Echtzeit-Detektion und Erfassung invasiver Zellsubpopulationen aus Co-Kulturen

Summary

Wir beschreiben einen Ansatz zum Nachweis und zur Erfassung invasiver Zellsubpopulationen in Echtzeit. Das experimentelle Design verwendet die Echtzeit-Zellanalyse, indem Änderungen in der elektrischen Impedanz von Zellen überwacht werden. Invasive Krebs-, Immun-, Endothel- oder Stromazellen in komplexen Geweben können eingefangen und die Auswirkungen von Kokulturen beurteilt werden.

Abstract

Invasion und metastasierende Ausbreitung von Krebszellen sind die Haupttodesursache durch Krebs. Assays, die früh entwickelt wurden, um das invasive Potenzial von Krebszellpopulationen zu messen, erzeugen typischerweise eine Einzelendpunktmessung, die nicht zwischen Krebszellsubpopulationen mit unterschiedlichem invasivem Potenzial unterscheidet. Außerdem besteht die Tumormikroumgebung aus verschiedenen residenten Stroma- und Immunzellen, die das invasive Verhalten von Krebszellen verändern und daran teilnehmen. Das Eindringen in Gewebe spielt auch eine Rolle bei Immunzellsubpopulationen, die Mikroorganismen abwehren oder erkrankte Zellen aus dem Parenchym und den Endothelzellen während des Gewebeumbaus und der Angiogenese eliminieren. Die Echtzeit-Zellanalyse (Real-Time Cellular Analysis, RTCA), die Impedanz-Biosensoren zur Überwachung der Zellinvasion verwendet, war ein wichtiger Schritt über die Endpunktmessung der Invasion hinaus: Sie ermöglicht kontinuierliche Messungen im Laufe der Zeit und kann somit Unterschiede in den Invasionsraten aufdecken, die im Endpunktassay verloren gehen. Mit der aktuellen RTCA-Technologie haben wir Zweikammer-Arrays erweitert, indem wir eine weitere Kammer hinzugefügt haben, die Stroma- und / oder Immunzellen enthalten kann und es ermöglicht, die Invasionsrate unter dem Einfluss von sezernierten Faktoren aus kokultivierten Stroma- oder Immunzellen im Laufe der Zeit zu messen. Darüber hinaus ermöglicht das einzigartige Design jederzeit das Ablösen von Kammern und die Isolierung der invasivsten Krebszelle oder anderer Zellsubpopulationen, die in heterogenen Mischungen von getesteten Tumorisolaten vorhanden sind. Diese invasivsten Krebszellen und andere Zellsubpopulationen treiben das maligne Fortschreiten zu metastasierenden Erkrankungen voran, und ihre molekularen Eigenschaften sind wichtig für eingehende mechanistische Studien, die Entwicklung diagnostischer Sonden für ihre Erkennung und die Bewertung von Schwachstellen. So kann die Einbeziehung von nieder- oder großmolekularen Medikamenten genutzt werden, um das Potenzial von Therapien zu testen, die auf Krebs und/oder Stromazellsubpopulationen abzielen, mit dem Ziel, invasives Verhalten zu hemmen (z. B. Krebszellen) oder zu verstärken (z. B. Immunzellen).

Introduction

Die Zellinvasion ist ein wichtiger Prozess, der es Zellen ermöglicht, Basalmembranbarrieren als Reaktion auf Umwelthinweise von Stromazellen zu überwinden. Es ist ein entscheidender Schritt in mehreren Entwicklungsstadien für Immunantworten, Wundheilung, Gewebereparatur und Malignome, die von lokalen Läsionen zu invasiven und metastasierenden Krebsarten übergehen können¹. Assays, die früh entwickelt wurden, um das invasive Potenzial von Zellpopulationen zu messen, erzeugen typischerweise eine Einzelendpunktmessung oder erfordern eine Vormarkierung invasiver Zellen². Die Integration von Mikroelektronik- und Mikrofluidik-Techniken wird nun entwickelt, um verschiedene Aspekte der Zellbiologie wie Lebensfähigkeit, Bewegung und Befestigung unter Verwendung der elektrischen Impedanz lebender Zellen auf Mikroelektroden ^3,4 zu erkennen. Die Impedanzmessung ermöglicht eine markierungsfreie, nicht-invasive und quantitative Beurteilung des Zellstatus³. Hier beschreiben wir ein dreikammeriges Array, das auf dem Design des Real-Time Cellular Analysis (RTCA) -Systems basiert, das von Abassi et ^al.5 entwickelt wurde. Das dreikammerige Array ermöglicht die Beurteilung von kokultivierten Zellen auf zelluläre Invasion und die Erholung invasiver Zellen für zusätzliche Analysen oder Expansion.

