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Methodenartikel

Mechanischer Konfliktvermeidungstest zur Messung des Schmerzverhaltens bei Mäusen

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DOI:

10.3791/63454

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18. Februar 2022

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1Laboratories of Neuroimmunology, Department of Symptom Research, and the MD Anderson Pain Research Consortium, University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Department of Anesthesiology, Perioperative and Pain Medicine, Stanford University School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Der mechanische Konfliktvermeidungsassay wird als nichtreflexives Auslesen der Schmerzempfindlichkeit bei Mäusen verwendet, um affektiv-motivationale Reaktionen in einer Vielzahl von Mausschmerzmodellen besser zu verstehen.

Zusammenfassung

Schmerz umfasst sowohl sensorische (nozizeptive) als auch affektive (unangenehme) Dimensionen. In präklinischen Modellen wurde der Schmerz traditionell mit reflexiven Tests bewertet, die Rückschlüsse auf die nozizeptive Komponente des Schmerzes zulassen, aber wenig Informationen über die affektive oder motivationale Komponente des Schmerzes liefern. Die Entwicklung von Tests, die diese Schmerzkomponenten erfassen, ist daher translational wichtig. Daher müssen Forscher nicht-reflexive Verhaltensassays verwenden, um die Schmerzwahrnehmung auf dieser Ebene zu untersuchen. Mechanische Konfliktvermeidung (MCA) ist ein etablierter freiwilliger nicht-reflexiver Verhaltensassay, um motivierende Reaktionen auf einen schädlichen mechanischen Reiz in einem 3-Kammer-Paradigma zu untersuchen. Eine Änderung der Standortpräferenz einer Maus, wenn sie mit konkurrierenden schädlichen Reizen konfrontiert wird, wird verwendet, um auf die wahrgenommene Unannehmlichkeit von hellem Licht gegenüber der taktilen Stimulation der Pfoten zu schließen. Dieses Protokoll skizziert eine modifizierte Version des MCA-Assays, mit der Schmerzforscher affektiv-motivationale Reaktionen in einer Vielzahl von Mausschmerzmodellen verstehen können. Obwohl hier nicht ausdrücklich beschrieben, verwenden unsere Beispiel-MCA-Daten das intraplantare vollständige Freund-Adjuvans (CFA), die verschonte Nervenverletzung (SNI) und ein Fraktur- / Casting-Modell als Schmerzmodelle, um das MCA-Verfahren zu veranschaulichen.

Einleitung

Schmerz ist eine komplexe Erfahrung mit sensorischen und affektiven Komponenten. Eine Verringerung der Schmerzwahrnehmungsschwelle und Überempfindlichkeit gegen thermische und/oder mechanische Reize sind Schlüsselmerkmale dieser Erfahrung, die reizbeschworene Schmerzverhaltenstests erfassen können (wie Hargreaves' Test der Hitzeempfindlichkeit und der von Frey-Test der mechanischen Empfindlichkeit)1,2. Obwohl solche Tests robuste und reproduzierbare Ergebnisse liefern, sind sie durch ihre Abhängigkeit von einem reflexiven Rückzug aus einem wahrgenommenen schädlichen Reiz begrenzt. Dies hat die anhaltende Abhängigkeit der Schmerzforschung allein von diesen Tests in Frage gestellt. Zu diesem Zweck erforschen Schmerzforscher seit mehreren Jahren alternative/komplementäre Verhaltenstests für die Verwendung in Nagetierschmerzmodellen, um mehr von den affektiven und / oder motivierenden Komponenten des Schmerzes zu erfassen. Diese nicht evozierten, freiwilligen oder nicht-reflexiven Maßnahmen (z. B. Radlauf, Grabungsaktivität, konditionierte Platzpräferenz 3,4,5) werden implementiert, um die Übersetzbarkeit der präklinischen Schmerzforschung zu verbessern.

