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Methodenartikel

Nutzung von Mikro-CT-Scans zur Analyse parasitärer Pflanzen-Wirt-Interaktionen

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DOI:

10.3791/63423

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12. Januar 2022

1Harvard University Herbaria, 2Hanse-Wissenschaftskolleg

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Mikro-CT ist ein zerstörungsfreies Werkzeug, mit dem Pflanzenstrukturen dreidimensional analysiert werden können. Das vorliegende Protokoll beschreibt die Probenvorbereitung zur Nutzung von Mikro-CT zur Analyse der parasitären Pflanzenstruktur und -funktion. Verschiedene Spezies werden verwendet, um die Vorteile dieser Methode in Verbindung mit spezifischen Präparaten hervorzuheben.

Zusammenfassung

Mikro-CT-Scans haben sich zu einem etablierten Werkzeug zur Untersuchung der Struktur und Funktion von Pflanzen entwickelt. Seine zerstörungsfreie Natur, kombiniert mit der Möglichkeit der dreidimensionalen Visualisierung und virtuellen Schnitte, hat eine neuartige und immer detailliertere Analyse komplexer Pflanzenorgane ermöglicht. Auch die Wechselwirkungen zwischen Pflanzen, auch zwischen parasitären Pflanzen und ihren Wirten, können erforscht werden. Die Probenvorbereitung vor dem Scannen ist jedoch aufgrund der Interaktion zwischen diesen Pflanzen, die sich oft in der Gewebeorganisation und -zusammensetzung unterscheiden, von entscheidender Bedeutung. Darüber hinaus muss bei der Probenahme, Behandlung und Aufbereitung von Parasiten-Wirtsmaterial die große Vielfalt parasitärer Blütenpflanzen berücksichtigt werden, die von stark reduzierten vegetativen Körpern bis hin zu Bäumen, Kräutern und Sträuchern reicht. Hier werden zwei verschiedene Ansätze beschrieben, um Kontrastmittel in den Parasiten und/oder die Wirtspflanzen einzubringen, wobei der Schwerpunkt auf der Analyse des Haustoriums liegt. Dieses Organ fördert die Verbindung und Kommunikation zwischen den beiden Pflanzen. Mit einem einfachen Ansatz können Details der Struktur des Haustoriumsgewebes dreidimensional erforscht werden, wie hier für die parasitären Arten der Euphytoiden, der Rebe und der Mistel gezeigt wird. Die Auswahl spezifischer Kontrastmittel und Applikationsansätze ermöglicht auch eine detaillierte Beobachtung der Ausbreitung von Endoparasiten im Wirtskörper und den Nachweis einer direkten Gefäß-zu-Gefäß-Verbindung zwischen Parasit und Wirt, wie hier für einen obligaten Wurzelparasiten gezeigt. Daher kann das hier diskutierte Protokoll auf die große Vielfalt parasitärer Blütenpflanzen angewendet werden, um das Verständnis ihrer Entwicklung, Struktur und Funktionsweise zu verbessern.

Einleitung

Die hochauflösende Röntgen-Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) ist ein bildgebendes Verfahren, bei dem mehrere Röntgenaufnahmen (Projektionen) einer Probe aus unterschiedlichen Blickwinkeln aufgenommen und später zur virtuellen Rekonstruktion der Probe verwendet werden1. Dieses virtuelle Objekt kann dann analysiert, manipuliert und segmentiert werden, was eine zerstörungsfreie Erkundung in drei Dimensionenermöglicht 2. Ursprünglich für medizinische Analysen und später für industrielle Anwendungen konzipiert, bietet die Mikro-CT auch den Vorteil, innere Organe und Gewebe ohne invasive Eingriffe sichtbar zu machen3. Wie andere Formen der Bildgebung arbeitet auch die Mikro-CT mit einem Kompromiss zwischen Sichtfeld und Pixelgröße, was bedeutet, dass eine hochauflösende Bildgebung großer Proben nahezu unerreichbar ist4. Fortschritte bei der Verwendung von hochenergetischen Röntgenquellen (z. B. Synchrotron) und sekundärer optischer Vergrößerung werden ständig gemacht, so dass die kleinste Auflösung unter 100 nm erreichtwerden kann 5,6. Nichtsdestotrotz sind bei großen Proben längere Scanzeiten erforderlich, was die Wahrscheinlichkeit von Artefakten aufgrund von Probenbewegungen oder Verformungen im Inneren des Scanners erhöht. Darüber hinaus ist die Mikro-CT im Allgemeinen durch natürliche Dichteschwankungen innerhalb der Probe und die Art und Weise, wie die Probe mit Röntgenstrahlen interagiert, begrenzt. Während eine höhere Röntgendosis am besten geeignet ist, um dichtere Proben zu durchdringen, ist sie weniger effizient bei der Erfassung von Dichteschwankungen innerhalb und zwischen der Probe und dem umgebenden Medium7. Auf der anderen Seite bietet eine geringere Röntgendosis eine geringere Durchdringungsleistung und erfordert oft längere Scanzeiten, aber eine höhere Empfindlichkeit bei der Dichtedetektion7.