Im Zellanalysatorsystem dringen Zellen durch eine extrazelluläre Matrix ein, die auf eine poröse Membran aufgetragen ist, und erreichen ein interdigitalisiertes Elektrodenarray, das auf der gegenüberliegenden Seite der Barriere positioniert ist. Da die invasiven Zellen dieses Elektrodenarray im Laufe der Zeit weiter anheften und besetzen, ändert sich die elektrische Impedanz parallel. Das aktuelle System besteht aus einer CIM-Platte (Cell Invasion and Migration) mit zwei Kammern. Das RTCA-DP (Dual Purpose) (fortan Dual Purpose Cell Analyzer genannt) Gerät enthält Sensoren zur Impedanzmessung und integrierte Software zur Analyse und Verarbeitung der Impedanzdaten. Die Impedanzwerte zu Studienbeginn hängen von der Ionenstärke der Medien in den Vertiefungen ab und werden geändert, wenn sich die Zellen an die Elektroden anlagern. Die Impedanzänderungen hängen von der Anzahl der Zellen, ihrer Morphologie und dem Ausmaß ab, in dem sich die Zellen an die Elektroden anheften. Eine Messung der Vertiefungen mit Medien vor der Zugabe der Zellen wird als Hintergrundsignal betrachtet. Der Hintergrund wird von den Impedanzmessungen abgezogen, nachdem das Gleichgewicht erreicht wurde, wobei sich die Zellen an die Elektroden anheften und sich auf sie ausbreiten. Ein einheitsloser Parameter des Status der Zellen auf einer Elektrode namens Cell Index (CI) wird wie folgt berechnet: CI = (Impedanz nach Gleichgewicht - Impedanz in Abwesenheit von Zellen) / Nennimpedanzwert⁶. Wenn Migrationsraten verschiedener Zelllinien verglichen werden, kann der Delta CI verwendet werden, um den Zellstatus unabhängig von dem Unterschied in der Befestigung zu vergleichen, der in den ersten Messungen dargestellt wird.

Das neu entwickelte dreikammerige Array baut auf dem bestehenden Design auf und verwendet die obere Kammer des Zweizweck-Zellanalysatorsystems, das die Elektroden enthält. Die modifizierten mittleren und unteren Kammern sind so angepasst, dass sie mit der integrierten Software in den Zweizweck-Zellanalysator zur Impedanzmessung und -analyse passen. Die beiden wichtigsten Fortschritte, die das neue Design gegenüber der bestehenden Zweikammer-CIM-Platte (von nun an Zellanalysatorplatte genannt) bietet, sind: i) die Fähigkeit, sich zu erholen und dann invasive Zellsubpopulationen zu analysieren, die in heterogenen Zellmischungen vorhanden sind, und ii) die Option, den Einfluss von sezernierten Faktoren aus kokultivierten Stroma- oder Immunzellen auf die Zellinvasion zu bewerten (Abbildung 1).