Der MCA-Assay (Mechanical Conflict Avoidance) wurde ursprünglich von Harte et al. in 20166 beschrieben, wird überwiegend bei Ratten 7,8 verwendet und stellt eine Modifikation eines früheren Ansatzes dar - des Paradigmas der Ortsfluchtvermeidung. Bei diesem Ansatz wird ein schädlicher Reiz der Hinterpfote in einer ansonsten wünschenswerten (dunklen) Kammer durchgeführt, um ein zielgerichtetes Verhalten des Tieres zu fördern, um einer solchen Stimulation zu entkommen / auszuweichen 9,10. Anstatt sich auf die manuelle schädliche Stimulation der Hinterpfote durch einen Beobachter zu verlassen, zwingt der MCA-Assay die Mäuse, einen potenziell schädlichen Reiz auszuhandeln, um einer aversiven Umgebung zu entkommen und die dunkle Kammer zu erreichen. Der Konflikt / die Vermeidung, die dem Assay seinen Namen gibt, ergibt sich aus diesen beiden konkurrierenden Motivationen: Flucht aus hell erleuchteten Bereichen und Vermeidung einer schädlichen Stimulation der Pfoten. Der MCA-Assay teilt auch Merkmale mit konditionierten Ortspräferenztests, bei denen die Paarung von Schmerzlinderung mit Umwelthinweisen Verhaltensänderungen hervorruft, die eine Präferenz für den schmerzlindernden / belohnenden Kontextwiderspiegeln 11.

Grundsätzlich teilen alle diese Assays einen ähnlichen Ansatz: Die Verwendung einer Verschiebung der Präferenz eines Tieres für eine aversive Umgebung gegenüber einer anderen als Indikator für seinen affektiven / motivationalen Zustand. Der MCA-Assay ist ein 3-Kammer-Paradigma, das aus einer hell erleuchteten Kammer besteht, gefolgt von einer dunklen mittleren Kammer mit höhenverstellbaren Sonden und einer dunklen dritten Kammer ohne aversive Reize. Eine unverletzte Maus ist typischerweise motiviert, in eine dunkle Kammer zu entkommen, angesichts der angeborenen Abneigung von Nagetieren gegen helles Licht12. In diesem Beispiel überwindet die natürliche Motivation, einer hell erleuchteten Umgebung zu entkommen, die Abneigung, auf Hinterpfotenstimulation (die verstellbaren Höhensonden) zu stoßen, die ausschließlich in der abgedunkelten Umgebung auftritt. Im Gegensatz dazu kann sich eine Maus, die Schmerzen hat (z. B. aufgrund von Entzündungen oder Neuropathie), dafür entscheiden, mehr Zeit in der hell erleuchteten Umgebung zu verbringen, da die Motivation besteht, die unangenehme taktile Erfahrung der mechanischen Sonden bei der Einstellung einer anhaltenden taktilen Überempfindlichkeit zu vermeiden.

Dieser Artikel beschreibt eine modifizierte Version des MCA-Assays. Wir haben die ursprüngliche Methode (die bei Ratten6 durchgeführt wurde) für die Anwendung bei Mäusen angepasst. Wir haben auch die Anzahl der getesteten Sondenhöhen von sechs auf drei (0, 2 und 5 mm über der Bodenhöhe) reduziert, um die Datenerfassung zu rationalisieren. Dieser Ansatz wurde in mehreren Schmerzmodellen getestet und mit bekannten Analgetika validiert, was darauf hindeutet, dass Schmerzüberempfindlichkeit und / oder die damit verbundenen affektiven und motivationalen Veränderungen diese Verhaltensänderungen vorantreiben. Dieser Ansatz ist relativ schnell durchzuführen und anpassungsfähig im Vergleich zu anderen nichtreflexiven Maßnahmen, die viele Tage der Gewöhnung und des Trainings erfordern können 1,2. In Verbindung mit anderen Schmerzmessungen kann MCA wertvolle Einblicke in die affektiven und motivationalen Aspekte von Schmerz generieren.

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Protokoll

Alle Experimente mit der Verwendung von Mäusen und den darin angewandten Verfahren wurden von den Institutional Animal Care and Use Committees des MD Anderson Cancer Center und der Stanford University in strikter Übereinstimmung mit dem Leitfaden der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren genehmigt.