Diese Einschränkungen haben den Einsatz der Mikrotomographie für die Pflanzenwissenschaften lange Zeit behindert, da die meisten Pflanzengewebe aus leichtem (nicht dichtem) Gewebe mit geringer Röntgenabsorption bestehen8. Die ersten Anwendungen der Mikro-CT konzentrierten sich auf die Kartierung von Wurzelnetzwerken innerhalb der Bodenmatrix 9,10. Später wurden Pflanzenstrukturen mit deutlicheren Unterschieden in der Gewebedichte, wie z. B. Holz, erforscht. Dies ermöglichte Untersuchungen der Xylemfunktionalität11,12, der Entwicklung komplexer Gewebeorganisationen 13,14 und der Interaktionen zwischen Pflanzen15,16,17. Die Analyse von weichem und homogenem Gewebe wird durch Kontrastmittel, die heute zum Standardverfahren in Präparaten für die Mikro-CT-Untersuchung von Pflanzenproben gehören, immer weiter verbreitet. Protokolle für die Kontrastmitteleinbringung können jedoch je nach Probenvolumen, strukturellen Eigenschaften und Art der verwendeten Lösung zu unterschiedlichen Ergebnissen führen8. Im Idealfall sollte das Kontrastmittel die Unterscheidung zwischen verschiedenen Geweben verbessern, eine Bewertung der Gewebe-/Organfunktionalität ermöglichen und/oder biochemische Informationen über ein Gewebe liefern18. Daher ist eine angemessene Probenbehandlung, -vorbereitung und -montage vor dem Scannen für jede Mikro-CT-Analyse von entscheidender Bedeutung.

Mikro-CT des parasitären Pflanzenhaustoriums
Parasitäre Blütenpflanzen stellen eine eigene funktionelle Gruppe von Angiospermen dar, die durch ein Organ gekennzeichnet ist, das als Haustorium19 bekannt ist. Dieses mehrzellige Organ, ein Entwicklungshybrid zwischen einem modifizierten Stamm und einer Wurzel, wirkt auf die Anheftung, das Eindringen und den Kontakt des Wirts durch einen Parasiten20. Aus diesem Grund wird davon ausgegangen, dass das Haustorium "die Idee des Parasitismus unter den Pflanzen verkörpert"21. Ein detailliertes Verständnis der Entwicklung, Struktur und Funktionsweise dieses Organs ist entscheidend für die Ökologie, Evolution und Managementstudien parasitärer Pflanzen. Dennoch erschweren die Gesamtkomplexität der parasitären Pflanzen und die stark veränderte Struktur und Haustorien oft eine detaillierte Analyse und einen Vergleich. Auch die Haustoriumverbindungen sind in der Regel umfangreich und in der Gewebe- und Zellverteilung nicht homogen (Abbildung 1). In diesem Zusammenhang ermöglicht die Arbeit mit kleinen Gewebefragmenten zwar eine einfachere Manipulation und höhere Auflösung, kann aber zu falschen Rückschlüssen auf die dreidimensionale Architektur komplexer Strukturen, wie z.B. der parasitären Pflanze Haustorium, führen.