Diese Technologie kann bei der Untersuchung der Subpopulationen von Zellen mit unterschiedlichen invasiven Fähigkeiten nützlich sein. Dazu gehören (a) invasive Krebszellen, die in umliegende Gewebe oder Blut- und Lymphgefäße eindringen oder an metastasierten Aussaatstellen in entfernten Organen extravasieren, (b) Zellen des Immunsystems, die in Gewebe eindringen, um Krankheitserreger oder erkrankte Zellen zu bekämpfen, (c) Endothelzellen, die während der Gewebereorganisation oder Wundheilung in Gewebe eindringen, um neue Blutgefäße zu bilden, sowie (d) Stromazellen aus der Tumormikroumgebung, die zusammen mit Krebszellen unterstützen und eindringen. Der Ansatz ermöglicht die Einbeziehung von stromalem Cross-Talk, das die Zellmotilität und -invasion modulieren kann. Die hier gezeigten Machbarkeitsstudien verwenden dieses modifizierte Array, das sich auf die Invasion von Krebszellen und die Interaktion mit dem Stroma als Modellsystem konzentriert, einschließlich der endothelialen Invasion als Reaktion auf differentielle Signale von Krebszellen. Der Ansatz kann extrapoliert werden, um Krebszellen und andere Zelltypen wie Subpopulationen von Immunzellen, Fibroblasten oder Endothelzellen zu isolieren. Wir haben invasive und nicht-invasive etablierte Brustkrebszelllinien als Proof of Principle getestet. Wir verwendeten auch Zellen aus der Invasion von Patienten-abgeleiteten Xenotransplantaten (PDX) als Reaktion auf Immunzellen aus menschlichem Knochenmark, um die Machbarkeit für den zukünftigen Einsatz auch in klinischen Diagnoseumgebungen zu zeigen. PDX sind Patiententumorgewebe, die in ein immungeschwächtes oder humanisiertes Mäusemodell implantiert werden, um die Untersuchung von Wachstum, Progression und Behandlungsmöglichkeiten für den ursprünglichen Patienten^zu ermöglichen ^7,8.

Protocol

Die Studie wurde vom Institutional Review Board der Georgetown University (IRB # 2002-022) überprüft und als "befreit" betrachtet. Frisch geerntetes Knochenmarkgewebe wurde aus entsorgten gesunden menschlichen Knochenmarksammelfiltern entnommen, die de-identifiziert worden waren.

1. Neues Kammerdesign (Abbildung 2)

1. Öffnen Sie eine neue Zweikammer-Zellanalysatorplatte. Stellen Sie die obere Kammer mit Elektroden beiseite.
2. Rasieren Sie mit einer Fräsmaschine 2 mm der U-förmigen Bodenvertiefungen der Zellanalysatorplatte ab.
3. Befestigen Sie eine 2 cm x 7 cm große Polyethersulfonmembran (PES) mit einer Porengröße von 0,2 μm mit UV-kuratiertem Klebstoff am Boden der rasierten Vertiefungen. Planen Sie 30 Minuten Aushärtungszeit ein, um sicherzustellen, dass der Kleber vollständig ausgehärtet und inert ist.
4. Schneiden Sie mit einer Fräsmaschine zwei Längsschlitze (1,5 mm x 5,6 mm) an den Seiten aus, um in die Grate der neu hergestellten dritten Kammer einzurasten.
5. Erstellen Sie mit einer Fräsmaschine eine dritte Polycarbonatkammer, die die Gesamtabmessungen der Zellanalysatorplatte nachbildet. 72 mm x 18 mm (Materialverzeichnis).
6. Erstellen Sie Vertiefungen mit einer Tiefe von 4,8 mm und einem Durchmesser von 4,75 mm, um das 16-Well-Design der Zellanalysatorplatte zu replizieren. Dies ermöglicht 90 μL Volumen pro Well.
7. An den Seiten erzeugen Sie zwei dreieckige Grate, so dass die Kammer in die ursprünglichen Schlitze einrastet, die in Schritt 1.4 erstellt wurden. Der horizontale Teil des Dreiecks beträgt 1,5 mm, der vertikale 1,4 mm und die Hypotenuse 2,052 mm.
8. Erstellen Sie auf der kurzen Seite einen Knopf mit einem Durchmesser von 50,8 mm und einer Höhe von 1,397 mm, der in die Kerbe der Originalplatte passt (Abbildung 2, Mitte).
9. Verwenden Sie eine 0,9 mm dicke Gummischeibe für jedes Bohrloch, um eine versiegelte Passform zu gewährleisten.

2. Zellkultur (MDA-MB-231, DCIS, DCIS-Δ4, J2-Fibroblasten)

1. Waschen Sie adhärente Zellkulturen (~ 70% Konfluenz) mit 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).
2. Fügen Sie 0,05% Trypsin-EDTA-Lösung hinzu, um die Zellen abzuheben.
3. Neutralisieren Sie die Trypsinlösung mit serumhaltigen Zellkulturmedien und zählen Sie die Zellen mit einem Aliquot der Zellsuspension.
   HINWEIS: Die spezifischen Zellkulturmedien finden Sie in Tabelle 1.