1. MCA-Konstruktion

  1. Baukammer 1 mit folgenden Abmessungen: 125 mm x 125 mm x 125 mm (Breite x Tiefe x Höhe) aus undurchsichtigem weißem 3 mm starkem Acryl, das für die Seitenwände, den Boden und die Decke verwendet wird. Verwenden Sie ein klares 3 mm starkes Acryl für die nach vorne gerichtete Wand. Kleben Sie alle Seiten rechtzeitig im Voraus mit speziellem Acrylkleber zusammen.
    ACHTUNG: Acrylkleber gilt als Gefahrgut (brennbar, dampfschädlich, kann beim Verschlucken schädlich sein, Haut oder Augen reizen). Solche Klebstoffe sollten nur in Übereinstimmung mit den Anweisungen des Herstellers verwendet werden (d. h. mit geeigneter PSA in einem gut belüfteten Bereich).
  2. Befestigen Sie den Deckel von Kammer 1 mit einem Scharnier, damit Mäuse leicht in die Kammer gelegt und aus ihr entnommen werden können. Befestigen Sie selbstklebendes Leuchtdiodenband (LED) an der Innenseite des Deckels, um eine Beleuchtung von ~ 4800 Lux zu erzielen.
  3. Schließen Sie Kammer 1 vom Rest der MCA ab, indem Sie eine undurchsichtige Acrylplatte in und aus der Position schieben.
  4. Konstruieren Sie die MCA-Testkammer, Kammer 2, als eine 270 mm lange, unbeleuchtete Kammer, die auf allen Seiten aus durchscheinendem dunkelrotem Acryl (3 mm dick) gefertigt ist, mit einem aufklappbaren Deckel auf der Oberseite. Platzieren Sie ein 13 x 31 Raster von 2 mm Löchern auf dem Boden von Kammer 2, durch das eine Reihe von stumpfen Sonden mit Spitzen von 0,5 mm Durchmesser (z. B. abgestumpfte Kartenstifte) hervorstehen kann.
    HINWEIS: Blunt-Pins mit einem Schleifpapierblock mit 120 Körnungen oder ähnlichem. Reinigen Sie sie in warmem Wasser mit Reinigungsmittel, bevor sie mit sporizidem Desinfektionsmittel desinfiziert werden.
  5. Stellen Sie die Höhe der Sonden ein, indem Sie zusätzliche Acrylplatten unter die Tastgrundplatte legen (Abbildung 1). Konfigurieren Sie das Gerät bei diesem Ansatz mit drei Einstellungen: 0 mm, 2 mm und 5 mm Sondenhöhe.
  6. Als Alternative zu abgestumpften Kartenstiften oder ähnlichen Materialien verwenden Sie die 3D-Druckerdateien, um den Boden von Kammer 2 und die Sondenplatte zu drucken (siehe Zusatzdatei 1: SpikeBed-MCA.stl, die sich auf die mechanischen Sonden bezieht, und Zusatzdatei 2: MCA_baseplate.stl, die den Boden von Kammer 2 bildet).
    HINWEIS: Wenn der 3D-Druck nicht verfügbar ist, kleben Sie die Pins mit demselben Acrylkleber auf eine Acrylplatte, der zum Konstruieren der Wände des Geräts verwendet wurde.
  7. Drucken Sie mit einem waschbaren und biokompatiblen Material, wie z.B. Nylon 12 Kunststoff oder ähnlich (empfohlen).
  8. Konstruieren Sie Kammer 3 mit folgenden Abmessungen: 125 mm x 125 mm x 125 mm als unbeleuchtete durchscheinende dunkelrote Acrylbox (auf allen Seiten), die am gegenüberliegenden Ende von Kammer 1 platziert ist. Legen Sie einen Klappdeckel auf die Kammer, ähnlich wie in den Kammern 1 und 2. Diese Kammer dient als abgedunkelter Fluchtbereich vor den mechanischen Sonden in Kammer 2.

