Dieser Artikel beschreibt ein neues Tiermodell, das entwickelt wurde, um die Anatomie und Histologie der Hornhaut und ihre Heilungsprozesse zu untersuchen. Dieses neue Tiermodell verwendet die mongolische Rennmaus, die eine Hornhaut mit vielen Ähnlichkeiten mit der menschlichen Hornhaut hat.
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Methodenartikel
Mongolische Rennmäuse als Tiermodell der Wundheilung
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Hornhaut-Wundheilungsstudien werden seit langem durchgeführt und haben dazu beigetragen, Leiden zu reduzieren und Behandlungen zu entwickeln, die zur Verbesserung der Augengesundheit der Patienten beitragen. In der Vergangenheit wurde die Hornhautheilung bei Nagetieren wie Mäusen und Ratten untersucht, aber diese Modelle ahmen menschliche Störungen möglicherweise nicht vollständig nach. Informationen über andere Nagetiere wie mongolische Rennmäuse (Meriones unguiculatus) sind in der Hornhautforschung jedoch spärlich.
Hier beschreiben wir eine Technik zur Entwicklung eines neuartigen Tiermodells zur Untersuchung der Hornhautheilung nach photorefraktiver Keratektomie. Aufgrund der begrenzten Literatur über die Hornhaut von M. unguiculatus beschreiben wir auch eine histologische Analyse der normalen Hornhaut. Diese Forschungstechniken können auch bei der Untersuchung von Augenkrankheiten eingesetzt werden, da die Hornhäute mongolischer Rennmäuse und Menschen in Bezug auf Genetik, Anatomie und Physiologie ähnlich sind.
Einleitung
Einige der wichtigsten Aspekte der Hornhautwundheilung, die für die Operation des vorderen Segments von zentraler Bedeutung sind, sind die Integrität der Epithelarchitektur, die Aufrechterhaltung der Transparenz des Hornhautstromas und schließlich das Ergebnis in Bezug auf die refraktiven Eigenschaften der Hornhaut1.
Die Hornhaut ist das äußerste klare Gewebe an der Vorderseite des Augapfels und daher anfällig für Traumata, Infektionen und Verbrennungen; Die gestörte Heilung dieser Wunden kann die Sehgesundheit beeinträchtigen2.
Derzeit stehen mehrere Tiermodelle zur Verfügung, um die Hornhautheilung zu untersuchen, und einige von ihnen sind besser als andere, abhängig von der Art und der Art des zu untersuchenden Mechanismus1. Es gibt einige Aufzeichnungen früherer Untersuchungen an der Netzhaut von Rennmäusen2. Bisher gibt es jedoch keine veröffentlichte Literatur über die Narbenbildungsprozesse in der Hornhaut dieser Nagetiere.
Hier stellen wir Meriones unguiculatus (mongolische Rennmaus) als Tiermodell der Wundheilung in der Hornhaut vor. Es werden Verfahren zur Herbeiführung der Hornhautheilung nach photorefraktiver Keratektomie beschrieben, die es uns ermöglichen, die verschiedenen Arten von Hornhautvernarbungsprozessen zu untersuchen, die Wundheilung in Bezug auf die dynamischen Phasen des lebenden Gewebes zu verstehen und schließlich geeignete zukünftige Behandlungen zu planen3. Die phototherapeutische Keratektomie ist eine hochreproduzierbare Technik mit der Möglichkeit, Parameter wie Tiefe und Durchmesser der Hornhautverletzung präzise zu steuern4. Darüber hinaus erfordert diese Technik keine Verfahren mit chirurgischen Instrumenten oder chemischen Lösungen (z. B. Kochsalzlösung, Formalin, Alkohol usw.), die Variablen hinzufügen können, die für die Instrumente oder den Bediener, der das Verfahren durchführt, spezifisch sind5.