3. Patientenabgeleitete Xenotransplantat-Dissoziation

1. Ein frisches Tumorstück (1 cm²) mit einem sterilen Skalpell in feinen Brei schneiden.
2. In ein 50 ml konisches Rohr mit 20 ml DMEM F12-Medien geben, ergänzt mit 3 mg/ml Trypsin und 2 mg/ml Kollagenase.
3. Inkubieren Sie in einem Thermoshaker (150 U / min) bei 37 ° C für 20 min.
4. Drehen Sie das Rohr bei 500 x g für 5 min; Entfernen Sie den Überstand.
5. Fügen Sie 20 μL DMEM F12 + 2% FBS hinzu, um die Zellen zu waschen; Drehen Sie 5 Minuten lang mit 300 x g und entfernen Sie den Überstand. Wiederholen Sie das Waschen noch zwei weitere Male.
6. Resuspendieren Sie in 1 ml PDX-Medien (Tabelle 1), um die Zellen zu zählen.

4. Knochenmarkzellextraktion

1. Spülen Sie den Auffangfilter für Knochenmark (BM) mit 25 ml 1x PBS.
   HINWEIS: In dieser Studie wurde PBS zu einem gebrauchten BM-Sammelfilter aus dem Krankenhaus hinzugefügt, um den verbleibenden BM im Filter zu sammeln.
2. Fügen Sie das gespülte BM langsam zu einem konischen 50-ml-Rohr mit 25 ml Dichtegradientenmedium hinzu, wobei Sie darauf achten, die Schichten so getrennt wie möglich zu halten.
3. Drehen bei 800 x g für 20 min bei 18 °C
4. Siphonieren Sie die oberen Schichten nach der Zentrifugation ab (Fett / Plasma) und übertragen Sie 5 ml der weißen Schicht über dem Dichtegradientenmedium, das die BM-Zellen enthält, auf ein konisches 15-ml-Rohr.
   HINWEIS: Alternativ tauchen Sie eine 5-ml-Pipette in die oberste Schicht, bis sie die mittlere Schicht (BM) berührt, und pipettieren Sie die mittlere Schicht sehr langsam, ohne die Pipette zu bewegen.
5. Füllen Sie das 15 ml konische Rohr mit 1x PBS (~10 mL) und drehen Sie es bei 300 x g für 15 min.
6. Entfernen Sie den Überstand; das verbleibende weiße Pellet ist das BM.
7. Wenn rote Blutkörperchen im Pellet beobachtet werden, fügen Sie 5 ml RBC-Lyselösung hinzu (Tabelle der Materialien) und lassen Sie es 5 Minuten bei Raumtemperatur (RT) einwirken. Drehen Sie 5 Minuten lang mit 300 x g und entfernen Sie den Überstand.
8. Fügen Sie 10 ml 1x PBS hinzu, um die Zellen zu waschen, drehen Sie 5 Minuten lang mit 300 x g und entfernen Sie den Überstand. Wiederholen Sie die RBC-Lyse (Schritt 4.7), bis das Pellet weiß ist.