2. MCA-Gewöhnung und Testen der Maus

  1. Wie bei allen Experimenten mit Verhaltensergebnissen bei Tieren, sollten Sie eine angemessene Randomisierung und Verblindung beobachten, um mögliche Verzerrungen zu minimieren.
    HINWEIS: Die repräsentativen Ergebnisse wurden unter Verwendung von 8-12 Wochen alten männlichen und weiblichen C57BL/6J-Mäusen (Jackson Laboratories Stammnummer 000664) generiert. Die Mäuse wurden sozial untergebracht, bis zu 5 pro Käfig, mit Zugang zu Nahrung und Wasser ad libitum und einem Lichtzyklus von 07:00 h bis 19:00 h. Die MCA fand in der Lichtperiode zwischen 09:00 Uhr und 12:00 Uhr statt.
  2. Einen Tag bevor Baseline-Tests geplant sind, akklimatisieren Sie Mäuse für 5 Minuten (Minimum) bis 15 min (maximal) mit ihren Käfigkameraden an die MCA-Einheit, um die soziale Erkundung des gesamten Geräts zu erleichtern.
  3. Stellen Sie während des gesamten Prozesses sicher, dass die LEDs in Kammer 1 ausgeschaltet sind, die Barriere zwischen den Kammern 1 und 2 offen bleibt und die Sonden auf eine Höhe von Null eingestellt sind (d. h. nicht durch den Boden von Kammer 2 ragen).
  4. Führen Sie einen Baseline-Test an Mäusen durch (optional), wenn die Studie Tiere mit negativer Kontrolle umfasst (z. B. Scheinoperationen oder Fahrzeuginjektionskontrollen). Verwenden Sie auf Wunsch einen Baseline-Test, um unverletzte Ausreißer auszuschließen, die niemals in Kammer 2 gelangen, obwohl sich dies nicht als notwendig erwiesen hat. Falls verwendet, melden Sie alle Ausschlusskriterien und die Anzahl der ausgeschlossenen Mäuse.
    1. Bevor Sie mit dem Testen beginnen, richten Sie eine Videokamera ein, die 1080p-Aufnahmen auf einem Stativ mit einer seitlichen Ansicht des gesamten MCA-Geräts aufnehmen kann. Passen Sie das Sichtfeld so an, dass der MCA das aufgenommene Bild ausfüllt.
    2. Sobald die Aufnahme beginnt, halten Sie eine Handheld-Trockenlöschtafel in das Sichtfeld der Kamera, um den Beginn des Videos mit identifizierenden Informationen über den Testlauf des Tieres zu kennzeichnen (z. B. Maus-ID, Sondenhöhe, Datum, Uhrzeit usw.).
    3. Legen Sie für den ersten Durchlauf die Sondenhöhe auf Null fest. Bringen Sie die zu testende Maus aus dem Heimkäfig in die Kammer 1 mit der Schrankentür. Starten Sie einen Timer, der im aufgezeichneten Filmmaterial sichtbar ist.
      HINWEIS: Der Timer stellt sicher, dass die Intervalle zwischen den verschiedenen Teilen des Tests zwischen den Läufen konsistent sind.
    4. Nach 10 s schalten Sie die Kammer 1 LEDs ein. Nachdem sich die Maus 20 Sekunden lang in der beleuchteten Kammer befunden hat, ziehen Sie die Barriere zwischen den Kammern 1 und 2 zurück.
    5. Beobachten Sie das Tier für 2 min. Messen Sie Latenzen und/oder Verweilzeiten mit einer Stoppuhr, während der Test läuft. Alternativ kann das Videomaterial analysiert werden, sobald die Tests abgeschlossen sind.
      HINWEIS: Aus Gründen des Durchsatzes und der Vermeidung längerer Exposition gegenüber aversiven Reizen wurde der Cutoff auf 2 min festgelegt.