Drei 6 Monate alte männliche Rennmäuse ähnlicher Größe und Gewicht (ca. 90 g) wurden für das in diesem Artikel vorgestellte Experiment verwendet. Die Eingriffe wurden nur in den rechten Augen durchgeführt. Eine Rennmaus (als Germaus 1 oder Kontrolle bezeichnet) wurde keiner phototherapeutischen Keratektomie unterzogen und wurde enukleiert, um alle normalen Augenstrukturen zu bewerten. Die phototherapeutische Keratektomie beinhaltet die kontrollierte Abgabe von excimer-lasergeneriertem ultraviolettem Licht an die Hornhaut und wurde entwickelt, um eine refraktive Chirurgie durchzuführen6. Es wurde bei anderen Nagetieren wie Mäusenverwendet 7. Die anderen beiden Rennmäuse wurden einer phototherapeutischen Keratektomie unterzogen. Eine von ihnen wurde nach 24 h (als Rennmaus 2 bezeichnet) und die andere nach 96 h nach der Operation (als Rennmaus 3 bezeichnet) enukleiert.
Um dieses Experiment durchzuführen, wurde eine zufällig ausgewählte Rennmaus für jede zu untersuchende Bedingung gefilmt, aber dieses Experiment wurde zuvor mit insgesamt 16 Rennmäusen für jede Bedingung durchgeführt. Aus redaktionellen Gründen wurde entschieden, für jede Bedingung (insgesamt drei Rennmäuse) eine zufällig ausgewählte Rennmaus als Beispiel zu verwenden.
Das Hauptziel dieser Forschung ist es, das beste verfügbare Tiermodell zu erforschen. Es ist jedoch wichtig zu beachten, dass nicht alle Arten ähnliche Augeneigenschaften wie das menschliche Auge aufweisen8. Dieser Artikel beschreibt die Methodik zur Untersuchung der Hornhaut von Meriones unguiculatus und das Verfahren zur Erzeugung der Hornhautverletzung, die es uns ermöglichen, den Heilungsprozess zu untersuchen.
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Protokoll
Alle Forschungsverfahren wurden von der "Institutionellen Kommission für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren" der Universidad Católica de Córdoba genehmigt und folgten dem Leitfaden des Nationalen Forschungsrats für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Diese Verfahren wurden auch von den Behörden der "Facultad de Ciencias de la Salud" der Universidad Católica de Córdoba und des "Instituto de la Visión Cerro" genehmigt.
1. Umgang mit Rennmaus und Anästhesie
HINWEIS: Alle Tiere waren spezifische, pathogenfreie (SFP) männliche mongolische Rennmäuse und wurden in den Einrichtungen des Zentrums für Forschung und Entwicklung in Immunologie und Infektionskrankheiten (CIDIE) (Córdoba, Argentinien) gehalten. Sie wurden von der Universidad de La Plata (Buenos Aires, Argentinien) bezogen.
- Beherbergen Sie die Rennmäuse sozial in Polysulfonkäfigen, die mit Maiskolbeneinstreu gebettet sind. Stellen Sie Lebensmittel und gefiltertes Leitungswasser in Wasserflaschen ad libitum zur Verfügung. Stellen Sie sicher, dass der Raumtemperaturbereich 18 °C bis 24 °C beträgt und ein Hell-Dunkel-Zyklus von 12:12 h verwendet wird.
- Wiegen Sie jede Rennmaus separat und identifizieren Sie sie, um Verwirrung zu vermeiden. Machen Sie eine Markierung mit einem unauslöschlichen Tintenmarker auf der Basis des Schwanzes der Rennmaus. Verwenden Sie eine Pinzette, um das Ohr der Rennmaus zu halten, und machen Sie eine Markierung mit dem unauslöschlichen Marker am Ohr des Nagetiers. Wenn ein Labor und ein großes Biotherium verfügbar sind, weisen Sie jedem Nagetier einen eindeutigen Käfig mit der entsprechenden Identifizierung zu.
- Desinfizieren Sie die Laminar-Flow-Haube mit 70% Ethanollösung. Platzieren Sie alle chirurgischen und Einweginstrumente, einschließlich Nadeln, Spritzen und Gestelle, im Arbeitsbereich innerhalb der Kapuze. Legen Sie auch einen Einweg-OP-Schaum in die Kapuze.