5. Zellaussaat und -montage

1. Legen Sie alle drei sterilen Kammern in die Gewebekulturhaube.
2. Suchen Sie den Knopf an der kurzen Seite der unteren Kammer. Richten Sie die untere Kammer so aus, dass der Knopf dem Experimentator zugewandt ist.
3. Fügen Sie 30.000-50.000 Zellen in 90 μL Medien zu jeder Vertiefung der unteren Kammer hinzu. Vermeiden Sie die Bildung von Blasen. Dies sind die Stromazellen, die sezernierte Faktoren liefern, aber von den Elektroden der oberen Kammer nicht erkannt werden.
4. Verwenden Sie 5% fetale Rinderserum-ergänzte Medien in zwei unteren Kammervertiefungen als Positivkontrolle für die Zellmotilität. Verwenden Sie 0% serum-ergänzte Medien als Negativkontrolle.
5. Lassen Sie die untere Kammer mit den Zellen 10-15 Minuten in der Haube sitzen, um sich niederzulassen.
   HINWEIS: Dieser Schritt wird empfohlen, wenn Zellen adhärent sind oder in Suspension wachsen.
6. Drehen Sie die untere Kammer um 90° und platzieren Sie die mittlere Kammer oben, so dass der Knopf an der unteren Kammer in die Kerbe der mittleren Kammer gleitet.
   HINWEIS: Der Knopf an der unteren Kammer und der blaue Punkt an der mittleren Kammer befinden sich an gegenüberliegenden Enden der Baugruppe.
7. Drücken Sie vertikal nach unten, bis von jeder der Längsseiten der Baugruppe ein Klickgeräusch zu hören ist.
8. Geben Sie 160 μL serumfreies Medium in alle Vertiefungen der mittleren Kammer.
9. Stellen Sie sicher, dass ein kuppelförmiger Meniskus sichtbar ist, nachdem die Vertiefungen gefüllt wurden. Andernfalls passen Sie das endgültige Volumen basierend auf der Pipettenkalibrierung an. Vermeiden Sie die Bildung von Blasen.
10. Platzieren Sie die obere Kammer mit Elektroden nach unten auf der mittleren Kammer und stellen Sie sicher, dass die blauen Punkte auf der mittleren und oberen Kammer ausgerichtet sind.
11. Drücken Sie vertikal nach unten, bis von jeder der Längsseiten der Baugruppe ein Klickgeräusch zu hören ist.
12. Geben Sie 25-50 μL serumfreies Medium in die obere Kammer.
13. Montieren Sie die Baugruppe auf dem Zweizweck-Zellanalysator im Gewebekultur-Inkubator und warten Sie 30 Minuten, bevor Sie den Hintergrund messen.
    HINWEIS: Diese Zeit ist notwendig, um das Array auszugleichen und kann verwendet werden, um die Zelllinien vorzubereiten, die der oberen Kammer hinzugefügt werden sollen.
14. Messen Sie den Hintergrund (siehe Abschnitt 6) und legen Sie die Baugruppe wieder in die Gewebekulturhaube.
15. Fügen Sie 30.000-50.000 Zellen in 100 μL serumfreiem Medium zu jeder Vertiefung der oberen Kammer hinzu. Dies sind die Zellen, die die Elektrode erkennt, sobald sie erfolgreich durch die Membran wandern.
    HINWEIS: Um eine maximale Reaktion zu erreichen, wird empfohlen, Zellen in serumfreien oder serumarmen Medien für 6-18 h zu züchten, bevor der Assay durchgeführt wird.
16. Lassen Sie die Baugruppe 30 Minuten in der Haube stehen, bevor Sie sie zur Impedanzmessung auf dem Zweizweck-Zellanalysator montieren.

6. Hintergrund- und Impedanzmessung

1. Setzen Sie das Array in die Halterung des Dual-Purpose-Zellanalysators ein.
2. Öffnen Sie die Zellanalysator-Software und wählen Sie die zu verwendende Dockingstation aus.
3. Klicken Sie auf die Registerkarte Nachricht und stellen Sie sicher, dass Verbindungen OK angezeigt werden, um sicherzustellen, dass das Array gut in der Dockingstation platziert ist und die Elektroden gut auf die Sensoren ausgerichtet sind.
4. Klicken Sie auf die Registerkarte Testnotizen und geben Sie so viele Informationen wie möglich zum Experiment ein.
5. Klicken Sie auf die Registerkarte Layout und geben Sie die Beschreibung des Array-Layouts ein.
6. Klicken Sie auf die Registerkarte Zeitplan und fügen Sie zwei Schritte aus dem Menü Schritte hinzu. Ein Hintergrundschritt (ein Sweep) und ein Testschritt mit 100 Sweeps - ein Sweep alle 15 Minuten, insgesamt 25 h.
7. Nachdem sich das Array 30 Minuten lang im Inkubator des Zweizweck-Zellanalysators befunden hat, klicken Sie auf die Schaltfläche Wiedergabe , um die Hintergrundmessung zu starten. Ein Fenster, in dem Sie aufgefordert werden, den Ordner zum Speichern der Daten auszuwählen, wird angezeigt.
8. Nachdem die Hintergrundmessung abgeschlossen ist, entfernen Sie das Array aus der Halterung und legen Sie es wieder in die Zellkulturhaube.
9. Geben Sie Zellen in die obere Kammer, wie in Schritt 5.13 beschrieben, und bewahren Sie die Baugruppe 30 Minuten lang in der Gewebekulturhaube auf, damit sich die Zellen absetzen können.
10. Setzen Sie das Array wieder in den Dual-Purpose-Zellanalysator ein, und überprüfen Sie die Registerkarte Meldung auf die Meldung Verbindungen OK.
11. Klicken Sie auf die Schaltfläche Wiedergabe , um die Impedanzmessung zu starten.
12. Klicken Sie auf die Registerkarte Plot , um den Fortschritt des Signals zu überwachen.
13. Wenn der Endpunkt vor 25 Stunden erreicht wird, klicken Sie im Dropdown-Menü Ausführen auf den Schritt Abbrechen.
14. Um Daten zu exportieren, klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das Diagramm, wählen Sie Im Listenformat kopieren aus, und fügen Sie die Daten dann in eine Tabelle ein.
    HINWEIS: Die Daten können als Zellindex oder Deltazellindex exportiert werden. Für den Export können auch Diagramm- und/oder Layoutinformationen ausgewählt werden.