    6. Messen Sie eines oder mehrere der verschiedenen nützlichen Ergebnisse, die identifiziert wurden (siehe unten; Abbildung 1). Es wird empfohlen, alle 5 Ergebnismaße zu analysieren, wenn mit dem Testen begonnen wird, um festzustellen, welche Aspekte des Verhaltens sich in einem bestimmten Versuchsaufbau unterscheiden.
      1. Option I: Notieren Sie die Latenz bis zum ersten Eingang in Kammer 2. Option II: Notieren Sie die Latenz, um mehr als die Hälfte von Kammer 2 zu überqueren. Option III: Zeichnen Sie die gesamte Verweildauer in Kammer 2 auf. Option IV: Notieren Sie sich die Latenz, um Kammer 3 zu erreichen (Escape). Option V: Ähnlich wie bei Option II wird die Gesamtverweilzeit in jeder Kammer innerhalb von 2 Minuten aufgezeichnet und in Proportionen umgerechnet.
        HINWEIS: Da jedes Experiment einzigartig ist und durch biologische Faktoren und Verhaltensänderungen, die für das Krankheitsmodell einzigartig sind, beeinflusst werden kann, können Forscher mit diesen und anderen Maßnahmen in ihren eigenen Händen experimentieren.
    7. Sobald die Tests abgeschlossen sind, bringen Sie die Maus in ihren Heimkäfig zurück, reinigen Sie die MCA-Kammern mit 70% Ethanol und lassen Sie sie vollständig trocknen.
      HINWEIS: Fäkale Boli können in der Regel relativ einfach mit Papiertüchern vor dem Ethanol / Desinfektionsmittel aus der Kammer gereinigt werden. Wenn eine gründlichere Reinigung erforderlich wird, können die Kammern 2 und 3 demontiert und in warmes Seifenwasser getaucht werden.
    8. Nachdem Sie alle Mäuse in einer Kohorte mit einer auf Null eingestellten Sondenhöhe ausgeführt haben, setzen Sie eine 3-mm-Acrylplatte unter die mechanische Tastgrundplatte ein und wiederholen Sie die Schritte 2.4.2 bis 2.4.7 mit einer Sondenhöhe von 2 mm.
    9. Nachdem alle Mäuse mit einer Sondenhöhe von 2 mm ausgeführt wurden, wird eine zweite 3-mm-Acrylplatte unter die Tastergrundplatte eingeführt und die Schritte 2.4.2 bis 2.4.7 mit einer Sondenhöhe von 5 mm wiederholt.
      HINWEIS: Eine Gruppe von 8 Mäusen kann mit diesem Ansatz in ca. 2 h getestet werden. Verwenden Sie kleinere Gruppengrößen, wenn ein genaueres Post-Drug-Timing erforderlich ist (z. B. für ein Drogenzeitkursexperiment).
    10. Führen Sie am Ende einer Testsitzung eine Endreinigung mit einem Desinfektionsmittel durch.
  5. Wiederholen Sie die Tests nach Induktion einer Schmerzüberempfindlichkeit und / oder mit medikamentöser Behandlung.
  6. Vergleichen Sie die Leistung jeder Maus zu Studienbeginn mit ihrer Leistung, nachdem der Schmerz ausgelöst wurde. Bewerten Sie die Auswirkungen einer pharmakologischen Intervention, indem Sie fahrzeugbehandelte Tiere zum gleichen Zeitpunkt mit medikamentös behandelten Tieren vergleichen.
  7. Führen Sie eine nicht-parametrische statistische Analyse durch (z. B. den Mann Whitney U-Test), wenn die Tiere den 2-minütigen Grenzwert erreichen, ohne das gewünschte Ergebnismaß zu erfüllen, was zu nicht kontinuierlichen Daten führt.