Obwohl es für die meisten parasitären Pflanzenarten eine umfangreiche Literatur über die Anatomie und Ultrastruktur des Haustoriums gibt, ist die dreidimensionale Organisation und die räumliche Beziehung zwischen Parasiten- und Wirtsgewebe noch wenig erforscht17. In einer kürzlich erschienenen Arbeit von Masumoto et al.22 wurden über 300 serielle halbdünne Mikrotomschnitte abgebildet und zu einem dreidimensionalen virtuellen Objekt rekonstruiert, das das Haustorium zweier Parasitenarten darstellt. Der hohe Detaillierungsgrad dieser Methode ermöglicht noch nie dagewesene Einblicke in die zelluläre und anatomische 3D-Struktur des Haustoriums. Eine derart zeitaufwändige Technik würde jedoch eine ähnliche Analyse bei Parasiten mit umfangreicheren Haustoriumverbindungen verbieten. Der Einsatz der Mikro-CT erweist sich als hervorragendes Werkzeug für die dreidimensionale Analyse komplexer und oft sperriger Haustorien parasitärer Pflanzen. Obwohl sie kein Ersatz für detaillierte anatomische Schnitte und andere ergänzende Formen der mikroskopischen Analysesind 17,23, können die durch Mikro-CT-Scans erhaltenen Ergebnisse, insbesondere bei großen Proben, auch als Leitfaden für die Unterprobenahme kleinerer Segmente dienen, die dann mit anderen Instrumenten wie Konfokal- und Elektronenmikroskopie analysiert oder mit hochauflösenden Mikro-CT-Systemen erneut analysiert werden können.

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Abbildung 1: Parasitische Pflanzen verschiedener funktioneller Gruppen, die in diesem Protokoll verwendet werden. Euphytoide Parasit Pyrularia pubera (A), Endoparasit Viscum minimum (B) mit grünen Früchten (gestrichelter schwarzer Kreis), parasitische Rebe Cuscuta americana (C), Mistel Struthanthus martianus (D), obligater Wurzelparasit Scybalium fungiforme (E). Segmente der Wirtswurzel (Hr) oder des Stammes (Hs) erleichtern die Anwendung von Kontrastmitteln in das Haustorium des Parasiten (P). Das Vorhandensein der Mutterwurzel/des Stammes des Parasiten (Pfeile) in der Probe ermöglicht die Analyse der Organisation der Haustoriumgefäße. Rechtecke kennzeichnen Segmente der Stichprobe, die für die Analyse verwendet werden. Maßstabsleisten = 2 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Da die Mikro-CT zu einer immer beliebteren Technik in den Pflanzenwissenschaften wird, gibt es Leitfäden, Protokolle und Literatur, die sich mit dem Scannen von Proben, der dreidimensionalen Rekonstruktion, der Segmentierung und der Analyse befassen 3,10,24. Daher werden diese Schritte hier nicht besprochen. Wie bei jeder bildgebenden Technik ist die angemessene Behandlung und Einbettung von Proben von grundlegender Bedeutung, auch wenn sie oft übersehen wird. Aus diesem Grund konzentriert sich dieses Protokoll auf die Vorbereitung von Haustoriumproben für Mikro-CT-Scans. Genauer gesagt beschreibt dieses Protokoll zwei Ansätze zur Einbringung von Kontrastmitteln in Haustoriumproben, um die Visualisierung verschiedener Gewebe und Zelltypen im Haustorium zu verbessern, die Detektion von parasitärem Gewebe innerhalb der Wirtswurzel/des Stammes zu erleichtern und die Parasit-Wirt-Gefäßverbindungen in drei Dimensionen zu analysieren. Die hier beschriebenen Präparate können auch an die Analyse anderer Pflanzenstrukturen angepasst werden.