- Verwenden Sie einen kleinen offenen Kunststoffbehälter, um das Nagetier auf der Präzisionswaage zu halten, um die Messung zu erleichtern.
- Verwenden Sie drei 6 Monate alte männliche mongolische Rennmäuse ähnlicher Größe und Gewicht (~ 80 g) für dieses Experiment. Platzieren Sie jeden Käfig nacheinander mit dem Nagetier in der Laminar-Flow-Haube. Öffnen Sie die Käfige, identifizieren Sie jede der Rennmäuse und wiegen Sie sie auf der Waage.
HINWEIS: Rennmäuse sind harmlose, aber empfindliche Tiere. Tragen Sie Einweghandschuhe beim Umgang mit den Rennmaus. - Fassen Sie die Rennmaus mit der nicht dominanten Hand, um sie fest am Schwanz zu halten. Verwenden Sie die dominante Hand mit Daumen und Zeigefinger hinter den Ohren, um das Tier mit der Bauchregion nach oben zu halten. Verwenden Sie den kleinen Finger, um den Schwanz zu halten.
- Füllen Sie eine Spritze mit einer 30 G Nadel mit 1 ml Ketamin und Xylazin. Die Anästhesie intraperitoneal an das Nagetier (50-100 mg/kg Ketamin und 2 mg/kg Xylazin)9 mit der dominanten Hand verabreichen. Die Dauer der Wirkung beträgt ca. 20-50 min (Abweichungen können auftreten).
- Um sicherzustellen, dass die Rennmaus vollständig betäubt ist, überprüfen Sie mit einer Zehenklemme, Schwanzklemmung und Hornhautreflexion usw., bevor Sie Einschnitte in die Hornhaut machen.
HINWEIS: Führen Sie alle Eingriffe nur am rechten Auge durch.
2. Optische Kohärenztomographie (OCT) der Hornhaut
- Legen Sie sterile OP-Abdecktücher auf, um die Ausrüstung vor Sekreten oder Tierhaaren zu schützen.
- Stellen Sie sicher, dass einer der Bediener das Tier hält, während ein anderer Bediener die Bilder aufnimmt. Der Bediener sollte seine Hände auf das Gerät legen, während er die Rennmaus hält, damit das Auge der Rennmaus so stabil ist und noch wie möglich untersucht werden kann. Legen Sie die Hand, die die Rennmaus hält, auf die Kinnstütze.
- Starten Sie die Software, die das OAT steuert, und klicken Sie auf Bild aufnehmen und dann auf Gewünschtes Bild speichern. Führen Sie mehrere sagittale und koronale Schnitte der Hornhaut durch. Stellen Sie das Auge unter dem OCT dar und machen Sie mehrere Scheiben, um das vordere Segment der Nagetierhornhaut zu sehen.
HINWEIS: Wenn das erhaltene Bild nicht scharf ist und sich das Auge leicht bewegt hat, wiederholen Sie den Vorgang mehrmals, um genügend Bilder zu erhalten. - Führen Sie mit der OAT-Software pachymetrische Messungen der zentralen und peripheren Bereiche durch. Drücken Sie im Hauptbildschirm der Software auf Bild aufnehmen und dann auf die Schaltfläche Gewünschtes Bild speichern .
- Führen Sie Messungen am normalen oder Kontrollauge und unmittelbar nach der phototherapeutischen Keratektomie an den anderen Nagetieraugen durch.
3. Excimer-Laser-Phototherapeutische Keratektomie (PTK)
- Legen Sie sterile chirurgische Abdecktücher auf das Excimer-Lasergerät, um das Gerät vor Sekreten oder Tierhaaren zu schützen.
- Geben Sie einen Tropfen topisches Proparacainhydrochlorid (0,5%) in das zu behandelnde Auge 5 Minuten vor dem chirurgischen Eingriff.