7. Ablösung und Zellabholung

1. Überwachen Sie die Migrationsrate in Echtzeit auf dem Zweizweck-Zellanalysator, um den interessierenden Haltepunkt (6-18 h) zu bestimmen.
   HINWEIS: Der Haltepunkt hängt von der Invasionsrate der Zelle ab und davon, wann ein deutliches Invasionssignal von der Negativkontrolle erreicht wird.
2. Sobald dies erreicht ist, demontieren Sie die Baugruppe aus dem Zweizweck-Zellanalysator und legen Sie sie in die Gewebekulturhaube.
3. Bereiten Sie eine angemessene Anzahl von 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen vor, um die Zellen aus den interessierenden Vertiefungen zu sammeln.
4. Legen Sie die Baugruppe in eine 10 cm große Schale, um Flüssigkeiten aufzunehmen, wenn sich die Kammern lösen.
5. Drücken Sie die flexiblen Schnappenden an der Längsseite der mittleren Kammer nach innen, bis ein Klickgeräusch zu hören ist.
6. Demontieren Sie die obere Kammer und kehren Sie sie in eine neue 10-cm-Schale um.
7. Verwenden Sie einen Zellheber mit einer 13-mm-Klinge, um die Zellen aus allen Vertiefungen zu sammeln, die den gleichen experimentellen Zustand aufweisen (z. B. Zelltyp, medikamentöse Behandlung usw.).
   HINWEIS: Entwerfen Sie den Aufbau so, dass er mindestens zwei Vertiefungen für jede experimentelle Bedingung aufweist, um eine statistisch signifikante Änderung der Negativkontrollen zu erreichen.
8. Spülen oder tauchen Sie die Klinge in 1x phosphatgepufferte Kochsalzlösung, um die Zellen in 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen zu sammeln.
9. Drehen Sie die Zellen bei 500 x g für 5 min herunter.
10. Vermehren Sie die gesammelten Zellen (siehe Abschnitt 8) oder führen Sie Endpunktanalysen wie Einzelzell-RNA-Seq durch.
    HINWEIS: Verwenden Sie für Bulk-RNA-Seq ein RNA-Extraktionskit mit niedriger Zellzahl.

8.3D Zellausbreitung und -abruf

HINWEIS: Aufgrund der geringen Anzahl der gesammelten Zellen können Sie die Zellen in 3D mit einer extrazellulären Matrix (ECM) säen, um die Lebensfähigkeit zu verbessern. Allerdings ist die 2D-Kultur an dieser Stelle auch eine Option, insbesondere wenn die verwendeten Zellen aus etablierten Zelllinien stammen.