Fünf Arten wurden verwendet, um die Zweckmäßigkeit des hier beschriebenen Protokolls besser zu veranschaulichen. Jede Art repräsentiert eine der fünf funktionellen Gruppen parasitärer Blütenpflanzen und spricht damit spezifische Punkte an, die mit der Funktionalität jeder Gruppe zusammenhängen. Pyrularia pubera (Santalaceae) wurde ausgewählt, um euphytoide Parasiten darzustellen, die im Boden keimen und mehrere Haustorien bilden, die den Parasiten mit den Wurzeln seiner Wirte verbinden25. Die von diesen Pflanzen erzeugten Haustorien sind oft dünn und lassen sich leicht vom Wirt26 (Fig. 1A) abreißen, was einen schonenderen Handhabungsprozess erfordert. Endoparasiten werden hier durch Viscum minimum (Viscaceae) repräsentiert. Spezies dieser funktionellen Gruppe sind außerhalb des Körpers ihrer Wirte nur für kurze Zeit sichtbar (Abbildung 1B) und leben den größten Teil ihres Lebenszyklus als deutlich reduzierte und myzelartige Zellstränge, die in Wirtsgewebe eingebettet sind25. Eine dritte funktionelle Gruppe umfasst parasitäre Reben, die am Boden keimen, aber nur rudimentäre Wurzeln bilden und auf mehrere Haustorien angewiesen sind, die an den Stängeln der Wirtspflanzenansetzen 25 (Abbildung 1C). Hier wird diese funktionelle Gruppe durch Cuscuta americana (Convolvulaceae) repräsentiert. Im Gegensatz zu parasitären Reben keimen Misteln direkt an den Zweigen ihrer Wirtspflanzen und entwickeln entweder mehrere oder einzelne Haustorien25. Die Art, die zur Veranschaulichung dieser funktionellen Gruppe ausgewählt wurde, ist Struthanthus martianus (Loranthaceae ), die verschiedene Verbindungen mit dem Wirtszweig eingeht (Abbildung 1D). Die Analyse solitärer Mistelhaustorien mit einer Kombination aus Mikro-CT und Lichtmikroskopie findet sich in Teixeira-Costa & Ceccantini17. Zu den obligaten Wurzelparasiten schließlich gehören Arten, die am Boden keimen und in die Wurzeln von Wirtspflanzen eindringen, von denen sie von den frühesten Wachstumsstadien an vollständig abhängig sind25. Diese Pflanzen sind hier durch Scybalium fungiforme (Balanophoraceae) vertreten, die große knollenartige Haustorien bilden (Abbildung 1E).

Alle Pflanzenproben, die in diesem Protokoll verwendet wurden, wurden in einem 70%igen Formalinessigsäurealkohol (FAA 70) fixiert. Die Fixierung auf die Probenahme ist entscheidend für die Konservierung von Pflanzengeweben, insbesondere wenn nachträgliche anatomische Analysen erforderlich sind. Auch beim parasitären Pflanzenhaustorium ist eine Fixierung unumgänglich, da dieses Organ oft hauptsächlich aus nicht verholzten Parenchymzellen besteht20. Detaillierte Protokolle für die Fixierung von Pflanzengewebe, einschließlich der Herstellung von Fixierlösungen, finden Sie an anderer Stelle27. Andererseits können Fixiermittel mehr oder weniger zu Veränderungen der physikalischen und chemischen Eigenschaften einer Probe führen, so dass sie für spezifische biomechanische und histochemische Analysen ungeeignet ist. Somit können mit diesem Protokoll auch frische Proben, d.h. nicht fixiertes Material, das unmittelbar vor der Aufbereitung gesammelt wurde, verwendet werden. Details zum Umgang mit neuen Proben und Vorschläge zur Fehlerbehebung bei fixiertem Material finden Sie im Abschnitt "Diskussion".

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Protokoll

1. Auswahl parasitärer Pflanzenproben

  1. Sammeln Sie das gesamte parasitäre Pflanzenhaustorium, einschließlich des angehängten Wirtsstamms/der Wurzel und der Segmente der proximalen und distalen Enden des parasitierten Wirtsorgans. Die ideale Länge jedes Segments entspricht dem doppelten Durchmesser des Haustoriums.
    HINWEIS: Fügen Sie bei seitlichen Haustorien einen Teil des Mutterstamms/der Wurzel des Parasiten hinzu, aus dem das Haustorium gebildet wurde (Abbildung 1A,B,D). Sammeln Sie bei Endoparasiten ein Segment des Wirtsstamms/der Wirtswurzel, in dem Anzeichen des Parasiten sichtbar sind (Abbildung 1B). Bei Klemmenanschlüssen sollte die gesamte Anlage gesammelt werden (Bild 1E).
  2. Tauchen Sie die gesamte Probe in Fixierlösung (z. B. FAA) in einem volumetrischen Verhältnis von 1:10 (Probe: Fixiermittel). Lassen Sie die Proben je nach Größe der Probe mindestens 1 Tag im Fixiermittel27.
    HINWEIS: Die Proben können vor dem Scannen in einem Fixiermittel gelagert oder in eine Konservierungslösung (z. B. Ethanol 70%) überführt werden. Frische Proben können auch verwendet werden, wenn die anschließende anatomische Analyse nicht gerechtfertigt ist (siehe Abschnitt Diskussion). Wenn Sie mit frischem Material arbeiten, stellen Sie die Apparatur für die Perfusion der Kontrastlösung ein und entnehmen Sie dann die Probe. Die Probe darf nicht austrocknen.