- Verwenden Sie die nicht dominante Hand, um die Rennmaus fest zu halten. Öffnen Sie mit der dominanten Hand die Augenlider des Tieres, damit die Bilder richtig aufgenommen werden können. Um fokussieren zu können und ein scharfes Bild zu erhalten, stellen Sie sicher, dass die Hände der Person, die die Rennmaus hält, auf dem Kopf des Geräts ruhen. Platzieren Sie die Hände, die das Tier halten, dort, wo ein Patient seinen Hals platzieren würde.
- Führen Sie eine PTK-Ablation am rechten Auge durch. Verwenden Sie folgende Parameter: eine Ablation zwischen 60 μm und 62 μm Dicke, eine optische Zone von 3 mm, eine Dauer von 4 s und insgesamt 1.867 Pulse.
HINWEIS: PTK wird nur an Rennmaus 2 und Rennmaus 3 durchgeführt. In diesem Schritt bereitet der zweite Bediener den Laser vor und aktiviert ihn, um das Hornhautgewebe abzutragen. - Unmittelbar nach dem Eingriff fotografieren und OCT-Analysen durchführen, um Oberflächenveränderungen in den behandelten Augen aufzuzeichnen und zu dokumentieren.
- Sobald der Eingriff abgeschlossen ist, setzen Sie das Nagetier zurück in den Käfig, überwachen Sie die Vitalfunktionen (Herzfrequenz: 360 Schläge pro Minute; Rektaltemperatur: 37-38,5 °C; Atemfrequenz: 90 Atemzüge pro Minute) und lassen Sie das Tier sich von der Narkose erholen.
4. Erwachen der Rennmäuse nach Hornhaut-PTK
- Buprenorphin (0,1 mg/kg bis 0,05 mg/kg) und Atipamezol (0,1-1 mg/kg) über intraperitoneale Injektionen verabreichen.
- Legen Sie jede Rennmaus in ihren jeweiligen Heimatkäfig und überwachen Sie die Vitalzeichen für ein normales Erwachen (die normale Körpertemperatur beträgt 37-39 ° C).
- Tragen Sie eine Erythromycin-Salbe auf, um die Oberfläche sauber zu halten und Infektionen vorzubeugen. Führen Sie diesen Vorgang zweimal täglich durch.
- Verabreichen Sie Buprenorphin (alle 6-12 h) subkutan (0,01-0,05 ml) für Analgesie und Augensalbe an zwei aufeinanderfolgenden Tagen nach PTK.
5. Euthanasie-Methode
- Führen Sie Euthanasie im Heimkäfig durch, wann immer dies möglich ist.
- Bringen Sie komprimiertes Kohlendioxid (CO2) -Gas in den Hauskäfig ein. Eine Füllrate von 30%-70% des Kammervolumens pro Minute mitCO2 , das der vorhandenen Luft im Hauskäfig zugesetzt wird, ist ausreichend, um eine Mischung zu erzielen, die das Ziel erreicht (für eine 10-l-Volumenkammer ist eine Durchflussrate von 3-7 l/min zu verwenden). Verwenden Sie zervikale Dislokation (als sekundäre Methode der Euthanasie), um den Tod des Nagetiers sicherzustellen.
- Um 24 h bzw. 96 h nach der Operation für Gerbil 2 bzw. Gerbil 3 entfernen Sie das Tier aus dem Hauskäfig, um die Enukleation des Augapfels (sowohl des normalen Augapfels als auch des operierten) durchzuführen, um die Hornhautheilung zu beobachten.
- Legen Sie das Tier auf den Operationstisch und prüfen Sie ca. 1 min lang, ob kein Herzschlag vorliegt.
6. Augenchirurgie
- Entfernen Sie die oberen und unteren Augenlider, um Zugang zum Augapfel zu erhalten. Verwenden Sie eine chirurgische Pinzette und Schere, um die Augenlider zu entfernen. Die Größe des Arbeitsbereichs ist so klein und empfindlich, dass das Entfernen der Augenlider es ermöglicht, den Augapfel zu enukleieren, ohne ihn zu beschädigen.