1. Tauen Sie ein Aliquot der Basalmembranmatrix bei 4 °C über Nacht auf. Halten Sie die Basalmembranmatrix auf Eis, bis sie einsatzbereit ist.
2. Geben Sie 25 μL kalte Basalmembranmatrix in das Pellet der gesammelten lebenden Zellen und pipettieren Sie vorsichtig auf und ab, um zu mischen. Vermeiden Sie die Bildung von Blasen.
3. Fügen Sie die Zell-Basal-Membran-Matrixmischung auf den Boden einer kleinen Gewebekulturvertiefung (dh in einer 96-Well-Platte) hinzu und bilden Sie eine Kuppel. Versuchen Sie, die Wände des Brunnens nicht zu berühren. Bei 37 °C für 20 min inkubieren, bevor Sie vorsichtig 100 μL Medien tropfenweise hinzufügen.
4. Um Zellen zu gewinnen, aspirieren Sie das Medium und fügen Sie 100 μL Dispase zu jedem Well hinzu.
5. Inkubieren Sie bei RT für 10 Minuten und pipettieren Sie gelegentlich auf und ab.
6. Die Zellen und die gelöste Basalmembranmatrix werden in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen überführt. Fügen Sie 1 ml 1x PBS hinzu, drehen Sie bei 300 x g für 5 Minuten und entfernen Sie den Überstand. Wiederholen Sie die Wäsche einmal.
7. Aspirieren Sie den Überstand. Teilen Sie die Zellen im Pellet auf oder führen Sie eine Endpunktanalyse durch.

Results

Unter Verwendung des neu entwickelten Dreikammer-Arrays wurde die Invasion der Zellen in Gegenwart oder Abwesenheit von Stromazellen wie Fibroblasten getestet. Die MDA-MB-231-Zellinvasion wurde verstärkt, als bestrahlte Schweizer 3T3-Fibroblasten (J2-Stamm) in der Bodenkammer ausgesät wurden, was den Austausch von Faktoren zwischen den beiden Zelllinien ermöglichte. Interessanterweise nahm die MDA-MB-231-Invasion zu, wenn die Anzahl der 3T3-J2-Zellen verdoppelt wurde (Abbildung 3A). Auf der ...

Discussion

Wir haben das Design eines Zweikammer-Arrays modifiziert, um eine dritte Kammer zur Überwachung der Zellinvasion in Echtzeit in Gegenwart von Stromazellen aufzunehmen. Wir haben deutliche Auswirkungen von kokultivierten Fibroblasten auf invasive und nicht-invasive Krebszellen beobachtet, was darauf hindeutet, dass das Array verwendet werden kann, um zwischen Krebszellsubpopulationen zu unterscheiden, die unterschiedlich auf Faktoren reagieren, die von kokultivierten Stromazellen produziert werden. Das Array wurde auch ve...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,05 % Trypsin-EDTA	Thermofisher	25300-054
Klebstoff	Norland Optischer Klebstoff	NOA63
Rinderserumalbumin (BSA)	Sigma	A9418
Zellheber	Sarstedt	83.1832
Choleratoxin aus Vibrio cholerae	Thermofisher	12585-014
CIM-Platte	Agilent	5665817001	Zellanalysator Platte
Kollagenase aus Clostridium histolyticum	Sigma	C0130
Dispase	StemCell	7913
DMEM	Thermofisher	11995-065
DMEM-F12	Thermofisher	11875-093
Fötales Rinderserum (FBS), hitzeinaktiviert	Omega Scientific	FB-12
HEPES	Thermofisher	15630106
Pferdeserum (HS)	Gibco	16050-122
EGF Human	Peprotech	AF-100-15
Endothelische Zellen der Nabelvene (HUVEC)	LONZA (RRID:CVCL_2959)	C-2517A
HUVEC media	LONZA	CC-3162
Hydrocortison	Sigma	H4001
Insulintransferrin Selenethanolamin (ITSX) (100x)	Thermofisher	51500056
Insulin, human rekombinant, Zink Lösung	Sigma	C8052
J2 Fibroblasten	Stammzelle (RRID:CVCL_W667)	100-0353
LymphoPrep	Stammzelle	7851	Dichtegradientenmedium für die Isolierung mononukleärer Zellen
Matrigel	Corning	354230	Basalmembran-Matrix
MCFDCIS.com Zellen ( DCIS)	RRID:CVCL_5552
MDA-MB-231 Zellen	RRID:CVCL_0062
Fräsmaschine			Bridgeport Serie 1 Vertikal
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (1x)	Thermofisher	10010049
Polyethersulfon ( PES)-Membran	Sterlitech	PCTF029030
Erythrozyten-Lyselösung	Stammzelle	7800
RNeasy Micro Kit	Qiagen	74004
RTCA DP-Analysator	Agilent	3X16	Dual-Purpose-Zellanalysator
Trypsin	Sigma	T4799