2. Anwendung kontrastierender Lösungen

  1. Wählen Sie die zu verwendende Anwendungsmethode. Verwenden Sie die Vakuummethode (Schritt 2.3) für kleine (Abbildung 1A) oder nicht holzige (Abbildung 1B) Proben. Verwenden Sie die Perfusionsmethode für größere Proben, vorausgesetzt, sie enthält ein Segment des Stammes/der Wurzel des Wirts (Abbildung 1A, C-E).
  2. Tragen Sie Gummihandschuhe und andere geeignete persönliche Schutzausrüstung (z. B. Laborkittel), wenn Sie die Probe manipulieren, unabhängig davon, welchen Ansatz Sie in den folgenden Schritten gewählt haben.
    ACHTUNG: Alle kontrastierenden Lösungen enthalten Schwermetallsalze in ihrer Zusammensetzung und sollten daher nicht ohne angemessene persönliche Schutzausrüstung und unter einem Abzug gehandhabt werden.
  3. Befolgen Sie für die Vakuummethode die unten aufgeführten Schritte.
    1. Wählen Sie eine geeignete Durchstechflasche aus und beschriften Sie sie. Die Durchstechflasche muss groß genug sein, um die Probe und die kontrastierende Lösung aufzunehmen, in der Regel in einem Verhältnis von 1:10. Überprüfen Sie die Anweisungen des Herstellers, um sicherzustellen, dass die Durchstechflasche einem niedrigen bis mäßigen Vakuum standhält.
      Anmerkungen: Füllen Sie die Durchstechflasche nicht bis zum Rand, da der Unterdruck (Vakuum) dazu führen kann, dass die Flüssigkeit verschüttet wird.
    2. Die Probe wird in die Durchstechflasche mit der kontrastierenden Lösung (1 % Jod oder 3 % Phosphowolframat, siehe Materialtabelle) gegeben. Stellen Sie dann die Durchstechflasche in eine Vakuumkammer oder einen Exsikkator, der an eine Vakuumpumpe angeschlossen ist. Entfernen Sie den Deckel von der Durchstechflasche und schließen Sie dann die Vakuumkammer oder den Exsikkator.
    3. Stellen Sie sicher, dass die Vakuumkammer/der Exsikkator keine Risse aufweist und dass die Vakuumpumpe über genügend Öl verfügt.
    4. Schließen Sie das Abluftventil der Pumpe, um zu verhindern, dass Luft austritt, und öffnen Sie das Abluftventil der Kammer/des Exsikkators, um die Luft herauszudrücken.
    5. Schalten Sie die Pumpe ein und warten Sie, bis der Druck ca. 20" Hg erreicht.
      ACHTUNG: Dieser Vorgang ist in der Regel schnell, lassen Sie das Vakuumsystem also nicht unbeaufsichtigt.
      Anmerkungen: Während die metrische Systemeinheit für den Druck Pascal (Pa) ist, zeigen die Manometer in den meisten Laborvakuumpumpen den Druck in Zoll Quecksilber ("Hg"), Pfund pro Quadratzoll (psi) oder bar an. 20" Hg entspricht ca. 67,7 Pa, 10 psi oder 0,7 bar.
    6. Schließen Sie das Auslassventil der Kammer/des Exsikkators, um ein erneutes Eindringen von Luft zu verhindern, und schalten Sie die Pumpe dann schnell aus.
    7. Lassen Sie die Probe mindestens 2 h unter Vakuum; Größere Proben benötigen länger, bis die kontrastierende Lösung in sie eindringen kann.
    8. Nach der gewünschten Zeit wird die Probe aus der kontrastierenden Lösung entnommen, um sie für das Scannen vorzubereiten.
    9. Öffnen Sie langsam das Absaugventil der Kammer/des Exsikkators, damit Luft eindringen kann.
    10. Warten Sie, bis der Druck in der Kammer/im Exsikkator vollständig erschöpft ist (d. h. das Manometer nahe 0 reicht), und öffnen Sie es dann vorsichtig, um die Probe zu entnehmen.
    11. Verwerfen Sie die kontrastierende Lösung entsprechend und bewahren Sie die Probe für das Scannen auf.
  4. Befolgen Sie für die Perfusionsmethode die unten aufgeführten Schritte.
    1. Wählen Sie einen Vorratstank für die kontrastierende Lösung entsprechend der Größe der Probe aus. Verwenden Sie eine 50-ml-Spritze (ohne Nadel oder Kolben) für kleine Proben (Abbildung 2A) oder ein 1-Liter-Notfallset für große Proben (Abbildung 2B).