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Ergebnisse

Der MCA-Assay wurde erfolgreich mit mehreren mechanistisch unterschiedlichen Mausschmerzmodellen eingesetzt. Abbildung 2 zeigt Daten, bei denen das Ergebnismaß der Wahl den Mittelpunkt von Kammer 2 kreuzte (Abbildung 2A). Die Daten, die durch die Verwendung des Halbwegs versus Flucht in Kammer 3 erhalten wurden, sind sehr ähnlich, ~ 40 s für die Hälfte des Weges gegenüber ~ 45 s für die Flucht aus Kammer 3 im SNI-Modell (SNI) für neuropathische Schmerzen mit 5 m...

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Diskussion

Wie bei allen Verhaltenstests ist die richtige Handhabung, Randomisierung und Verblindung für die Behandlung von Tieren überall unerlässlich. Angesichts der multifaktoriellen Inputs in komplexe Verhaltensweisen und Entscheidungen ist es unerlässlich, dass Tiere so konsequent wie möglich behandelt, gewöhnt und getestet werden, während die Not minimiert wird. Es sollte auch darauf geachtet werden, das Timing der Mausplatzierung in Kammer 1 zu reproduzieren, die LED-Leuchten einzuschalten und die Barriere zu entfernen, da U...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine relevanten Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

GM wird durch ein NDSEG Graduate Fellowship unterstützt. VLT wird von NIH NIGMS Grant #GM137906 und der Rita Allen Foundation unterstützt. AJS wird durch die Zuschüsse des Verteidigungsministeriums W81XWH-20-1-0277, W81XWH-21-1-0197 und die Rita Allen Foundation unterstützt. Wir danken Dr. Alexxai Kravitz von der Washington University School of Medicine für die Gestaltung und freie Bereitstellung der 3D-Druckerdateien für den Boden und die Sondenplatte der Kammer 2.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
32,8 Fuß 3000K-6000K Tunable White LED-Streifenleuchten, dimmbare superhelle LED-Bandleuchten mit 600 SMD 2835 LEDsLeproSKU: 410087-DWW-USFür die Beleuchtung von Kammer 1. https://www.lepro.com/32ft-dimmable-tunable-white-led-strip-lights.html
3D-gedrucktes 'Spike-Bett' und 'Kammer 2 Boden'FormwegeN / AOptional, für mechanische Sonden als Alternative zu abgestumpften Map-Pins.
70% EthanolVerschiedenesN/AZur Reinigung von MCA zwischen Mäusen.
Acryl-Scharnier 2TAP PlasticsN/Azur Befestigung von Kammerdeckeln an Rückwänden. https://www.tapplastics.com/product/plastics/handles_hinges_latches/acryl_hinge_2/122
Chemcast Cast Acryl Platte, klarTAP PlasticsN/A3mm stark. Für die Vorderwand der Kammer 1. https://www.tapplastics.com/product/plastics/cut_to_size_plastic/acrylic_sheets_cast_clear/510
Chemcast Cast Transparent Farbiges Acryl, Transparent Dunkelrot - 50%TAP KunststoffeN/A3mm dick. 50% Lichtdurchlässigkeit. Für Wände und Deckel der Kammern 2 und 3. https://www.tapplastics.com/product/plastics/cut_to_size_plastic/acrylic_sheets_transparent_colors/519
Chemcast Transluzent & Undurchsichtiges farbiges gegossenes Acryl, Schild undurchsichtig weiß - 0,1%TAP KunststoffeN/A3mm dick. Für Seitenwände und Deckel der Kammer 1. https://www.tapplastics.com/product/plastics/cut_to_size_plastic/acrylic_sheets_color/341
Desinfektionsmittel (z. B. Quatricide)Pharmacal Research Laboratories, Inc.65020FZur Desinfektion von MCA am Ende einer Testsitzung.
Trocken abwischbare Marker und TafelVerschiedenes N/AZum Hinzufügen von experimentellen Informationen am Anfang von Videomaterial.
Kennfeld-PinsVerschiedeneN/AOptional, für mechanische Taster. Verwenden Sie Schleifpapier, um scharfe Spitzen vor dem Gebrauch abzustumpfen. Kann anstelle von 3D-gedruckten Teilen verwendet werden.
PapierhandtücherVerschiedenes N/AZur Reinigung/Desinfektion von MCA.
SCIGRIP Weld-On #3 Acryl ZementTAP PlasticsN/AZum Zusammenfügen von Acrylplatten zu Kammern und zum Anbringen von Scharnieren. https://www.tapplastics.com/product/repair_products/plastic_adhesives/weld_on_3_cement/131
StoppuhrVerschiedenesN/AZur Aufzeichnung von Fluchtlatenzen/Verweilzeiten in Echtzeit oder aus aufgezeichneten Videos.
TimerVerschiedeneN/AUm sicherzustellen, dass das Einschalten der LED, das Entfernen der Barriere und der Abschluss des Tests konsistent getaktet sind.
VideokameraVerschiedeneHDRCX405 Handycam CamcorderZum Aufzeichnen des Mausverhaltens auf dem MCA-Gerät. Kann durch jede Videokamera der Verbraucherklasse mit einer Auflösung von 1080p ersetzt werden.
StativFamallN/AJedes Stativ, das die Kamera auf Bankhöhe halten kann, um MCA-Aufnahmen aufzunehmen, ist akzeptabel.

Referenzen

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