- Um den Augapfel zu enukleieren, machen Sie einen Schnitt im äußeren Canthus und führen Sie die Schere in eine hintere Richtung. Wiederholen Sie diesen Vorgang vom inneren Canthus, indem Sie den Augapfel von der Augenhöhle trennen.
- Schneiden Sie den Sehnerv an der Rückseite des Augapfels. Es sollte klargestellt werden, dass der hintere Orbitalplexus bei dieser Technik in der Regel leichte Blutungen erzeugt, was die Arbeit erschwert.
- Führen Sie den Augapfel für 30 s bis 1 min in ein Mikrozentrifugenröhrchen mit steriler Kochsalzlösung ein, um das restliche Blut auszuwaschen.
- Legen Sie den Augapfel in ein Mikrozentrifugenröhrchen mit 10% Formaldehyd für die anschließende anatomisch-pathologische Analyse wie unten beschrieben. Nehmen Sie mehrere Bilder und Fotos auf.
7. Anatomisch-pathologische Analyse
- Das ganze Auge für 6-24 h in 10% gepuffertes Formalin einbetten.
- Schneiden Sie das Gewebe mit einem Mikrotom. Stellen Sie sicher, dass das geschnittene Gewebe eine Dicke von 3 mm hat.
- Weichen Sie das Gewebe in 96% Alkohol für 30-90 min ein und wiederholen Sie diesen Vorgang zweimal.
- Legen Sie das Gewebe für 30-90 min in Isopropylalkohol und wiederholen Sie diesen Vorgang zweimal.
- Legen Sie das Gewebe in Xylol oder Xylolersatz für 1-3 h.
- Das Gewebe für mindestens 1 h in flüssiges Kerosin einbetten.
- Verwenden Sie einen Block, um das Gewebe zu platzieren und es in flüssiges Paraffin einzubetten. Lassen Sie es erstarren (stellen Sie es an einen kalten Ort) und schneiden Sie es.
- Bereiten Sie das Mikrotom gemäß den Anweisungen des Herstellers zum Schneiden vor.
- Verwenden Sie anschließend Färbungen wie Hämatoxylin und Eosin.
- Erhalten Sie Bilder mit der Kamera, die dem Mikroskop hinzugefügt wird.
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Ergebnisse
In der vorliegenden Studie wurde die gesamte Hornhautstruktur mit histologischen Techniken und ergänzenden Untersuchungen des vorderen Segments, wie der optischen Kohärenztomographie, gründlich analysiert. Die Bildanalyse mittels optischer Kohärenztomographie der vorderen Segmentstrukturen zeigt ein normales Epithel und Stroma (Abbildung 1) mit zentralen und peripheren Hornhautdicken von 160 μm bzw. 106 μm ± 2 μm. Andere Publikationen haben auch gezeigt, dass die Hornhaut anderer Nagetiere z...
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Diskussion
Die Physiologie der Hornhautwundheilung ist ein Gleichgewicht zwischen Geweberegeneration und der Aufrechterhaltung der Homöostase. Übermäßige Wundheilung kann zu Fibrose und Narbenbildung führen, was letztendlich zum Verlust der Organfunktion führen kann. Angesichts der rasanten Entwicklung der Hornhautchirurgie kann die Bedeutung des Verständnisses der Hornhautwundheilung und der damit verbundenen physiologischen und pathologischen Ereignisse nicht hoch genug eingeschätztwerden 11.
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Offenlegungen
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Danksagungen
Wir danken dem Ingenieur Rodrigo de la Fuente für seine unschätzbare Hilfe und technische Unterstützung. Wir danken auch María Eugenia Corbela für die Erzählung und Priscilla Hazrún für die Edition der Figuren. Hugo Luján erlaubte uns, die Einrichtungen des Zentrums für Forschung und Entwicklung in Immunologie und Infektionskrankheiten (CIDIE) zu nutzen.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Anästhesie | Tododrogas | ||
| Eppendorf Röhren | Tododrogas | ||
| Excimer Laser | Technolas | 2022445 | |
| Fluorescein | Poen | ||
| Pinzette | Ofcor | 3339 | |
| Formaldehyd | Tododrogas | ||
| Ketamin | Sigma-Aldrich | ||
| Optische Kohärenztomographie | Optovue | 659007 | |
| Proparacain | Poen | ||
| Scheren | Ofcor | 3336 | |
| Sterile Abdecktücher | Soporte hospitalario | ||
| Sterile Gaze | Soporte hospitalario | ||
| Spritzen und Nadeln | Tododrogas | ||
| Xylazin | Sigma-Aldrich |
Referenzen
- Kuo, I. C. Corneal wound healing. Current Opinion in Ophthalmology. 15 (4), 311-315 (2004).