    2. Verbinden Sie ein Ende eines transparenten Kunststoffschlauchs (siehe Materialtabelle) mit dem Vorratsbehälter und verbinden Sie dann das andere Ende mit einem Zweiwege- oder Dreiwegeventil. Schließen Sie einen zweiten Schlauch an einen anderen Auslass im Ventil an (Abbildung 2A,B).
    3. Befestigen Sie den Vorratsbehälter an einer erhöhten Position, ohne das im vorherigen Schritt eingerichtete Gerät zu zerlegen.
      Anmerkungen: Der vertikale Abstand zwischen dem Tank und der Probe bestimmt den Perfusionsdruck der Lösung (Abbildung 2B). Ein Abstand von 20-50 cm reicht für kleine Proben. Für große Proben ist ein Abstand von 1 m ausreichender.
    4. Schließen Sie das Dreiwegeventil (Abbildung 2C) oder das Zweiwegeventil (Abbildung 2D), um zu verhindern, dass Flüssigkeit aus dem Schlauchsystem austritt, und gießen Sie dann die kontrastierende Lösung in den Vorratstank. Wenn Sie ein intravenöses medizinisches Set verwenden, füllen Sie den Beutel mit der Lösung und schließen Sie das Ventil, bevor Sie das Gerät an einer erhöhten Position befestigen.
    5. Stellen Sie sicher, dass sich entlang des Schlauchsystems keine großen Luftblasen bilden (Abbildung 2E). Falls erforderlich, lassen Sie die Kontrastlösung aus dem Schlauch fließen, bis die Blase entfernt ist. Schließen Sie das Ventil wieder und lassen Sie das Gerät an Ort und Stelle.
    6. Um die Probe für die Perfusion der Kontrastlösung vorzubereiten, tauchen Sie sie in Flüssigkeit (Wasser, Ethanol oder Fixiermittel) und schneiden Sie die Spitze des proximalen Endes des Wirtsstamms/der Wurzel in der Probe ab (Abbildung 2F).
    7. Nehmen Sie die Probe aus der Flüssigkeit, in der sie gelagert wurde, und wickeln Sie sie in eine Paraffinfolie ein, um ein Austrocknen zu vermeiden. Bewahren Sie die Probe in der Nähe und für den Anschluss an das Gerät auf.
    8. Öffnen Sie vorsichtig das Ventil, damit die kontrastierende Lösung langsam fließen kann, und füllen Sie den mit dem Tank verbundenen Kunststoffschlauch, während Sie das offene Ende des Systems in einer leicht erhöhten Position halten, um ein Verschütten der kontrastierenden Lösung zu verhindern. Achten Sie auch hier darauf, dass sich keine großen Luftblasen entlang des Schlauchs bilden.
    9. Verbinden Sie das proximale Ende des Wirtsstamms/der Wirtswurzel in der Probe mit dem offenen Ende des Schlauchsystems (Abbildung 2B, vergrößerter Bereich). Vermeiden Sie es, während dieses Schritts Luftblasen in das System einzuführen. Falls erforderlich, trennen Sie die Probe vom Gerät und entfernen Sie Luftblasen aus dem System, indem Sie die Lösung fließen lassen.
    10. Lassen Sie die Probe an das Gerät angeschlossen und legen Sie sie in einen Behälter, um ein Auslaufen der kontrastierenden Lösung in den Bereich zu vermeiden, in dem das Experiment aufgebaut wurde. Verwenden Sie Schläuche mit unterschiedlichen Durchmessern, Kunststoffkabelbinder und Ventiladapter (Abbildung 2G), um sicherzustellen, dass alle Anschlüsse im Gerät gut sitzen, Wirtszweige unterschiedlicher Größe aufnehmen können und dass die Lösung nicht aus dem Schlauchsystem austritt (Abbildung 2B, vergrößerter Bereich).
    11. Lassen Sie die Lösung die Probe mindestens 2 Stunden lang durchbluten oder bis sich die Lösung im Behälter ansammelt.
    12. Schließen Sie das Ventil und trennen Sie die Probe vorsichtig vom Gerät. Lassen Sie den Rest der Lösung in den Behälter ab und entsorgen Sie ihn ordnungsgemäß.
    13. Entfernen Sie die Paraffinfolie von der Probe, um sie für das Scannen vorzubereiten.

