D. J., Bowen, T. microRNAs in diabetic nephropathy: From biomarkers to therapy. Current Diabetes Reports. 16 (3), 35(2016).
  4. Yheskel, M., Patel, V. Therapeutic microRNAs in polycystic kidney disease. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 26 (4), 282-289 (2017).
  5. Lv, W., et al. Therapeutic potential of microRNAs for the treatment of renal fibrosis and CKD. Physiological Genomics. 50 (1), 20-34 (2018).
  6. Dykxhoorn, D. M., Lieberman, J. The silent revolution: RNA interference as basic biology, research tool, and therapeutic. Annual Review of Medicine. 56, 401-423 (2005).
  7. Dykxhoorn, D. M., Palliser, D., Lieberman, J. The silent treatment: siRNAs as small molecule drugs. Gene Therapy. 13 (6), 541-552 (2006).
  8. Stewart, S. A., et al. Lentivirus-delivered stable gene silencing by RNAi in primary cells. RNA. 9 (4), 493-501 (2003).
  9. Deng, M., et al. Klotho gene delivery ameliorates renal hypertrophy and fibrosis in streptozotocin-induced diabetic rats by suppressing the Rho-associated coiled-coil kinase signaling pathway. Molecular Medicine Reports. 12 (1), 45-54 (2015).
  10. Zhou, Y., et al. Suppressor of cytokine signaling (SOCS) 2 attenuates renal lesions in rats with diabetic nephropathy. Acta Histochemica. 116 (5), 981-988 (2014).
  11. Tenenbaum, L., Lehtonen, E., Monahan, P. E. Evaluation of risks related to the use of adeno-associated virus-based vectors. Current Gene Therapy. 3 (6), 545-565 (2003).
  12. Lukashev, A. N., Zamyatnin, A. A. Viral vectors for gene therapy: Current state and clinical perspectives. Biochemistry. Biokhimiia. 81 (7), 700-708 (2016).
  13. Morishita, Y., et al. Delivery of microRNA-146a with polyethylenimine nanoparticles inhibits renal fibrosis in vivo. International Journal of Nanomedicine. 10, 3475-3488 (2015).
  14. Ishii, H., et al. MicroRNA expression profiling in diabetic kidney disease. Translational Research: The Journal of Laboratory and Clinical. 237, 31-52 (2021).
  15. Aomatsu, A., et al. MicroRNA expression profiling in acute kidney injury. Translational Research: The Journal of Laboratory and Clinical. (21), 00283-00288 (2021).
  16. Lungwitz, U., Breunig, M., Blunk, T., Gopferich, A. Polyethylenimine-based non-viral gene delivery systems. European Journal of Pharmceutics and Biopharmaceutics. 60 (2), 247-266 (2005).
  17. Swami, A., et al. A unique and highly efficient nonviral DNA/siRNA delivery system based on PEI-bisepoxide nanoparticles. Biochemical and Biophysical Research Communications. 362 (4), 835-841 (2007).
  18. Kaneko, S., et al. Detection of microRNA expression in the kidneys of immunoglobulin a nephropathic mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (161), e61535(2020).
  19. Yanai, K., et al. Quantitative real-time PCR evaluation of microRNA expressions in mouse kidney with unilateral ureteral obstruction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (162), e61383(2020).
  20. Aomatsu, A., et al. A quantitative detection method for microRNAs in the kidney of an ischemic kidney injury mouse model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (163), e61378(2020).
  21. Kushibiki, T., Nagata-Nakajima, N., Sugai, M., Shimizu, A., Tabata, Y. Enhanced anti-fibrotic activity of plasmid DNA expressing small interference RNA for TGF-beta type II receptor for a mouse model of obstructive nephropathy by cationized gelatin prepared from different amine compounds. Journal of Controlled Release: Official Journal of the Controlled Release Society. 110 (3), 610-617 (2006).
  22. Xia, Z., et al. Suppression of renal tubulointerstitial fibrosis by small interfering RNA targeting heat shock protein 47. American Journal of Nephrology. 28 (1), 34-46 (2008).
  23. Tanaka, T., et al. In vivo gene transfer of hepatocyte growth factor to skeletal muscle prevents changes in rat kidneys after 5/6 nephrectomy. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 2 (9), 828-836 (2002).
  24. Hamar, P., et al. Small interfering RNA targeting Fas protects mice against renal ischemia-reperfusion injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (41), 14883-14888 (2004).
  25. Ma, D., et al. Xenon preconditioning protects against renal ischemic-reperfusion injury via HIF-1alpha activation. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 20 (4), 713-720 (2009).
  26. Wei, S., et al. Short hairpin RNA knockdown of connective tissue growth factor by ultrasound-targeted microbubble destruction improves renal fibrosis. Ultrasound in Medicine and Biology. 42 (12), 2926-2937 (2016).

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