- Agrawal, V. B., Tsai, R. J. Corneal epithelial wound healing. Indian Journal of Ophthalmology. 51 (1), 5-15 (2003).
- Lu, L., Reinach, P. S., Kao, W. W. Corneal epithelial wound healing. Experimental Biology and Medicine. 226 (7), 653-664 (2001).
- Rathi, V. M., Vyas, S. P., Sangwan, V. S. Phototherapeutic keratectomy. Indian Journal of Ophthalmology. 60 (1), 5-14 (2012).
- Baumeister, M., Bühren, J., Ohrloff, C., Kohnen, T. Corneal re-epithelialization following phototherapeutic keratectomy for recurrent corneal erosion as in vivo model of epithelial wound healing. Ophthalmologica. 223 (6), 414-418 (2009).
- Fagerholm, P. Phototherapeutic keratectomy: 12 years of experience. Acta Ophthalmologica Scandinavica. 81 (1), 19-32 (2003).
- Mohan, R. R., Stapleton, W. M., Sinha, S., Netto, M. V., Wilson, S. E. A novel method for generating corneal haze in anterior stroma of the mouse eye with the excimer laser. Experimental Eye Research. 86 (2), 235-240 (2008).
- Shah, D., Aakalu, V. K. Murine corneal epithelial wound modeling. Methods in Molecular Biology. 2193, 175-181 (2021).
- Gerbil-Specific Anesthesia Guidance. Animal Resources Center. The University of Texas at Austin. , Available from: research.utexas.edu/wp-content/uploads/sites/7/2020/02/Gerbil_Anesthesia_Guidance_ARC_112519.pdf (2020).
- Zorio, D. A. R., et al. De novo sequencing and initial annotation of the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus) genome. Genomics. 111 (3), 441-449 (2019).
- Kalha, S., Kuony, A., Michon, F. Corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound. Journal of Visualized Experiments. (137), e58071(2018).
- Yang, S., et al. The electroretinogram of Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus.): Comparison to mouse. Neuroscience Letters. 589, 7-12 (2015).
- Baker, A. G., Emerson, V. F. Grating acuity of the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus). Behavioural Brain Research. 8 (2), 195-209 (1983).
- Govardovskii, V. I., Röhlich, P., Szél, A., Khokhlova, T. V. Cones in the retina of the Mongolian gerbil, Meriones unguiculatus: An immunocytochemical and electrophysiological study. Vision Research. 32 (1), 19-27 (1992).
- Zanandréa, L. I., Oliveira, G. M., Abreu, A. S., Pereira, F. E. Ocular lesions in gerbils (Meriones unguiculatus) infected with low larval burden of Toxocara canis: Observations using indirect binocular ophthalmoscopy. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 41 (6), 570-574 (2008).
- Cheng, S., et al. Enhancement of de novo sequencing, assembly and annotation of the Mongolian gerbil genome with transcriptome sequencing and assembly from several different tissues. BMC Genomics. 20 (1), 903(2019).
- Henriksson, J. T., McDermott, A. M., Bergmanson, J. P. Dimensions and morphology of the cornea in three strains of mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 50 (8), 3648-3654 (2009).
- Panagiotopoulos, M., Gan, L., Fagerholm, P. Stroma remodelling during healing of corneal surface irregularities induced by PTK. Acta Ophthalmologica Scandinavica. 85 (4), 387-394 (2007).
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