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Abbildung 2: Perfusionsansatz für die Kontrastmittelapplikation. Kleine (A) und große (B) Versionen der Perfusionsapparatur umfassen einen Vorratsbehälter (st) und zwei Kunststoffschläuche (t1 und t2), die durch ein Ventil (va) verbunden sind. Das proximale Ende des Wirtsstammes (H), an dem ein Parasit (P) über das Haustorium (ha) befestigt ist, ist mit dem offenen Ende des Systems (B, expandiert) verbunden. Ein Dreiwegeventil (C) oder ein Zweiwegeventil (D) wird verwendet, um die Bildung von Luftblasen im Inneren des Schlauchsystems zu verhindern, die den Durchgang der kontrastierenden Lösung (E) blockieren. Die Spitze des proximalen Endes des Wirtsschaftes (H) wird unter Wasser durchtrennt, um den Durchgang der Kontrastmittellösung (F) zu ermöglichen. Kabelbinder, Ventiladapter und Schläuche mit unterschiedlichen Durchmessern helfen, festere Verbindungen zu sichern und Leckagen im System zu vermeiden (G). Die Abbildungen 2B, D und F wurden mit BioRender erstellt. Maßstabsleisten = 2 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

3. Probenvorbereitung und -montage

  1. Waschen Sie die Probe, indem Sie sie 2 Minuten lang in Wasser tauchen.
    VORSICHT: Waschen Sie die Proben nicht in der Spüle, da alle kontrastierenden Lösungen Schwermetallsalze in ihrer Zusammensetzung enthalten. Betrachten Sie das zum Waschen verwendete Wasser als verdünnte kontrastierende Lösung und entsorgen Sie es ordnungsgemäß.
  2. Legen Sie die Probe bei Raumtemperatur in ein Papiertuch, damit überschüssiges Wasser je nach Größe der Probe 2-5 Minuten lang verdunsten kann. Alternativ können Sie die Probe mit Hilfe eines Papiertuchs leicht abtrocknen. Lassen Sie die Probe nicht vollständig austrocknen.
  3. Wickeln Sie die Probe in eine Paraffinfolie ein, indem Sie sie zu einer dünnen Schicht dehnen. Vermeiden Sie es, die Paraffinfolie auf die Probe zu falten.
  4. Montieren Sie die eingewickelte Probe auf einem Probenhalter und halten Sie sie stabil und in Position, während sie sich während des Scannens dreht. Verwenden Sie Klebeband, Schaumstoff mit geringer Dichte, Pipettenspitzen und/oder durchsichtige Kunststoffbehälter, um die Probe an Ort und Stelle zu befestigen.
  5. Scannen Sie die Probe und analysieren Sie die Bilder gemäß den spezifischen Protokollen und Richtlinien, die für das verfügbare Mikro-CT-System festgelegt wurden.

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Ergebnisse

Das Haustorium parasitischer Pflanzen ist ein komplexes Organ, das aus verschiedenen Geweben und Zelltypen besteht, die sich mit dem Gewebe einer anderen Pflanze verflechten und verbinden, die als Wirt verwendet wird20. Mikro-CT-Scans können genutzt werden, um diese komplexe Struktur auf zerstörungsfreie und dreidimensionale Weise besser zu verstehen, wenn sowohl kleine (Abbildung 1A-C) als auch große (Abbildung 1D,E

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Diskussion

Die Verwendung von Schwermetalllösungen zur Verbesserung des Kontrasts von Pflanzengewebe ist zu einem entscheidenden Schritt bei der Probenvorbereitung für die Mikro-CT-Analyse geworden. Staedler et al. haben mehrere Verbindungen, die üblicherweise in Laboratorien für die Mikromorphologie von Pflanzen verfügbar sind, getestet, die die Verwendung von Phosphowolframat als wirksamstes Mittel bei der Penetration von Proben und der Erhöhung des Kontrastindexempfehlen 8. Die hier erzielten Ergebnisse d...

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Offenlegungen

Der Autor hat nichts zu verraten.

Danksagungen

Ich danke Dr. Simone Gomes Ferreira (Mikrotomographie-Labor, Universität von São Paulo, Brasilien) und Dr. Greg Lin (Center for Nanoscale Systems, Harvard University, USA) für ihre überragende Hilfe und unverzichtbare Anwenderschulung für verschiedene Mikrotomographie-Systeme und Datenanalyse-Software. Ich danke auch den Mitarbeitern des EEB-Gewächshauses an der Universität von Connecticut (USA), insbesondere Clinton Morse und Matthew Opel für die Bereitstellung der Exemplare von Viscum minimum. Dr. John Wenzel bot die Möglichkeit und große Hilfe bei der Probenahme von Pyrularia pubera. MSc. Carolina Bastos, MSc. Yasmin Hirao und Talitha Motta halfen sehr bei der Probenahme von Scybalium fungiforme. MSc. Ariadne Furtado sowie Dr. Fernanda Oliveira und Dr. Maria Aline Neves lieferten die Referenz für die Verwendung von Phloxin B für die Analyse endophytischer Pilze. Die Videoaufzeichnung an der Vrije Universiteit Brussel wurde durch die Hilfe von Dr. Philippe Claeys, Dr. Christophe Snoeck, MSc. Jake Griffith, Dr. Barabara Veselka und Dr. Harry Olde Venterink ermöglicht. Die Finanzierung erfolgte durch die Coordination for the Improvement of Higher Education Personnel (CAPES, Brasilien) und die Harvard University Herbaria (USA).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3D-Röntgenmikroskop (XRM) SystemZeiss Versa 620zum Scannen von Pyrularia pubera
3D-Röntgenmikroskop + A2:D22ZeissVersa 620Zum Scannen der Spezies P. pubera
CT-Pro 3D-SoftwareNikonVersion XT 3.1.11Wird zur dreidimensionalen Rekonstruktion von Scans
CT-Vox SoftwareBrukerVersion 3.3.1Wird für die Analyse und Erfassung von Bildern und Videos verwendet
Dragonfly SoftwareObject Research Systems - ORS-VersionWird für die Analyse und Aufnahme von Bildern und Videos verwendet
Glasfläschchen GlasfläschchenInc. SEV2708C-FM-SPVerkauft von VWR - USA; stellen Sie sicher, dass die Fläschchen einem Vakuum von ca. 10 psi standhalten
Inspect-XZeissVersion XT 3.1.11Zur Steuerung des Nikon X-Tek HMXST225 Systems
Jodlösung 0,0282 NWR Chemicals BDHBDH7422-1Verkauft von VWR - USA
Blei Nitrat II PA 500 gVetec361.08Verkauft von SPLab
Mikrotomographie-ScannerBrukerSkyscan1176Wird zum Scannen der Spezies C. americana, S. martianus, und S. fungiforme
Mikrotomographie-ScannerNikonX-Tek HMXST225Wird zum Scannen der Spezies verwendet V. minimum
NRecon SoftwareBrukerVersion 1.0.0Wird für die dreidimensionale Rekonstruktion verwendet
Phosphotungssäurehydrat 3% in wässriger LösungElektronenmikroskopie Sciences101410-756Verkauft von VWR - USA
Kunststofffolie (Parafilm)Heathrow ScientificPM996Verkauft von VWR - USA
Plastik IV Beutel 500 mLTaylor3478Verkauft von Fibra Cirurgica Produkte für Saude
PVC Schlauch 3/4''Nalge Nunc InternationalSC63013-164Verkauft von VWR - USA
ScansystemNikon X-Tek HMXST225zum Scannen von Viscum minimum
ScansystemBruker Skyscan 1176zum Scannen von C. americana
Scout-and-ScanTM SoftwareZeissVersion 16Wird zur Steuerung des Zeiss Versa 620 Systems und zur dreidimensionalen Rekonstruktion von Scans verwendet
DreiwegeventilToToTDMTWVS-5Verkauft von Amazon USA
Zweiteilige SpritzeHSW Henke-Ject4850001000Verwendet ohne der Kolben
VakuumkammerBinder80080-434Verkauft von VWR - USA; inklusive Pumpe und Verbindungsschläuchen
VG Studio Max SoftwareVolume GraphicsVersion 3.0Wird für Analysen und die Aufnahme von Bildern und Videos verwendet
verwendet

Referenzen

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